Name: quantitative and qualitative method for sphingomyelin by lc-ms using two stable isotopically labeled sphingomyelin species
Uploaded: 2018-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Quantitative and Qualitative Method for Sphingomyelin by LC-MS Using Two Stable Isotopically Labeled Sphingomyelin Species at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par une subvention de recherche du ministère de l’Education, Culture, Sports, Science et technologie du Japon (KAKENHI) à K.H. (#15 K 01691), Y.F. (#15 K 08625), K.Y. (#26461532) et une subvention pour l’étude de morbidité insolubles du ministère de Health, Labour and Welfare (K.Y. #201510032A). Nous remercions le groupe Edanz (www.edanzediting.com/ac) pour l’édition d’un projet de ce manuscrit.

Consulter toutes les fiches signalétiques (FS) avant utilisation. Porter des gants pour minimiser la contamination des échantillons de peau dérivés SM. Le présent protocole a été appliqué aux cellules HeLa cultivées dans un milieu essentiel minimum d’aigle additionné de 10 % sérum fœtal (SVF), 2 mM L-glutamine, 1 000 U/L la pénicilline et streptomycine 100 mg/L.
1. préparation des échantillons de lipides
Remarque : Il est important que toute la verrerie y compris les tubes à essai avec bouchons à vis téflon sans tensioactifs.
<ol><li>Extraction de la fraction lipidique totale de l’homogénat de cellule à l’aide de la méthode7 Bligh & Dyer<ol>
<li>Supprimer la culture (ou conditionné) médias de la culture de tissu de 10 cm plat et rincer deux fois avec 6 mL de PBS glacée.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de PBS glacée dans le récipient de culture de tissu de 10 cm la pipette P1000. Récolter les cellules avec racleurs de cellule et recueillir dans des tubes en plastique siliconées de 2,0 mL.</li>
		<li>Après centrifugation (1 000 × g, 5 min, 4 ° C), retirer le surnageant par une pipette P1000.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de méthanol. Vortex tubes brièvement et laisser agir à 200 W pendant 5 min dans un sonicateur bain-type. Remarque : Réglez le niveau d’eau dans un sonicateur de bain de type afin que le culot cellulaire est homogénéisé efficacement.</li>
		<li>Transférer l’homogénat de cellule dans le méthanol pipette dans des éprouvettes (13 x 100 mm) avec bouchons à vis recouverts de téflon.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de méthanol, 1 mL de chloroforme, 0,8 mL d’eau bidistillée et 50 µL de 10 µmol/L de d18:1 standard interne /(D31)-16:0 SM dans chaque tube à essai.</li>
		<li>Tubes à essai vortex vigoureusement pendant 5 min à température ambiante. Remarque : À ce stade, une seule phase (chloroforme/méthanol/eau = 0,8/2/1 (v/v/v)) est formé.</li>
		<li>Ajouter 1 mL de chloroforme et 1,0 mL d’eau bidistillée.</li>
		<li>Tubes vortex vigoureusement à 2 500 tr/min pendant 5 min à température ambiante. Remarque : À ce stade, l’humeur aqueuse (en haut) et organique phase (en bas) est séparé.</li>
		<li>Après centrifugation (2 150 × g, 5 min, 25 ° C), collecter et transférer la phase inférieure dans des tubes de verre jetable (phase initiale inférieure). Remarque : Recueillir la phase inférieure à l’aide d’une pipette Pasteur et un filtre de sécurité pipette. Introduire l’embout de la pipette dans la phase inférieure, squeeze la petite ampoule à côté de la vanne « E » pour livrer la phase supérieure et interfaciale peluches à l’intérieur de l’embout de la pipette et ensuite siphonner la phase inférieure dans la pipette.</li>
		<li>Ajouter 2 mL de chloroforme dans les tubes à essai et vortex les tubes vigoureusement à 2 500 tr/min pendant 5 min à température ambiante suffisamment mélanger avec la phase supérieure et peluches interfaciale.</li>
		<li>Après centrifugation (2 150 × g, 5 min, 25 ° C), collecter et transférer la phase inférieure modifiée dans les tubes de verre jetable avec la phase initiale inférieure telle que décrite à l’étape 1.1.10.</li>
		<li>Placer les tubes de verre sous un courant d’azote et de supprimer complètement les solvants organiques dans la phase inférieure collectée.</li>
		<li>Reconstituer les échantillons avec 500 µL de méthanol ou d’éthanol, filtrer avec un filtre de 0,02 µm et stocker dans des flacons en verre à-20 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparation des échantillons pour construire la courbe d’étalonnage et de validation de la méthode<ol>
<li>Ajouter 50 µL de 0,1, 0,5, 1, 5, 10 ou 50 µmol/L de composé standard (d18:1 /(D9)-18:1 SM) dans des éprouvettes avec capuchons de téflon.</li>
		<li>Ajouter l’homogénat cellulaire dans chaque tube à essai et ajoute 1 mL de méthanol. Remarque : La quantité d’homogénat cellulaire comme une matrice varie en fonction de chaque expérience. Si l’espèce SM dans des échantillons provenant de cellules dans une boîte de Petri de 10 cm est systématiquement analysés, le montant de l’homogénat cellulaire dans chaque tube à essai devrait être proche de celle des cellules dans une boîte de Petri de 10 cm.</li>
		<li>Extraire la fraction lipidique total tel que décrit dans les étapes 1.1.6-1.1.14.</li>
		<li>Préparer les (QC) échantillons de contrôle de qualité pour la validation de la méthode décrite dans les étapes 1.2.1-1.2.3. Préparer les trois échantillons QC avec différentes concentrations de composé standard (d18:1 /(D9)-18:1 SM) : un délai de 3 x la limite inférieure de la courbe d’étalonnage (QC-basse, QC-L), un près du Centre (QC-middle, QC-M) et l’autre près de la limite supérieure de la courbe d’étalonnage (QC-haute, QC-H).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. SM analyse par LC-ESI-MS/MS
<ol><li>Préparation de la phase mobile<ol>
<li>Mélanger les solvants (acétonitrile/méthanol/FD2O = 1/2/2 (v/v/v) pour la phase aqueuse et l’isopropanol pour la phase organique) en bouteilles avec bouchons à vis téflon en verre et laisser agir pendant 5 min dans un sonicateur bain-type.</li>
		<li>Ajouter de l’acide formique (concentration finale 26,4 mmol/L) et NH4OH (14,9 mmol/L) dans chaque phase mobile.</li>
	</ol></li>
	<li>Analyse qualitative du SM par LC-ESI-MS3<ol>
<li>Activer le système de chromatographie liquide (HPLC) haute performance, mettre les tubes d’entrée dans les bouteilles en verre qui contiennent des phases mobiles et purger les lignes HPLC. Une colonne HPLC C18 (longueur de 100 mm × 1,5 mm i.d., particule taille 3,0 µm) un lien vers le système de CLHP, maintenir la température dans le four à colonne à 50 ° C et conditionner la colonne avec la phase mobile aqueuse à 100 µL/min. Placer les échantillons dans un rack d’échantillon dans l’autosampl cateur.</li>
		<li>Définissez les paramètres du quadripôle linéaire piège à ions spectrométrie de masse système pour MS3 analyse figurant dans le tableau 1 et tableau 2 ainsi que le précurseur de la première et la deuxième les ions des espèces d’intérêt SM et triple quadripôle.<ol>
<li>Double-cliquez sur l’icône du logiciel d’acquisition de données, double-cliquez sur la « Configuration matérielle », sélectionnez « LC + QTRAP4500 + Valve » et cliquez sur « Activer le profil ».</li>
			<li>Créez un sous-dossier en cliquant sur « Nouveau sous-projet » et « OK ».</li>
			<li>Cliquez sur l’onglet « fichier », sélectionnez « Nouveau » et sélectionnez « Méthode de l’Acquisition » et « OK ». Cliquez sur l’icône « Mass Spec » et « MS » onglet sélectionner Scan type comme « MS/MS/MS (MS3) », analyse taux comme 10 000 Da/s, la polarité comme « Négatif » et « Duration » en tout temps être analysée (min). La valeur m/z « Débutent (Da) » et « Stop (Da) » comme la gamme à numériser. La valeur m/z des ions précurseurs de 1ère et 2ème de la cible des espèces d’intérêt SM. Remarque : Pour analyser les multiples espèces de SM, mettez en surbrillance le '-MS3' icône, faites un clic droit, sélectionnez « Copier cette expérience » et puis mettre les m/z des 1er et 2e ions précurseurs d’autres espèces de SM.</li>
			<li>Sélectionnez l’onglet « Avancé MS » et définir chaque paramètre comme suit : mode de balayage comme « Profil », taille d’étape que 0,12 (Da), résolution Q1 et Q3 « Unité » et « Éclairée », respectivement, seuil d’intensité dans le temps de réglage 0, 50 (ms), Pause entre les plages de massives que 1,5 ms, sélectionnez ' Dynamic remplir le temps ', barrière à l’entrée Q3 8 V et temps d’Excitation que 25 ms.</li>
			<li>Cliquez sur le bouton « Modifier les paramètres » dans l’onglet « MS » et sélectionnez « Source/gaz » onglet réglez les paramètres du gaz de Rideau, gaz de collision, ionspray tension, température, ion source gaz1 et gas2 comme indiqué au tableau 1. Puis sélectionnez l’onglet « Compound ». Réglez les paramètres de la declustering potentiel, potentiel d’entrée, énergie de collision, énergie d’excitation et énergie de collision se propager comme figurant au tableau 2.</li>
			<li>Mettez en surbrillance « Vanne intégrée de Valco » et sélectionnez « nom de Position pour l’étape 0' a et définissez « B » comme position pour total temps min 5,0. Aussi la valeur « A » comme position pour total temps 70,0 min.</li>
			<li>Mettez en surbrillance « Système de Shimadzu LC ». Sélectionnez l’onglet « Pompe » et mode de pompage comme débit binaire, le débit total 0,28 mL/min, et maximum de limites de pression comme 20,0 MPa. Sélectionnez l’onglet « Échantillonneur automatique » et régler le volume de rinçage comme 200 µL, needle AVC comme 52 mm, vitesse 35 µL/s de rinçage, dégustation de vitesse 5,0 µL/s, purge temps que 25,0 min, rincer temps trempette comme 5 s et le mode de rinçage comme « Avant et après aspiration ».<ol>
<li>En outre, permettre au groupe refroidisseur, régler la température plus froide que 4 ° C et la course de l’aiguille contrôle flacon comme mm 52. Sélectionnezl ' onglet « Four », activer le four et régler la température du four et la température maximale 50 ° C et 85 ° C, respectivement.</li>
				<li>Sélectionnez l’onglet « Controller » et cochez la case « Sous tension ». Sélectionnez l’onglet « Programme » et définissez les gradients de solvants comme suit : solvants A / B à un ratio de 100/0 pendant 5 min, programme des altérations linéaires à 80/20 pendant 4 min, 35/65 pendant 50 min et à 25/75 pendant 1 min après , tenez-les à 25/75 pendant 10 min, puis linéairement à 100/0 pendant 4 min. Puis enregistrez la méthode.</li>
			</ol>
</li>
		</ol>
</li>
		<li>Créer le fichier de commandes<ol>
<li>Double-cliquez sur l’icône « Construire Acquisition lot », cliquez sur « Ajouter Set », « Ajouter des Samples », définissez le nombre de nouveaux échantillons, puis cliquez sur « OK ».</li>
			<li>Cliquez sur le bouton "Method Editor" et sélectionnez la méthode à utiliser. Si plusieurs méthodes sont utilisées dans un fichier de commandes, cochez la case « Utiliser plusieurs méthodes » et sélectionnez la méthode d’acquisition pour chaque échantillon. Renommer « Nom de l’échantillon », définir le nombre approprié de « Position flacon » et précisez le montant du volume d’injection. Puis enregistrez le fichier de commandes.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Se procurer le produit de3 MS spectres des espèces d’intérêt SM par LC-ESI-MS3 analyse<ol>
<li>Sélectionnez l’onglet « Soumettre » dans le fichier de commandes, sélectionnez la ligne des échantillons à analyser et cliquez sur le bouton « Soumettre ».</li>
			<li>Cliquez sur la '' vue que ', « Stabiliser » icône, sélectionnez la méthode d’acquisition à servir, régler l’heure que 1 min et cliquez sur « OK ».</li>
			<li>Désactiver « Instrument de réserve pour Tuning » en cliquant sur l’icône correspondante. Puis exécuter la séquence de traitement par lots en cliquant sur l’icône « Échantillon de commencer ».</li>
		</ol>
</li>
		<li>Assignez à chaque MS3 spectres ion produit du SM en comparant la masse de facturer ratio (m/z) du produit spectres et la masse exacte de le SPHINGOÏDES LCB et N-groupement acyle d’intérêt. Déterminer le nombre de carbones et de doubles liaisons dans la SPHINGOÏDES LCB et N-groupement acyle selon les ions produits correspondants.<ol>
<li>Confirmez que le dossier de sous-projet approprié est sélectionné, puis double-cliquez sur l’icône « Open Data File » et prélever des échantillons à analyser. Faites glisser la pointe dans le chromatogramme pour chaque cible espèces SM et puis double-cliquez sur. Les obtenus spectres MS3 produit ion au sein de la zone déplacée seront présentés.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Analyse quantitative du SM par LC-ESI-MS/MS<ol>
<li>Définir les phases mobiles et colonne CLHP comme indiqué au point 2.1 et 2.2.1.</li>
		<li>Définissez les paramètres de la triple quadripôle et quadripôle linéaire piège à ions système de spectrométrie de masse pour plusieurs réaction suivi analyse (MRM), telles qu’énumérées dans le tableau 1 et tableau 2.<ol>
<li>Effectuer les procédures comme indiqué au point 2.2.2.1 et 2.2.2.2.</li>
			<li>Cliquez sur l’onglet « fichier », sélectionnez « Nouveau » et sélectionnez « Méthode de l’Acquisition » et « OK ». Cliquez sur l’icône « Mass Spec » et « MS » onglet sélectionner Scan type comme « MRM », polarité comme « Positif ». Comme tout le temps d’analyser la valeur « Duration ». Définir la m/z de [M + H]+ et 184 comme « Masse de Q1 (Da) » et « Masse Q3 (Da) » de la cible des espèces de SM d’intérêt, respectivement. Définir « Temps » comme 10 ms et « ID » comme nom de la cible espèces SM.</li>
			<li>Sélectionnez l’onglet « Avancé MS » et définir chaque paramètre comme suit : les deux de la résolution Q1 et Q3 comme « Cible », seuil d’intensité comme 0, réglage heure 0 (ms) et de Pause entre les plages de massives comme 5 ms.</li>
			<li>Cliquez sur le bouton « Modifier les paramètres » dans l’onglet « MS » et sélectionnez l’onglet « Source/essence ». Placez le paramètre de gaz de Rideau, gaz de collision, ionspray tension, température, ion source gaz1 et gas2 comme indiqué au tableau 1. Sélectionnez ensuite l’onglet « Aliments composés » mettre les paramètres de declustering potentiel, potentiel d’entrée, énergie de collision et collision cellule sortie potentiel telles qu’énumérées dans le tableau 2.</li>
			<li>Placez la vanne comme indiqué au point 2.2.2.6.</li>
			<li>Définir la condition de LC tel que décrit à l’étape 2.2.2.7. Puis enregistrez la méthode.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Créer le fichier de commandes comme indiqué au point 2.2.3.</li>
		<li>Obtenir les données MRM de chaque espèce de SM par analyse LC-ESI-MS/MS comme indiqué au point 2.2.4.</li>
		<li>Traiter les données MRM à l’aide du logiciel d’intégration de données et d’obtenir les données de l’aire des pics pour le chromatogramme de l’extrait d’ion de chaque espèce de SM.<ol>
<li>Double-cliquez sur l’icône du logiciel d’intégration de données dans l’analyse quantitative, cliquez sur l’onglet « Modifier » et sélectionnez l’utilisateur intégration par défaut. Gaussienne de largeur lisse comme 1,0 point, puis cliquez sur « OK ». Cliquez sur l’onglet « Modifier » et sélectionnez « Nouvelle Table de résultats ». Sélectionner l’échantillon à s’intégrer, cliquez sur un bouton fléché et cliquez sur « Suivant ». Sélectionnez « Créer Nouvelle méthode », le nom de la méthode de la valeur et cliquez sur « Suivant ». Cliquez sur « Suivant » et cochez la case de d18:1 /(D31)-16:0 SM en l’État, cliquez sur « Suivant », puis cliquez sur « Terminer ».</li>
			<li>Cliquez sur « Affiche la revue PIC » et confirmez que les pics du chromatogramme sont dûment reconnus. Il est à noter que le temps de rétention de d18:1 /(D31)-16:0 SM est généralement plus petit par ~ min 0,3 par rapport à celle de la SM de 34-1 (habituellement se compose de d18:1 / 16:0 SM).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Quantifier à chaque espèce de SM selon le ratio de la crête de chaque espèce de SM à la d18:1 /(D31)-16:0 étalon interne SM.<ol>
<li>Cliquez sur l’onglet « Fichier », sélectionnez « Exporter », sélectionnez « Tableau des résultats », de confirmer le format « MultiQuant », colonnes, comme « Exporter toutes les colonnes », rangées comme « Toutes les lignes sauf celles explicitement dissimulées à l’exportation », puis cliquez sur « OK ».</li>
			<li>Ouvrez le fichier exporté dans le logiciel Excel. Normaliser la zone de la cible espèces SM de la zone de IS (d18:1 /(D31)-16:0 SM). Puis multiplier par la quantité théorique de l’IS de l’échantillon injecté pour calculer le montant de cible espèces SM dans l’échantillon injecté.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Construire la courbe d’étalonnage<ol>
<li>Obtenir les données MRM de d18:1 /(D9)-18:16-/(D31) SM et d18:1 1:0 SM dans les échantillons pour construire la courbe d’étalonnage par analyse LC-ESI-MS/MS, comme décrit dans l’étape 2.3.1-2.3.4.</li>
		<li>Obtenir les données de la surface du pic de d18:1 /(D9)-18:16-/(D31) SM et d18:1 1:0 SM comme indiqué au point 2.3.5.</li>
		<li>Calculer la quantité de d18:1 /(D9)-18:1 SM dans l’échantillon injecté comme décrit dans étape 2.3.6.</li>
		<li>Construire la courbe de tendance, en définissant les axes x et y que le montant nominal et calculez le montant des d18:1 /(D9)-18:1 SM et obtenir la formule de courbe de tendance.</li>
	</ol></li>
	<li>Validation de la méthode quantitative à l’aide du logiciel Excel<ol>
<li>Pour la validation de la méthode, quantifier la quantité de d18:1 /(D9)-18:16-/(D31) SM et d18:1 1:0 SM dans le QC échantillons en analysant chaque QC goûter au moins trois fois en 1 jour et répéter au moins 3 jours, tel que décrit dans l’étape 2.3.1-2.3.4.</li>
		<li>Obtenir les données de zone maximale et calculer le montant de d18:1 /(D9)-18:1 SM dans l’échantillon injecté comme décrit dans étape 2.3.5 et 2.3.6.</li>
		<li>Selon la courbe d’étalonnage obtenue, calculer le montant de d18:1 /(D9)-18:1 SM dans l’échantillon injecté.</li>
		<li>Évaluation de la précision<ol>
<li>Calculer la moyenne et l’écart type d’un montant de d18:1 /(D9)-18:1 SM obtenu à l’étape 2.5.3 sur le dataset de la journée-intra et inter-jour à l’aide du logiciel Excel.</li>
			<li>La moyenne obtenue à l’étape 2.5.4.1 est divisée par l’écart-type et exprimée en %.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Évaluation de précision<ol>
<li>Calculez la précision de chaque donnée comme suit : [(Le montant calculé obtenu à l’étape 2.5.3.) / (Montant nominal) - 1] × 100(%)</li>
			<li>Calculer la moyenne de la valeur absolue de la précision sur le dataset de l’intra et inter-jours.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Dans la présente méthode qualitative, nous avons obtenu MS3 ions produits un CCP et un N-groupement acyle. Il est essentiel d’affecter correctement un SPC tant un N-groupement acyle. À cette fin, il convient de noter que les autres molécules contenant de phosphorylcholine peuvent également être détectés sous forme d’ions de produit3 MS. Diacyl-phosphatidylcholine (PC) et plasmalogène-PC sont abondamment présents dans les cellules de mammifères et leur hydrophobicité...

Sphingomyéline (SM) est un SPHINGOLIPIDE commune dans les cellules de mammifères. SM est synthétisée dans les cellules1 et présent comme un précurseur pour les autres sphingolipides comme une sphingosine-1-phosphate et un céramide, qui ont un rôle crucial en immunitaire cellulaire traite et barrière l’homéostasie, respectivement2, de la peau 3. Ainsi, l’analyse précise du métabolisme SM est importante pour élucider les rôles physiologiques et pathologiques des sphingolipides.
SM est composé d’un céramide et une phosphorylcholine qui est liée au groupe hydroxy-1 de la céramide, qui regroupe plus d’une sphingosine et un N-groupement acyle. Une variété du nombre de carbone et la double liaison dans la sphingosine et N-groupement acyle résulte en l’espèce nombre de céramide (et SM). Les progrès récents dans LC-ESI-MS/MS a permis une analyse quantitative et qualitative des SM4,5. Dans l’analyse qualitative, le nombre de carbone et de doubles liaisons d’un SPHINGOÏDES LCB de SM a été identifiés en assignant des spectres ion produit de LCB. Cependant, information structurale de la N-groupement acyle ne provient pas directement car ses ions produit correspondant n’a été signalées et par conséquent N-groupements acyles sont déduites par l’analyse différentielle entre les ions précurseurs et ions produits correspondant à la LCB dans les deux modes d’ions positifs et négatifs4,5. Dans ce rapport, nous présentons une méthode pour détecter les ions produit de LCB et N-groupement acyle simultanément en mode de3 MS à l’aide de triple quadripôle et spectrométrie de masse linéaire piège ionique quadripolaire, qui facilite la construction précise spéculation de chaque espèce de SM6.
Les effets de suppression (ou amélioration) ion causées par la matrice dans des échantillons biologiques entravent la quantification précise dans l’analyse de LC-ESI-MS, et par conséquent, il est souhaitable de construire les courbes d’étalonnage pour tous les analytes d’intérêt dans la matrice identique de l’échantillon biologique. Toutefois, cette stratégie n’est pas possible car il est presque impossible de préparer toutes les espèces de SM dans des échantillons biologiques, en particulier dans l’analyse complète. Ainsi, il est pratique de construire une courbe d’étalonnage et déterminer l’échelle quantitative à l’aide d’une espèce représentative de SM dopée dans les échantillons biologiques. Nous avons utilisé deux espèces de SM isotopiquement étiquetés pour établir une courbe d’étalonnage ; a été utilisé pour un étalon interne et l’autre pour un standard composé. Nous avons détecté une petite quantité d’espèces de SM isotopiquement étiquetés comme un composé standard dopés dans des échantillons biologiques et a réussi à obtenir une courbe d’étalonnage et le quantitatif rang6.

<table><tbody><tr><td>PBS</td><td>ThermoFisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>100 mm tissue culture dish</td><td>IWAKI</td><td>3020-100</td><td></td></tr><tr><td>Cell scraper</td><td>IWAKI</td><td>9000-220</td><td></td></tr><tr><td>Siliconized 2.0 mL tube</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-681-321</td><td></td></tr><tr><td>Test tube</td><td>IWAKI</td><td>TST SCR 16-100</td><td></td></tr><tr><td>Teflon-lined screw cap</td><td>IWAKI</td><td>9998CAP415-15</td><td></td></tr><tr><td>Disposable glass tube</td><td>IWAKI</td><td>9832-1310</td><td></td></tr><tr><td>CAPCELL PAK C18 ACR 3 &amp;micro;m 1.5 mm I.D. x 100 mm</td><td>Shiseido</td><td>92223</td><td>Guard cartridge is inserted into cartridge holder, and linked to C18 column</td></tr><tr><td>CAPCELL C18 MGII S-3 2.0 mm x 10 mm GUARD CARTRIDGE</td><td>Shiseido</td><td>12197</td><td></td></tr><tr><td>Cartridge holder</td><td>Shiseido</td><td>12415</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitrile</td><td>Wako</td><td>018-19853</td><td></td></tr><tr><td>2-Propanol (Isopropyl Alcohol)</td><td>Wako</td><td>161-09163</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Wako</td><td>134-14523</td><td></td></tr><tr><td>Formic acid</td><td>Wako</td><td>066-00466</td><td></td></tr><tr><td>28% Ammonia water</td><td>Wako</td><td>016-03146</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator (bath type)</td><td>SHARP</td><td>UT-206H</td><td></td></tr><tr><td>Vortex mixer for glass test tube</td><td>TAITEC</td><td>Mix-EVR</td><td></td></tr><tr><td>1.4 mL glass vial</td><td>Tomsic</td><td>500-1982</td><td>Samples are stored in 1.4 mL glass vial sealed with screw cap and 8 mm septum at -20&amp;deg;C</td></tr><tr><td>8 mm septum</td><td>Tomsic</td><td>200-3322</td><td>When samples are analyzed, screw caps are replaced with screw caps with slit septum</td></tr><tr><td>Screw cap for 1.4 mm glass vial</td><td>Tomsic</td><td>500-2762</td><td></td></tr><tr><td>Screw cap with slit septum</td><td>Shimadzu GLC</td><td>GLCTV-803</td><td></td></tr><tr><td>PVDF 0.22 &amp;micro;m filter</td><td>Millipore</td><td>SLGVR04NL</td><td></td></tr><tr><td>Triple quadrupole and quadrupole linear ion trap mass spectrometry</td><td>SCIEX</td><td>QTRAP4500</td><td></td></tr><tr><td>The software for data acquisition and analysis of product ion spectra</td><td>SCIEX</td><td>Analyst</td><td></td></tr><tr><td>The software for data integration in quantitative analysis</td><td>SCIEX</td><td>MultiQuant</td><td></td></tr><tr><td>HPLC system</td><td>Shimadzu</td><td>Nexera</td><td></td></tr><tr><td>Glass bottle</td><td>Sansyo</td><td>85-0002</td><td></td></tr><tr><td>d18:1/24:0 sphingomyelin</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>860592P</td><td></td></tr><tr><td>Sphingosylphosphorylcholine</td><td>Merck</td><td>567735</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>ThermoFisher&amp;nbsp;</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>ThermoFisher&amp;nbsp;</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin and streptomycin</td><td>Sigma</td><td>P4333</td><td></td></tr><tr><td>Eagle&amp;rsquo;s minimum essential medium</td><td>Sigma</td><td>M4655</td><td></td></tr></tbody></table>

quantitative and qualitative method for sphingomyelin by lc-ms using two stable isotopically labeled sphingomyelin species

Nous présentons une méthode d’analyse de sphingomyéline (SM) qualitativement et quantitativement par chromatographie en phase liquide-electrospray ionisation-spectrométrie de masse (LC-ESI-MS/MS). SM est un SPHINGOLIPIDE commun composé d’une phosphorylcholine et un céramide, appelé le composant hydrophile et hydrophobe, respectivement. Un certain nombre d’espèces de SM est présent dans les cellules de mammifères en raison d’une variété de la SPHINGOÏDES longue chaîne base (LCB) et un N-groupement acyle dans la céramide. Dans ce rapport, nous montrons une méthode d’estimation du nombre de carbone et des doubles liaisons dans une lame et un N-groupement acyle issu de leurs ions correspondants du produit dans les expériences de MS/MS/MS (MS3). En outre, nous présentons une méthode d’analyse quantitative pour SM en utilisant deux stable isotopiquement étiquetés SM espèces, qui facilite la détermination la plage utilisée dans la quantification de la SM. La présente méthode sera utile pour la caractérisation de diverses espèces de SM dans des échantillons biologiques et les produits industriels tels que les cosmétiques.

Synthétisés chimiquement d18:1 / 24:0 cm (Figure 1A) et d18:1 / 24:0 SM dans des échantillons de lipides extraits de cellules HeLa (Figure 1B) ont été analysés par LC-ESI-MS3 employant [M + HCOO]– et [M-CH3]- sous forme d’ions précurseurs de première et seconde, respectivement. Notez que l’intensité du spectre de déméthylé-sphingosylph...

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Quantitative and Qualitative Method for Sphingomyelin by LC-MS Using Two Stable Isotopically Labeled Sphingomyelin Species

Méthode quantitative et Qualitative de sphingomyéline par LC-MS à l’aide de deux Stable isotopiquement étiquetés sphingomyéline espèces

Ici, nous présentons un protocole pour quantifier et qualifier chaque espèce de sphingomyéline multiple réaction sous contrôle et le mode MS/MS/MS, respectivement.

We present a method of analyzing sphingomyelin (SM) qualitatively and quantitatively by liquid chromatography-electrospray Ionization-tandem mass ...

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

9.7K vues.  Teikyo University. Ici, nous présentons un protocole pour quantifier et qualifier chaque espèce de sphingomyéline multiple réaction sous contrôle et le mode MS/MS/MS, respectivement.

Vidéo: Quantitative and Qualitative Method for Sphingomyelin by LC-MS Using Two Stable Isotopically Labeled Sphingomyelin Species

Cellular Lipid Extraction for Targeted Stable Isotope Dilution Liquid Chromatography-Mass Spectrometry Analysis

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including numerous stereoisomers1,2. These metabolites can be formed from free or esterified fatty acids. Many of these oxidized metabolites have biological activity and have been implicated in various diseases including cardiovascular and neurodegenerative diseases, asthma, and cancer3-7. Oxidized bioactive lipids can be formed enzymatically or by reactive oxygen species (ROS). Enzymes that metabolize fatty acids include cyclooxygenase (COX), lipoxygenase (LO), and cytochromes P450 (CYPs)1,8. Enzymatic metabolism results in enantioselective formation whereas ROS oxidation results in the racemic formation of products.
While this protocol focuses primarily on the analysis of AA- and some LA-derived bioactive metabolites; it could be easily applied to metabolites of other fatty acids. Bioactive lipids are extracted from cell lysate or media using liquid-liquid (l-l) extraction. At the beginning of the l-l extraction process, stable isotope internal standards are added to account for errors during sample preparation. Stable isotope dilution (SID) also accounts for any differences, such as ion suppression, that metabolites may experience during the mass spectrometry (MS) analysis9. After the extraction, derivatization with an electron capture (EC) reagent, pentafluorylbenzyl bromide (PFB) is employed to increase detection sensitivity10,11. Multiple reaction monitoring (MRM) is used to increase the selectivity of the MS analysis. Before MS analysis, lipids are separated using chiral normal phase high performance liquid chromatography (HPLC). The HPLC conditions are optimized to separate the enantiomers and various stereoisomers of the monitored lipids12. This specific LC-MS method monitors prostaglandins (PGs), isoprostanes (isoPs), hydroxyeicosatetraenoic acids (HETEs), hydroxyoctadecadienoic acids (HODEs), oxoeicosatetraenoic acids (oxoETEs) and oxooctadecadienoic acids (oxoODEs); however, the HPLC and MS parameters can be optimized to include any fatty acid metabolites13.
Most of the currently available bioanalytical methods do not take into account the separate quantification of enantiomers. This is extremely important when trying to deduce whether or not the metabolites were formed enzymatically or by ROS. Additionally, the ratios of the enantiomers may provide evidence for a specific enzymatic pathway of formation. The use of SID allows for accurate quantification of metabolites and accounts for any sample loss during preparation as well as the differences experienced during ionization. Using the PFB electron capture reagent increases the sensitivity of detection by two orders of magnitude over conventional APCI methods. Overall, this method, SID-LC-EC-atmospheric pressure chemical ionization APCI-MRM/MS, is one of the most sensitive, selective, and accurate methods of quantification for bioactive lipids.

This protocol will demonstrate the extraction and analysis of free and esterified bioactive fatty acids from cells. Fatty acids are accurately quantified using stable isotope dilution, chiral liquid chromatography, electron capture atmospheric chemical ionization multiple reaction monitoring mass spectrometry (SID-LC-ECAPCI-MRM/MS).

L&#39;extraction des lipides cellulaires pour ciblées dilution isotopique stable analyse de spectrométrie de masse chromatographie liquide-

The metabolism of fatty acids, such as arachidonic acid (AA) and linoleic acid (LA), results in the formation of oxidized bioactive lipids, including ...

Recherche

Bio-ingénierie

Lipid Droplet Isolation for Quantitative Mass Spectrometry Analysis

Lipid droplets are vital to the replication of a variety of different pathogens, most prominently the Hepatitis C Virus (HCV), as the putative site of virion morphogenesis. Quantitative lipid droplet proteome analysis can be used to identify proteins that localize to or are displaced from lipid droplets under conditions such as virus infections. Here, we describe a protocol that has been successfully used to characterize the changes in the lipid droplet proteome following infection with HCV. We use Stable Isotope Labeling with Amino Acids in Cell Culture (SILAC) and thus label the complete proteome of one population of cells with &#34;heavy&#34; amino acids to quantitate the proteins by mass spectrometry. For lipid droplet isolation, the two cell populations (i.e.&#160;HCV-infected/&#34;light&#34; amino acids and uninfected control/&#34;heavy&#34; amino acids) are mixed 1:1 and lysed mechanically in hypotonic buffer. After removing the nuclei and cell debris by low speed centrifugation, lipid droplet-associated proteins are enriched by two subsequent ultracentrifugation steps followed by three washing steps in isotonic buffer. The purity of the lipid droplet fractions is analyzed by western blotting with antibodies recognizing different subcellular compartments. Lipid droplet-associated proteins are then separated by SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE) followed by Coomassie staining. After tryptic digest, the peptides are quantified by liquid chromatography-electrospray ionization-tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS). Using this method, we identified proteins recruited to lipid droplets upon HCV infection that might represent pro- or antiviral host factors. Our method can be applied to a variety of different cells and culture conditions, such as infection with pathogens, environmental stress, or drug treatment.

Lipid droplets are important organelles for the replication of several pathogens, including the Hepatitis C Virus (HCV). We describe a method to isolate lipid droplets for quantitative mass spectrometry of associated proteins; it can be used under a variety of conditions, such as virus infection, environmental stress, or drug treatment.

Isolation Lipid Droplet pour l&#39;analyse quantitative de spectrométrie de masse

Lipid droplets are vital to the replication of a variety of different pathogens, most prominently the Hepatitis C Virus (HCV), as the putative site of ...

Biochimie

LC-MS Analysis of Human Platelets as a Platform for Studying Mitochondrial Metabolism

Perturbed mitochondrial metabolism has received renewed interest as playing a causative role in a range of diseases. Probing alterations to metabolic pathways requires a model in which external factors can be well controlled, allowing for reproducible and meaningful results. Many studies employ transformed cellular models for these purposes; however, metabolic reprogramming that occurs in many cancer cell lines may introduce confounding variables. For this reason primary cells are desirable, though attaining adequate biomass for metabolic studies can be challenging. Here we show that human platelets can be utilized as a platform to carry out metabolic studies in combination with liquid chromatography-tandem mass spectrometry analysis. This approach is amenable to relative quantification and isotopic labeling to probe the activity of specific metabolic pathways. Availability of platelets from individual donors or from blood banks makes this model system applicable to clinical studies and feasible to scale up. Here we utilize isolated platelets to confirm previously identified compensatory metabolic shifts in response to the complex I inhibitor rotenone. More specifically, a decrease in glycolysis is accompanied by an increase in fatty acid oxidation to maintain acetyl-CoA levels. Our results show that platelets can be used as an easily accessible and medically relevant model to probe the effects of xenobiotics on cellular metabolism.

Here we show isolated human platelets can be used as an accessible ex vivo model to study metabolic adaptations in response to the complex I inhibitor rotenone. This approach employs isotopic tracing and relative quantification by liquid chromatography-mass spectrometry and can be applied to a variety of study designs.

LC-MS Analyse des plaquettes humaines en tant que plate-forme pour l&#39;étude du métabolisme mitochondrial

Perturbed mitochondrial metabolism has received renewed interest as playing a causative role in a range of diseases. Probing alterations to metabolic ...

Environnement

Radiolabeling and Quantification of Cellular Levels of Phosphoinositides by High Performance Liquid Chromatography-coupled Flow Scintillation

Phosphoinositides (PtdInsPs) are essential signaling lipids responsible for recruiting specific effectors and conferring organelles with molecular identity and function. Each of the seven PtdInsPs varies in their distribution and abundance, which are tightly regulated by specific kinases and phosphatases. The abundance of PtdInsPs can change abruptly in response to various signaling events or disturbance of the regulatory machinery. To understand how these events lead to changes in the amount of PtdInsPs and their resulting impact, it is important to quantify PtdInsP levels before and after a signaling event or between control and abnormal conditions. However, due to their low abundance and similarity, quantifying the relative amounts of each PtdInsP can be challenging. This article describes a method for quantifying PtdInsP levels by metabolically labeling cells with 3H-myo-inositol, which is incorporated into PtdInsPs. Phospholipids are then precipitated and deacylated. The resulting soluble 3H-glycero-inositides are further extracted, separated by high-performance liquid chromatography (HPLC), and detected by flow scintillation. The labeling and processing of yeast samples is described in detail, as well as the instrumental setup for the HPLC and flow scintillator. Despite losing structural information regarding acyl chain content, this method is sensitive and can be optimized to concurrently quantify all seven PtdInsPs in cells.

Phosphoinositides are signaling lipids whose relative abundance rapidly changes in response to various stimuli. This article describes a method to measure the abundance of phosphoinositides by metabolically labeling cells with 3H-myo-inositol, followed by extraction and deacylation. Extracted glycero-inositides are then separated by high-performance liquid chromatography and quantified by flow scintillation.

Radiomarquage et la quantification des niveaux cellulaires de phosphoinositides par chromatographie liquide haute performance couplée flux scintillation

Phosphoinositides (PtdInsPs) are essential signaling lipids responsible for recruiting specific effectors and conferring organelles with molecular ...

Chimie

Mass Spectrometric Analysis of Glycosphingolipid Antigens

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes such as embryonic development, signal transduction, and immune receptor recognition1-2. They contain complex sugar moieties in the form of isomers, and lipid moieties with variations including fatty acyl chain length, unsaturation, and hydroxylation. Both carbohydrate and ceramide portions may be basis of biological significance. For example, tri-hexosylceramides include globotriaosylceramide (Gal&alpha;4Gal&beta;4Glc&beta;1Cer) and isoglobotriaosylceramide (Gal&alpha;3Gal&beta;4Glc&beta;1Cer), which have identical molecular masses but distinct sugar linkages of carbohydrate moiety, responsible for completely different biological functions3-4. In another example, it has been demonstrated that modification of the ceramide part of alpha-galactosylceramide, a potent agonist ligand for invariant NKT cells, changes their cytokine secretion profiles and function in animal models of cancer and auto-immune diseases5. The difficulty in performing a structural analysis of isomers in immune organs and cells serve as a barrier for determining many biological functions6.
Here, we present a visualized version of a method for relatively simple, rapid, and sensitive analysis of glycosphingolipid profiles in immune cells7-9. This method is based on extraction and chemical modification (permethylation, see below Figure 5A, all OH groups of hexose were replaced by MeO after permethylation reaction) of glycosphingolipids10-15, followed by subsequent analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry (MALDI-TOF/MS) and ion trap mass spectrometry. This method requires 50 million immune cells for a complete analysis. The experiments can be completed within a week. The relative abundance of the various glycosphingolipids can be delineated by comparison to synthetic standards. This method has a sensitivity of measuring 1% iGb3 among Gb3 isomers, when 2 fmol of total iGb3/Gb3 mixture is present9.
Ion trap mass spectrometry can be used to analyze isomers. For example, to analyze the presence of globotriaosylceramide and isoglobtriaosylceramide in the same sample, one can use the fragmentation of glycosphingolipid molecules to structurally discriminate between the two (see below Figure 5). Furthermore, chemical modification of the sugar moieties (through a permethylation reaction) improves the ionization and fragmentation efficiencies for higher sensitivity and specificity, and increases the stability of sialic acid residues. The extraction and chemical modification of glycosphingolipids can be performed in a classic certified chemical hood, and the mass spectrometry can be performed by core facilities with ion trap MS instruments.

A specific and sensitive method to gain insight into the expression profile of glycosphingolipid antigens in immune organs and cells is described. The method takes advantage of the ion trap mass spectrometry allowing step-wise fragmentation of glycosphingolipid molecules for structural analysis in comparison to chemically synthesized standards.

Spectrométrie de masse des antigènes glycosphingolipides

Glycosphingolipids (GSL's) belong to the glycoconjugate class of biomacromolecules, which bear structural information for significant biological processes ...

Immunologie et infection

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of biological membranes, energy storage and production, cellular signaling, vesicular transport of proteins, organelle biogenesis, and regulated cell death. Because the budding yeast Saccharomyces cerevisiae is a unicellular eukaryote amenable to thorough molecular analyses, its use as a model organism helped uncover mechanisms linking lipid metabolism and intracellular transport to complex biological processes within eukaryotic cells. The availability of a versatile analytical method for the robust, sensitive, and accurate quantitative assessment of major classes of lipids within a yeast cell is crucial for getting deep insights into these mechanisms. Here we present a protocol to use liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) for the quantitative analysis of major cellular lipids of S. cerevisiae. The LC-MS/MS method described is versatile and robust. It enables the identification and quantification of numerous species (including different isobaric or isomeric forms) within each of the 10 lipid classes. This method is sensitive and allows identification and quantitation of some lipid species at concentrations as low as 0.2 pmol/&#181;L. The method has been successfully applied to assessing lipidomes of whole yeast cells and their purified organelles. The use of alternative mobile phase additives for electrospray ionization mass spectrometry in this method can increase the efficiency of ionization for some lipid species and can be therefore used to improve their identification and quantitation.

Quantitative Analysis of the Cellular Lipidome of Saccharomyces Cerevisiae Using Liquid Chromatography Coupled with Tandem Mass Spectrometry

We present a protocol using liquid chromatography coupled with tandem mass spectrometry to identify and quantify major cellular lipids in Saccharomyces cerevisiae. The described method for a quantitative assessment of major lipid classes within a yeast cell is versatile, robust, and sensitive.

Analyse quantitative du lipidome cellulaire de Saccharomyces Cerevisiae à l’aide de la chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse tandem

Lipids are structurally diverse amphipathic molecules that are insoluble in water. Lipids are essential contributors to the organization and function of ...

Preparation of Human Tissues Embedded in Optimal Cutting Temperature Compound for Mass Spectrometry Analysis

Sphingolipids are cellular components that have well-established roles in human metabolism and disease. Mass spectrometry can be used to determine whether sphingolipids are altered in a disease and investigate whether sphingolipids can be targeted clinically. However, properly powered prospective studies that acquire tissues directly from the surgical suite can be time consuming, and technically, logistically, and administratively challenging. In contrast, retrospective studies can take advantage of cryopreserved human specimens already available, usually in large numbers, at tissue biorepositories. Other advantages of procuring tissues from biorepositories include access to information associated with the tissue specimens including histology, pathology, and in some instances clinicopathological variables, all of which can be used to examine correlations with lipidomics data. However, technical limitations related to the incompatibility of optimal cutting temperature compound (OCT) used in the cryopreservation and mass spectrometry is a technical barrier for the analysis of lipids. However, we have previously shown that OCT can be easily removed from human biorepository specimens through cycles of washes and centrifugation without altering their sphingolipid content. We have also previously established that sphingolipids in human tissues cryopreserved in OCT are stable for up to 16 years. In this report, we outline the steps and workflow to analyze sphingolipids in human tissue specimens that are embedded in OCT, including washing tissues, weighing tissues for data normalization, the extraction of lipids, preparation of samples for analysis by liquid chromatography electrospray ionization tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS), mass spectrometry data integration, data normalization, and data analysis.

Sphingolipids are bioactive metabolites with well-established roles in human disease. Characterizing alterations in tissues with mass-spectrometry can reveal roles in disease etiology or identify therapeutic targets. However, the OCT-compound used for cryopreservation in biorepositories interferes with mass-spectrometry. We outline methods to analyze sphingolipids in human tissues embedded in OCT with LC-ESI-MS/MS.

Préparation de tissus humains incorporés dans un composé à température de coupe optimale pour analyse par spectrométrie de masse

Sphingolipids are cellular components that have well-established roles in human metabolism and disease. Mass spectrometry can be used to determine whether ...

Recherche en cancérologie

A Quantitative Assessment of The Yeast Lipidome using Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Lipids are one of the major classes of biomolecules and play important roles membrane dynamics, energy storage, and signalling1-4. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae, a genetically and biochemically manipulable unicellular eukaryote with annotated genome and very simple lipidome, is a valuable model for studying biological functions of various lipid species in multicellular eukaryotes2,3,5. S. cerevisiae has 10 major classes of lipids with chain lengths mainly of 16 or 18 carbon atoms and either zero or one degree of unsaturation6,7. Existing methods for lipid identification and quantification - such as high performance liquid chromatography, thin-layer chromatography, fluorescence microscopy, and gas chromatography followed by MS - are well established but have low sensitivity, insufficiently separate various molecular forms of lipids, require lipid derivitization prior to analysis, or can be quite time consuming. Here we present a detailed description of our experimental approach to solve these inherent limitations by using survey-scan ESI/MS for the identification and quantification of the entire complement of lipids in yeast cells. The described method does not require chromatographic separation of complex lipid mixtures recovered from yeast cells, thereby greatly accelerating the process of data acquisition. This method enables lipid identification and quantification at the concentrations as low as g/ml and has been successfully applied to assessing lipidomes of whole yeast cells and their purified organelles. Lipids extraction from whole yeast cells for using this method of lipid analysis takes two to three hours. It takes only five to ten minutes to run each sample of extracted and dried lipids on a Q-TOF mass spectrometer equipped with a nano-electrospray source.

We describe a new quantitative lipidomics method for identifying numerous lipid species in yeast using survey-scan electrospray ionization mass spectrometry (ESI/MS). This method exceeds currently available methods for lipid identification and quantification in the ability to resolve various molecular forms of lipids, sensitivity, and speed.

Une évaluation quantitative du lipidome levure en utilisant la spectrométrie de masse électrospray ionisation

Lipids are one of the major classes of biomolecules and play important roles membrane dynamics, energy storage, and signalling1-4. The budding yeast ...

Biologie

Criblage des structures lipidiques à l’aide du marquage des isotopes stables

Tracing de novo Lipids using Stable Isotope Labeling LC-TIMS-TOF MS/MS

Lipids are highly diverse, and small changes in lipid structures and composition can have profound effects on critical biological functions. Stable isotope labeling (SIL) offers several advantages for the study of lipid distribution, mobilization, and metabolism, as well as de novo lipid synthesis. The successful implementation of the SIL technique requires the removal of interferences from endogenous molecules. In the present work, we describe a high-throughput analytical protocol for the screening of SIL lipids from biological samples; examples will be shown of lipid de novo identification during mosquito ovary development. The use of complementary liquid chromatography trapped ion mobility spectrometry and mass spectrometry allows for the separation and lipids assignment from a single sample in a single scan (&lt;1 h). The described approach takes advantage of recent developments in data-dependent acquisition and data-independent acquisition, using parallel accumulation in the mobility trap followed by sequential fragmentation and collision-induced dissociation. The measurement of SIL at the fatty acid chain level reveals changes in lipid dynamics during the ovary development of mosquitoes. The lipids de novo structures are confidently assigned based on their retention time, mobility, and fragmentation pattern.

Pleins feux sur l’auteur : Quantification d’échantillons lipidomiques complexes à l’aide du marquage d’isotopes stables

Presented here is a method for screening lipid structures through stable isotope labeling by using their retention time, mobility, and fragmentation.

Traçage de novo des lipides à l’aide du marquage des isotopes stables LC-TIMS-TOF MS/MS

Lipids are highly diverse, and small changes in lipid structures and composition can have profound effects on critical biological functions. Stable ...

Méthode quantitative et Qualitative de sphingomyéline par LC-MS à l’aide de deux Stable isotopiquement étiquetés sphingomyéline espèces

Résumé

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