Ce protocole permet la caractérisation et l’utilisation de microcoils pour l’imagerie par résonance magnétique à très haut champ. L’IRM est un outil unique et non invasif pour explorer la physiologie, le métabolisme et les propriétés de diffusion des spécimens biologiques. À l’aide d’une forte résistance au champ magnétique et de microcoils adaptés à un échantillon d’intérêt, des images jusqu’à la résolution cellulaire peuvent être obtenues.
Dans cette méthode, nous décrivons étape par étape comment déterminer les caractéristiques des microcoils commerciaux ou construits à domicile pour les applications d’imagerie. Nous utilisons des spécimens biologiques de moins d’un millimètre de diamètre et un spectromètre NMR à champ vertical à champ ultra élevé. À l’aide de microcoils construits à la maison, nous pouvons ajuster la taille de la bobine de radiofréquence à la taille de l’échantillon.
Dans cette recherche, nous utilisons un petit morceau de racine végétale. Ceci est utile parce que la sensibilité de bobine est proportionnelle au diamètre décroissant de bobine. Nous pouvons donc obtenir des images avec un rapport signal/bruit plus élevé pour les petits échantillons.
En raison de la petite taille et de la fragilité de ces microcoils, il est important d’établir certains paramètres de base tels que, par exemple, la longueur des impulsions à 90 degrés et la puissance des impulsions, les limites de fonctionnement sûres, et enfin de calculer la sensibilité à la bobine d’une manière qui peut être comparée entre les différents systèmes NMR. Le microcoil solénoïde se compose d’un fil encolure autour d’un capillaire et de deux condensateurs : le réglage et le condensateur correspondant. Le condensateur de réglage est choisi pour atteindre la fréquence de résonance souhaitée de 950 mégahertz, tandis que le condensateur correspondant a choisi d’atteindre la transmission maximale du signal.
C’est une impedance de 50 Ohm. Le condensateur plus grand est variable pour permettre un ajustement plus fin. La bobine repose sur une plaque de base fixée à une prise modifiée.
En option, un réservoir pour le fluide correspondant à la susceptibilité peut être ajouté pour réduire les effets de susceptibilité du fil de bobine. Dans un verre de montre transférer un millilitre de perfluorodecalin, ou VFI, qui sera utilisé pour submerger l’échantillon. PfD est utilisé car il peut remplir les espaces d’air dans le spécimen sans entrer dans les cellules biologiques.
Il n’est pas non plus observable par IRM proton. Couvrez immédiatement le VFI d’un couvercle de boîte de Pétri pour éviter l’évaporation avant qu’il ne soit nécessaire. Si vous préparez un échantillon de référence, utilisez plutôt une solution de sulfate de cuivre.
Ensuite, extraire soigneusement un système racinaire de son substrat de croissance. Exciser une petite section à l’aide d’un scalpel. Pour le traitement sous vide, placer l’échantillon dans un tube Eppendorf contenant une solution fixative.
Ensuite, sceller le tube avec un filament et percer des trous pour permettre la ventilation. Soumettez l’échantillon au traitement sous vide. On peut voir des bulles d’air s’échapper de l’échantillon.
Tout en regardant à travers un microscope stéréo utiliser des pinces à épiler pour submerger à la fois l’échantillon et capillaire dans la solution préparée précédemment. Insérez ensuite l’échantillon dans le capillaire à l’aide d’une pince à épiler, tandis que les deux capillaires et l’échantillon d’un complètement submergé. Utilisez un capillaire plus petit ou une pointe d’aiguille de seringue comme tige poussante.
Façonner le papier de soie en un point fin et l’utiliser pour enlever environ un millimètre de liquide des deux extrémités du capillaire. Faire fondre, un petit volume de cire capillaire à l’aide d’un stylo à cire. Appliquer de la cire des deux côtés.
La cire deviendra opaque lorsqu’elle se solidifiera. Prenez soin d’exclure les bulles d’air du capillaire. Ensuite, racler l’excès de cire à l’aide d’un scalpel.
Insérez l’échantillon dans le microcoil à l’aide d’une pince à épiler, tout en maintenant le microcoil stable. Utilisez une tige pour centrer l’échantillon dans la bobine. Si la bobine est testée pour la première fois, utilisez un échantillon de référence au sulfate de cuivre pour étalonner la puissance et déterminer l’homogénéité du champ SNR et B1.
Ce protocole est démontré sur un spectromètre vertical de 22,3 Tesla équipé d’une sonde de micro-imagerie avec bobines de gradient intégrées, pouvant aller jusqu’à trois Tesla par mètre. Fixez le microcoil à la base de la sonde tout en gardant le microcoil droit. Puis glissez sur la bobine de gradient triple axe.
Tournez le fil de vis sur la base de la sonde pour fixer le gradient en place. Insérez la sonde dans l’aimant et faites les connexions nécessaires. Lancez une courbe vacillante et ajustez le réglage et l’appariement au besoin.
Il est recommandé de commencer par une largeur de balayage spectral élevée. Sachez que plusieurs modes de résonance peuvent être présents. Des tests SNR pour chaque mode peuvent être nécessaires pour déterminer le mode de résonance correct.
Sélectionnez la configuration de bobine correcte pour votre microcoil. Dans le cas où les limites sûres pour les bobines sont inconnues, commencez par 10 microsecondes à une faible puissance d’impulsion de 0,6 watt et augmentez lentement la longueur d’impulsion d’une microseconde à la fois jusqu’à ce qu’un signal apparaisse. Enregistrez une courbe de nutation pour une nouvelle bobine afin d’obtenir la longueur et la puissance correctes de l’impulsion de 90 degrés.
Pour ce faire, variez systématiquement la durée des impulsions tout en maintenant la puissance du pouls constante. Dans le cas d’un champ B1 inhomogène, l’impulsion à 90 degrés peut être estimée à partir des longueurs auxquelles l’intensité maximale du signal est obtenue. Utilisez une balance de localisation avec un grand champ de vision pour localiser la position de la bobine à l’intérieur de l’aimant.
Si l’échantillon est exactement au centre du système de gradient, l’analyse du localisateur affichera l’échantillon. Si la bobine ou l’échantillon est hors centre, ajustez l’analyse du localisateur. Une fois qu’une puissance approximative d’impulsion est trouvée utilisant la courbe de nutation, variez graduellement les puissances d’impulsion pour une série d’images pour vérifier l’image la plus homogène.
Pour certaines bobines avec un champ B1 inhomogène, l’impulsion déterminée de 90 degrés peut être surestimée conduisant à l’overtipping dans la tache sucrée désirée de la bobine. Calez manuellement le champ magnétique basé sur le signal FID. Selon l’orientation des microcoils shims avec une orientation différente peut entraîner une correction plus forte de l’homogénéité B0.
Ensuite, un volume normalisé SNR doit être calculé. Tout d’abord, calculer le volume voxel en multipliant les temps de résolution X et Y l’épaisseur de la tranche. Le SNR est calculé en soustrayant le bruit moyen du signal moyen et en le divisant par l’écart type du bruit multiplié par le volume voxel.
Le signal moyen est pris à partir du centre de l’image, tandis que le signal sonore est calculé à partir des correctifs d’angle. Exécutez une séquence d’écho à gradient multiple pour vérifier les problèmes potentiels de susceptibilité dus au fil de bobine et à l’échantillon lui-même. Pour les bobines submergées, la différence de susceptibilité entre les fils de bobine et leur environnement est considérablement réduite.
Imagerie haute résolution peut-être atteint avec des expériences flash 3D. Plusieurs caractéristiques profondes peuvent être distinguées telles que l’endoderme, le cortex et le xylème, qui sont difficiles à résoudre à l’aide de bobines plus grandes. Des séquences multislices et multiecho peuvent également être utilisées pour réduire l’influence de la susceptibilité.
Toutefois, cela se fait au prix d’une sensibilité réduite par unité de temps. Les nodules racinaires de la truncatule Medicago peuvent également être photographiés à l’aide de ce protocole. Une résolution isotropique de 31 micromètres a été obtenue en quatre minutes, tandis qu’une résolution isotropique de 16 micromètres a été obtenue en 33 minutes.
Cela permet d’étudier en détail divers aspects physiologiques des petits nodules de racines. Pour une préparation réussie de l’échantillon, il est important de plonger complètement l’échantillon et le capillaire dans le liquide. Cela empêche la formation de bulles d’air qui affectent négativement la qualité de l’image.
Puisque l’imagerie de MR est non destructive, nous pouvons enlever le spécimen biologique après l’analyse de MR et l’employer pour davantage d’étude utilisant par exemple, la microscopie optique. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une compréhension de base de la caractérisation et du fonctionnement des microcoils pour les applications d’imagerie. Ceci peut être appliqué à une grande variété de spécimens biologiques.
