השתלת מיני-משאבה אוסמוטית להעלאת ריכוז הגלוקוז בנוזל השדרה של עכבר

Summary

מאמר זה מתאר פרוטוקול מפורט להעלאת ריכוז הגלוקוז בנוזל השדרה (CSF) של עכברים. גישה זו יכולה להיות שימושית לחקר ההשפעות של גלוקוז CSF גבוה על ניוון עצבי, קוגניציה ומטבוליזם של גלוקוז היקפי בעכברים.

Abstract

סוכרת מעלה את הסיכון לירידה קוגניטיבית ופוגעת בתפקוד המוח. השאלה אם הקשר הזה בין גלוקוז גבוה לליקויים קוגניטיביים הוא סיבתי או לא נותרה חמקמקה. יתר על כן, לא ברור אם גירעונות אלה מתווכים על ידי עלייה ברמות הגלוקוז בנוזל השדרה (CSF) ו / או בדם. ישנם מעט מאוד מחקרים החוקרים את ההשפעות הישירות של רמות גלוקוז גבוהות של CSF על תפקוד מערכת העצבים המרכזית (CNS), במיוחד על למידה וזיכרון, שכן המודלים הנוכחיים של סוכרת אינם מפותחים מספיק כדי לענות על שאלות מחקר כאלה. מאמר זה מתאר שיטה לעלייה כרונית של רמות הגלוקוז ב- CSF למשך 4 שבועות על ידי החדרת גלוקוז ברציפות לחדר הצידי באמצעות מיני-משאבות אוסמוטיות בעכברים. הפרוטוקול אומת על ידי מדידת רמות הסוכר ב- CSF. פרוטוקול זה הגביר את רמות הגלוקוז ב- CSF ל~328 מ"ג / ד"ל לאחר עירוי של תמיסת גלוקוז 50% בקצב זרימה של 0.25 מיקרוליטר / שעה, בהשוואה לריכוז גלוקוז CSF של ~ 56 מ"ג / ד"ל בעכברים שקיבלו נוזל מוחי מלאכותי (aCSF). יתר על כן, פרוטוקול זה לא השפיע על רמות הגלוקוז בדם. לכן, שיטה זו יכולה לשמש כדי לקבוע את ההשפעות הישירות של גלוקוז CSF גבוה על תפקוד המוח או מסלול עצבי מסוים ללא תלות בשינויים ברמות הגלוקוז בדם. בסך הכל, הגישה המתוארת כאן תקל על פיתוח מודלים של בעלי חיים לבדיקת התפקיד של גלוקוז CSF גבוה בתיווך תכונות של מחלת אלצהיימר ו / או הפרעות נוירודגנרטיביות אחרות הקשורות לסוכרת.

Introduction

גם סוכרת מסוג 1 וגם סוכרת מסוג 2 פוגעות בתפקוד המוח ^1,2,3. לדוגמה, סוכרת מעלה את הסיכון לירידה קוגניטיבית והפרעות נוירודגנרטיביות, כולל מחלת אלצהיימר ^3,4. יתר על כן, לאנשים עם סוכרת יש חישת גלוקוז פגומה במוח ^5,6. פגם זה תורם לפתוגנזה של חוסר מודעות הקשור להיפוגליקמיה ולתגובה נגדית לא מספקת להיפוגליקמיה^7,8, שיכולה להיות קטלנית אם לא תטופל מיד.

בהתחשב בכך שסוכרת מעלה את רמות הגלוקוז בדם, כמו גם בנוזל השדרה (CSF)⁹, חשוב לקבוע אם אחד או שני הגורמים הללו תורמים לתפקוד מוחי לקוי. האם סוכרת גורמת נזק מוחי על ידי גלוקוז CSF גבוה לבד או בשילוב עם גורמים אחרים כמו מחסור באינסולין או עמידות לאינסולין היא גם שאלה פתוחה. מודלים של בעלי חיים של סוכרת מסוג 1 וסוג 2 מראים ירידה קוגניטיבית וניוון עצבי בנוסף למאזן אנרגיה מושפע ומטבוליזם גלוקוז היקפי^10,11,12,13. עם זאת, ממודלים אלה, לא ניתן לנתק את ההשפעות הסלקטיביות של גלוקוז CSF גבוה לעומת רמות גלוקוז בדם בתיווך סיבוכי סוכרת על תפקוד המוח.

פרוטוקול זה מתאר שיטות לפיתוח מודל עכברי של היפרגליצורכיה כדי לבדוק את ההשפעות של רמות גלוקוז CSF גבוהות כרוניות על תפקוד המוח, מאזן האנרגיה והומאוסטזיס גלוקוז. מודל העכבר שפותח בטכניקה זו מציג כלי למחקרים החוקרים את התפקיד האטיולוגי של הומאוסטזיס גלוקוז לא מווסת על תפקוד עצבי והתנהגותי.

לכן, הגישה המוצעת תהיה שימושית בהבנת ההשפעות הישירות של רמות גלוקוז גבוהות CSF בתנאים פתופיזיולוגיים שונים.

Protocol

כל ההליכים בעכברים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת רוצ'סטר ובוצעו בהתאם להנחיות שירות בריאות הציבור האמריקאי לטיפול הומני ושימוש בחיות ניסוי. עכברים זכרים בני שישה שבועות C57BL/6J ששימשו למחקר זה התקבלו באופן מסחרי. כל בעלי החיים שוכנו בקבוצה (5 עכברים לכלוב) בחדר עם מחזור יום / לילה של 12 שעות וקיבלו גישה למזון ומים עד לליביטום. לאחר שהעכברים הושתלו עם צינורית להחדרת גלוקוז לחדר הצידי, הם שוכנו בודדים כדי למנוע נזק לשתלים מעכברים אחרים.

1. הרכבה של מיני-משאבות אוסמוטיות

1. הכינו נוזל מוחי מלאכותי (aCSF) בהתאם לפרוטוקול הבא. יש להמיס NaCl (8.66 גרם), KCl (0.224 גרם), CaCl 2.2H 2 O (0.206 גרם) ו-MgCl 2.6H 2 O (0.163 גרם) ב-500 מ"ל מים סטריליים להכנת תמיסה A. להמיס Na 2 HPO 4.7H 2 O (0.214 גרם) ו-NaH ₂ PO₄. H₂O (0.027 גרם) ב 500 מ"ל של מים סטריליים להכנת תמיסה B. לאחר מכן, ערבבו תמיסה A ו-B ביחס של 1:1 כדי להכין את ה-aCSF.
   הערה: נוסחה זו של aCSF אינה מכילה גלוקוז.
2. כדי להכין את תמיסת הגלוקוז 50%, הוסף 50 גרם גלוקוז ל -50 מ"ל של aCSF בכד. מניחים את הכד על צלחת חמה ומביאים את טמפרטורת ההשעיה ל 60 מעלות צלזיוס. מערבבים את המתלה עם מערבל מגנטי עד שהגלוקוז מומס לחלוטין.
3. הוסף aCSF לכד כדי להפוך את הנפח הסופי ל -100 מ"ל. העבירו את התמיסה דרך מסנן נקבוביות 0.22 מיקרומטר כדי לעקר אותה.
4. הכינו תמיסת מלח 0.9% (NaCl) והעבירו את התמיסה דרך מסנן 0.22 מיקרומטר.
5. מניחים את כל רכיבי המיני-משאבה וערכת העירוי במגש סטרילי וחותכים את הצינורית מערכת עירוי המוח לאורך של 1 אינץ' בעזרת מספריים סטריליים. החזיקו את הצינור עם המוסטאט סטרילי ודחפו אותו על החלק העליון של קצה אחד של הצינורית. חבר את הקצה השני של הצינור לצד העליון של אפנן הזרימה. כסו את שני קצוות הצינור בכמות קטנה של דבק לחיבור חזק יותר.
6. חבר מחט 27 גרם למזרק 1 מ"ל ומלא אותו עם aCSF או תמיסת גלוקוז. הכנס את מחט 27 G לחתיכה קטנה של צינור. לאחר מכן, חבר את הצינור לקצה הפתוח של אפנן הזרימה ומלא אותו בתמיסה המתאימה עד שטיפות של התמיסה מתחילות לצאת מהצינורית. הסר בועות אוויר הכלואות בצינור.
7. כדי למלא את המיני-משאבה, החזק את המשאבה זקופה והכנס את מחט המזרק למשאבה. מלאו אותו בתמיסה המתאימה עד שטיפה של התמיסה מתחילה להיווצר בפתח המיני-משאבה.
8. הכניסו באיטיות את אפנן הזרימה למשאבה תוך הקפדה שלא להכניס בועות אוויר למכלול.
9. לאחר התאספות המיני-משאבות האוסמוטיות, העבירו אותן לצינור חרוטי של 50 מ"ל. ממלאים את הצינור במי מלח סטריליים כך שהמשאבות יהיו שקועות לחלוטין, תוך הקפדה על כך שהצינורית תישאר מחוץ לתמיסת המלח. ארבע משאבות התאספו כאלה ניתן להציב צינור אחד 50 מ"ל.
10. הניחו את הפקק באופן רופף על כל צינור ודגרו על המשאבות בטמפרטורה של 37°C למשך 48 שעות לפחות.

2. ניתוח להשתלת משאבות אוסמוטיות

1. הליך טרום ניתוח
   1. יש לעקר את כלי הניתוח באוטוקלאבה ולתת להם להתקרר לפחות 30 דקות לפני השימוש. תנאי autoclave כרוך עיקור קיטור ב 121 ° C במשך 30 דקות.
   2. יש לחטא את אזור הניתוח באתנול 70%. נגבו את הידיות, מוטות האוזניים ומשטח המסגרת הסטריאוטקסית.
      הערה: יש לבצע את הניתוח בסביבה אספטית, תוך התחשבות בהימנעות ממגע במשטחים לא סטריליים בעת ביצוע הניתוח. החלף כפפות אם יש חשד לזיהום.
   3. הניחו את העכבר בתא הרדמה כדי להרדים אותו עם 3% איזופלורן מעורבב באוויר למשך 3-5 דקות. לאחר מכן, הסר את העכבר מהחדר והנח אותו על שריטה סטרילית. יש לשמור על הרדמה דרך חרוט אף בשיעור של 1.5%-2%.
   4. צבוט את כף העכבר האחורית כדי לצפות בכל רפלקס ולאמת את עומק ההרדמה.
   5. להזריק 5 מ"ג / ק"ג carprofen תת עורית עבור שיכוך כאבים.
   6. השתמש בקוצץ נקי כדי לחתוך את אזור הניתוח בראש העכבר. שפשפו את הקרקפת תחילה בתמיסת פובידון-יוד ולאחר מכן במקלוני אלכוהול ביסודיות למשך 2 דקות לפחות. חזור על תהליך זה לפחות שלוש פעמים.
   7. יש למרוח חומר סיכה לעיניים כדי למנוע התייבשות של העיניים במהלך הניתוח.
2. כירורגיה
   1. הניחו את העכבר על המסגרת הסטריאוטקסית והתאימו את הראש למוט החותך. מכסים את האף בחרוט האף. יש למרוח וילונות סטריליים כדי לאבטח את אזור הניתוח.
   2. העבר את זרימת האיזופלורן לחרוט האף. המשך להרדמה באיזופלורן 1.5%-2%.
   3. הניחו כרית חימום מתחת לעכבר כדי לשמור על טמפרטורת הגוף.
   4. לבשו כפפות סטריליות חדשות, ובעזרת אזמל בצעו חתך בקו האמצע (~10-15 מ"מ אורך) בקרקפת. חשוף את פני הגולגולת עם מרית תוך שימוש בקצוות כותנה כדי לנגב כל דימום.
      הערה: השתמש בצורבי אם אתה מדמם בשפע, וזה נדיר.
   5. שפשפו עם קצה כותנה טבול במי חמצן 3% כדי לחשוף את התפרים הגולגולתיים.
   6. שימו לב לברגמה ולמבדה כדי לנווט בקואורדינטות הגולגולת. הגדר את כל הקואורדינטות לאפס בברגמה.
      הערה: קואורדינטות אלה התקבלו מאטלס מוח עכבר¹⁴. מרחק הייחוס bregma-lambda באטלס הוא 4.21 מ"מ. כדי לתקן הבדלים מבוססי גיל ומין בגודל הגולגולת, המרחק ברגמה-למדא עבור כל עכבר נמדד ולאחר מכן חולק ב -4.21 מ"מ כדי לקבל מקדם כפל. לדוגמה, אם המרחק בין ברגמה ללמדא היה 4.65 מ"מ, חלוקה ב-4.21 מ"מ נתנה מקדם כפל של 1.10. כל הקואורדינטות שהתקבלו מהאטלס הוכפלו לאחר מכן בגורם זה כדי למדוד את הקואורדינטות בפועל ששימשו לקידוח החור. בדוגמה לעיל, הקואורדינטות הקדמיות-אחוריות (AP) והמדיאליות-צדדיות (ML) המתקבלות יהיו 0.55 ו-1.1 מ"מ, בהתאמה (כלומר, 1.1 x 0.5 או 1 מ"מ).
   7. השתמש במקדחה חשמלית כדי ליצור חור בקואורדינטות הבאות: 0.5 מ"מ אחורי לברגמה ו-1 מ"מ רוחבי לקו אמצע לכיוון ימין.
      הערה: בעת קידוח החור בגולגולת, היזהר לא לקרוע את הדורה מאטר. ודא שהמקדחה סטרילית. זה יכול להיות ממוקם עם מכשירים אחרים באותו נרתיק autoclave לעיקור.
   8. הכנס המוסטאט מתחת לעור החתוך ודחוף אותו למקום שבו תושתל המיני-משאבה האוסמוטית. פתחו וסגרו בעדינות את ההמוסטאט כדי ליצור כיס למשאבה הזעירה.
   9. השתמש hemostat סטרילי כדי לבחור מיני-משאבה אוסמוטית דרוכה מקצה אפנן הזרימה. דחפו את המשאבה דרך העור החתוך לתוך הכיס.
      הערה: היזהר לא לתת למשאבה ולצינורית לגעת במשטח שאינו סטרילי.
   10. מרחו מעט דבק על החלק התחתון של הצינורית וקיבעו אותו במחזיק הצינורית. מורידים את הצינורית באיטיות דרך החור שנקדח 2 מ"מ גחון אל פני הגולגולת. השאירו אותו שם לפחות 5 דקות כדי לאפשר לדבק להתמצק.
   11. לפני החדרת הצינורית למוח, יש לוודא שהצינורית אינה סתומה ושהתמיסה זורמת כראוי.
       הערה: לפעמים, גלוקוז עלול לשקוע בקצה הצינורית עקב קצב זרימה נמוך מאוד, חוסם את הזרימה.
   12. בעזרת מספריים, חתכו את החלק העליון של הצינורית כדי לוודא שהיא לא תזוז משטח הגולגולת.
   13. כסו את הצינורית בשכבה של מלט דנטלי לתמיכה נוספת.
   14. השתמש בתפרי ניילון (בגודל 5-0 ובאורך 30 אינץ ') כדי לסגור את הפצע ומרח אנטיביוטיקה מקומית על הפצע כדי למנוע זיהום.
   15. כבו את האיזופלורן ותנו לבעל החיים להתאושש מההרדמה. לאחר מכן, העבירו את החיה לכלוב נקי חדש.
3. טיפול לאחר הניתוח
   1. לאחר הניתוח, לפקח על העכבר במשך שבוע אחד לפחות.
   2. יש לתת 5 מ"ג/ק"ג קרפרופן תת עורית, אחת ל-24 שעות במשך שלושה ימים לאחר הניתוח.
   3. תן לפצע להחלים לחלוטין לפני הסרת התפרים 7-10 ימים לאחר הניתוח.
      הערה: נצפה כי לעכברים עם גלוקוז CSF גבוה לקח זמן רב יותר להחלים. גזיזת ציפורניים בכפותיו האחוריות של העכבר ממזערת את הסיכוי לפגיעה באתר החתך עקב התנהגות הגירוד של עכברים.

3. החלפת המיני-משאבות

הערה: מכיוון שהמיני-משאבות המשמשות במחקר זה נמשכות רק 4 שבועות, החלפת המיני-משאבות נבדקה גם כדי להאריך את משך עירוי הגלוקוז, כפי שהוא עשוי להידרש במקרה של מחקרים ארוכי טווח. זה כלל את השלבים הבאים.

1. הכינו את העכברים לניתוח כמפורט לעיל.
2. בצע חתך אנכי קטן של 1 ס"מ בעור מעט מעל המשאבה.
3. הכניסו המוסטאט מתחת לעור החתוך ומשכו את המשאבה החוצה.
4. הוציאו את המשאבה מהצינור וחברו משאבה דרוכה חדשה לצנרת.
5. הכניסו את המשאבה חזרה פנימה ותפרו את העור.
6. בצע את אותן הוראות טיפול לאחר הניתוח כמתואר לעיל.

4. נוהל איסוף CSF

1. הכנה
   1. משוך נימי זכוכית בקוטר 1 מ"מ עם מכונת משיכה מיקרופיפטה לקבלת קצוות בקוטר 0.5 מ"מ. ההגדרות הן: חום = 800, משיכה = 15, מהירות = 5, וזמן = 200 יחידות. מניחים את הנימים המשוכים בקופסה סטרילית עד לשימוש.
   2. חבר מחט 27 גרם למזרק 1 מ"ל. הכנס את הנימים המושכים על המחט והשתמש בסרט דבק קטן כדי לאבטח את החיבור.
   3. לתקן בחוזקה את המזרק במחזיק נימי של micromanipulator.
   4. לאחר מכן, הכן את העכבר לניתוח, כמתואר בהליך שלפני הניתוח לעיל.
2. הליך כירורגי
   1. הנח את העכבר על המסגרת הסטריאוטקסית. לאחר קיבוע הראש על המסגרת, כפי שתואר קודם לכן, סובב את הידיות כדי להטות את הראש כך שהאף פונה כלפי מטה. יש למרוח וילונות סטריליים כדי לאבטח את אזור הניתוח.
   2. בצע חתך קטן על פני השטח הגבי, החל מן המישור intra-aural לצד caudal.
      הערה: יש להיזהר שלא לפגוע בצינור בעת ביצוע החתך.
   3. הסר את התמיכה מגוף העכבר ותן לעכבר לנוח אנכית כך שהצוואר יהיה מוארך במלואו בגב.
   4. בעזרת מלקחיים קהים מעוקלים, חתכו בעדינות את שרירי הצוואר האחוריים מקו האמצע כדי ליצור חלון קטן. לאחר מכן, השתמשו באפליקטור קצה כותנה רטוב כדי להזיז בעדינות את שרירי הצוואר מקו האמצע לפריפריה.
   5. שימו לב אם ה-cisterna magna חשוף, המופיע כחלון משולש עם קרום דורה שקוף.
   6. הניחו את מכלול המיקרומניפולטור על המסגרת הסטריאוטקסית שליד העכבר תוך כדי שאתם מוודאים שקצה הנימים אינו נוגע בשום משטח.
   7. שברו בעדינות את קצה הנימים מבלי להפריע להתקנה.
   8. תוך כדי התבוננות לתוך זכוכית המגדלת (הגדלה של פי 2.25), סובבו את הידיות המתאימות על המיקרומניפולטור כדי ליישר באיטיות ולהזיז את קצה הנימים לכיוון מגננת הציסטרנה.
   9. התנגדות מסוימת מורגשת ברגע שקצה הנימים נוגע בקרום cisterna magna. לאט מאוד לדחוף את הקצה כנגד הממברנה בעזרת הידיות.
      הערה: יש להיזהר שלא לפגוע בכלי דם כלשהם בקרום. שלב זה חשוב מאוד כדי למנוע כל זיהום דם ב- CSF.
   10. חודרים בעדינות רבה את הממברנה. CSF יתחיל לזרום לתוך הנימים בבת אחת עקב לחץ שלילי בנימים.
   11. השאר את ההתקנה במשך כמה דקות עד ~ 10 μL של CSF נאסף נימים.
   12. לאחר מכן, משכו באיטיות את הנימים מתוך ה-cisterna magna ולחצו בעדינות על מוליך קצה כותנה סטרילי כנגד פתח ה-cisterna magna כדי לעצור את דליפת CSF.
   13. בזהירות להסיר את הנימים מן המזרק ולצרף אותו למתקן נורה microcap. לחץ על הנורה כדי להעביר את CSF לתוך צינור מיקרוצנטריפוגה סטרילי.
   14. מקם תמיכה מתחת לעכבר וסובב את הידיות הסטריאוטקסיות כדי ליישר את הראש.
   15. סוגרים את הפצע עם תפרים בניילון.
   16. להזריק 300 μL של מלוחים סטריליים תת עורית לפני הסרת העכבר מן המנגנון.
   17. תן טיפול לאחר הניתוח לבעלי החיים כמתואר לעיל, עד שהגיע הזמן להסיר את התפרים - ~ 7-10 ימים לאחר הניתוח.

5. בדיקת גלוקוז

1. עקוב אחר הפרוטוקול כמתואר בערכת הבדיקה הקולורימטרית של גלוקוז.
2. יש לדלל את תמיסת מאגר הנתרן פוספט המסופקת בערכה לריכוז של 50 מילימטר במים טהורים במיוחד.
3. הכינו תקני סוכר בטווח של 0, 2.5, 5, 7.5, 10, 15, 20, 25 ו-50 מ"ג/ד"ל מתמיסת מלאי של 1,000 מ"ג/ד"ל המסופקת בערכה בתמיסת חיץ מדוללת.
4. הכינו דילול פי 7 של דגימות CSF בחיץ. לדוגמה, אם נפח CSF הכולל שנאסף הוא 10 μL, אז נפח מדולל פי שבעה יהיה 70 μL.
5. פיפטה 15 μL של תקני גלוקוז CSF מדולל בכפילויות בצלחת 96 באר.
6. פיפטה 85 μL של חיץ מדולל בכל אחת הבארות עם תקנים CSF.
7. הוסיפו 6 מ"ל של חיץ מדולל לבקבוקון תערובת האנזים הקלורימטרי של גלוקוז וערבבו אותו למשך מספר שניות כדי לערבב היטב.
8. הוסף 100 μL של הכנת תערובת אנזימים לכל באר כדי להתחיל את התגובה.
9. אטמו את הצלחת עם דף כיסוי וטפחו על הצלחת בעדינות כדי לערבב את הריאגנטים.
10. מניחים את הצלחת באינקובטור ב 37 ° C למשך 10 דקות. בקבוקונים עם גלוקוז גבוה מתחילים להפוך לסגולים מיד.
11. לאחר 10 דקות, הסירו את הכיסוי ומדדו את הספיגה ב-500-520 ננומטר באמצעות קורא לוחות.
12. חשב את ריכוז הגלוקוז בדגימות CSF על ידי אינטרפולציה של הערכים שלהם מהעקומה הסטנדרטית.

6. בדיקת גלוקוז בדם

1. בצע ניק רוחבי קטן לזנב העכבר באמצעות סכין גילוח והשתמש בטיפת דם כדי למדוד את רמת הגלוקוז בדם באמצעות גלוקומטר, על פי ההוראות הידניות.

תוצאות

עכברים זכרים הושתלו עם צינורית שהורכבה למיני-משאבה אוסמוטית (איור 1) כדי להחדיר באופן כרוני aCSF או תמיסת גלוקוז של 50% לתוך החדרים הצדיים שלהם (איור 2). CSF נאסף 10 ימים לאחר הניתוח (איור 3) כדי לאמת את היעילות של הליך זה. התוצאות הראו עלייה ברמות הגל?...

Discussion

מאמר זה מדווח על פרוטוקול מפורט להעלאת גלוקוז CSF בעכברים באמצעות מיני-משאבות אוסמוטיות המחוברות לצינורית שהושתלה בחדר הצידי. עירוי כרוני של גלוקוז במוח העכבר באמצעות הליך זה יהיה שימושי בתיאור ההשפעות של היפרגליצורכיה לטווח ארוך על קוגניציה, מטבוליזם גלוקוז מערכתי, ואיזון אנרגיה ולהבנה ...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.22 µm syringe filter	Membrane solutions	SFPES030022S
1 mL sterile Syringe (Luer-lok tip)	BD	309628
1 mL TB syringe	BD	309659
100 mL Glass beaker	Fisher	N/a
100% Ethanol (Koptec)	DLI	UN170	Use 70% dilution to clean the surgery area
50 mL conical tube	Fisher	N/A
Allignment indicator	KOPF	1905
Alzet brain infusion kit	DURECT	Kit # 3; 0008851	Cut tubing in the kit to 1 inch length
Alzet osmotic pump	DURECT	2004	Flow rate 0.25 µL/h
Anesthesia system	Kent Scientific	SomnoSuite
Betadine solution	Avrio Health	N/A
CaCl2 . 2H2O	Fisher	C79-500
Cannula holder	KOPF	1966
Centering scope	KOPF	1915
Dental Cement Liquid	Lang Dental	REF1404
Dental cement Powder	Lang Dental	REF1220-C
D-glucose	Sigma	G8270
Electric drill	KOPF	1911	While drilling a hole avoid rupturing dura mater
Eye lubricant (Optixcare)	CLC Medica	N/A
Glass Bead sterilizer (Germinator 500)	VWR	101326-488	Place instruments in sterile water to let them cool before surgery
Glucose Assay Kit	Cayman chemical	10009582
H2O2	Sigma	H1009-500ml	Apply 3% H2O2 on skull surface to make the cranial sutures visible.
Hair Clipper	WAHL	N/A
heating pad	Heatpax	19520483
Hemostat	N/A	N/A
Isoflurane (Fluriso)	Zoetis	NDC1385-046-60
KCl	VWR	0395-500g
Magnetic stand	WPI	M1
Magnifying desk lamp	Brightech	LightView Pro Flex 2
Metal Spatula	N/A	N/A
MgCl2 . 6H2O	Fisher	BP214-500
Micromanipulator (Right handed)	WPI	M3301R
Micromanipulator with digital display	KOPF	1940
Na2HPO4 . 7H2O	Fisher	S373-500
NaCl	Sigma	S7653-5Kg
NaH2PO4 . H2O	Fisher	S369-500
Neosporin	Johnson & Johnson	N/A	Apply topical oinment to prevent infection
Parafilm	Bemis	DM-999
Rimadyl (Carprofen) 50mg/ml	Zoetis	N/A	5 mg/kg, subcutaneous, for analgesia
Scalpel	N/A	N/A
Stereotaxic allignment system	KOPF	1900
Sterile 27 gauge needle	BD	305109
Sterile cotton tip applicators (Solon)	AMD Medicom	56200
Sterile nylon sutures (5.0)	Oasis	MV-661	Use non-absorable suture for closing the wound
Sterile sharp scissors	N/A	N/A
Sterile surgical blades	VWR	55411-050
Surgical gloves (Nitrile)	Ammex	N/A	Change gloves if there is suspision of contamination
Tray	N/A	N/A