המימון ניתן על ידי NIH MH-64611 ו NARSAD פרס החוקר הצעיר. המחברים גם רוצה להכיר אדם Beagley, מארק Dikopf, ובן סמית לקבלת סיוע טכני שלהם.

SU-8 עובש ייצור יחידת הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האב SU-8 על מצע פרוסות סיליקון מוכן באמצעות שני שלבים סטנדרטי תהליך שלילי להתנגד ליתוגרפיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סימני יישור על פרוסות סיליקון סיליקון מוסרים באמצעות סכין גילוח כמו גובה של מבנים אלה (הממוקמים לאורך השוליים החיצוניים של פרוסות סיליקון) הוא יותר מבנים המכשיר בפועל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוסות סיליקון הוא ניקה מכן באמצעות אלכוהול איזופרופילי מיובשים בזרם של N 2. עמודי התמיכה עשוי קלטת עם עובי פחות מ מבנה המכשיר הגבוה ביותר להחליף את סימני יישור על ארבעת הצדדים של פרוסות סיליקון. הערה: אם גובה עמודי התמיכה היא יותר מאשר המבנים התקן הגבוה ביותר, דרך החורים לא נוצרות עובש PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוסות סיליקון מאסטר ממוקמת על פלטה חשמלית בטמפרטורת החדר. </li></ol> PDMS הכנה פתרון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ארבעה גרם של פתרון (PDMS) polydimethylsiloxane מוכן על ידי ערבוב יסודי 10 חלקים אלסטומר סיליקון עם חלק 1 של סוכן ריפוי. הערה: ודא כי שני פתרונות מעורבבים באופן אחיד כדי להשיג תכונות פיזיות דומות ברחבי עובש PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בועות שנוצרו בתמיסה PDMS במהלך תהליך ערבוב מוסרים באמצעות ייבוש ואקום. </li></ol> PDMS ציפוי ריפוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בועה נטולת הפתרון PDMS היא לוותר לאט על המאסטר SU-8 לוודא כי הבועות לא נוצרות בתהליך מחלק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קצה אחד של הסרט לכתוב על שקיפות ממוקם אז על הצלחת חם והניח לאט על הפתרון PDMS באופן שווה להפיץ את PDMS על המאסטר SU-8. כל הבועות שנוצר במהלך תהליך זה צורך להסיר באמצעות בדיקה. [הערה: אל תרימו את השקיפות כדי למנוע יצירת בועות יותר.] </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוח borofloat ממוקם על גבי גיליון את השקיפות להפעיל לחץ אחיד. לחץ עדין מוחל על פני השטח העליון של מבנים עגולים הגבוה ביותר (הממוקמת באמצע הדרך של אורכי ערוץ ממורכזת לרוחב הערוצים) כגון שיש מינימלית או ללא PDMS דחוקה בין שקיפות לבין משטח SU-8 החוזר מבנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שלושה לוחות borofloat יותר ממוקמים על גבי הכריך פרוסות סיליקון-borofloat לוח להפעיל לחץ קבוע על פני השטח העליון של המבנים פתח עגול לפני ובמהלך תהליך ריפוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הטמפרטורה של הפלטה החשמלית מוגברת אז עד 75 מעלות צלזיוס ו PDMS נירפאים בטמפרטורה זו במשך שעה 1. צלחת חמה מובא לטמפרטורה של 50 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוחות יוסרו השקיפות מוסר בעדינות והותיר אחריו הורים לבין סדין דק PDMS מצופה על גבי זה. </li></ol> הבנייה של המכשיר microfluidic הסרת גיליון PDMS ממורה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגבול החיצוני של החדר זלוף היא שגולף על הסדין PDMS באמצעות סכין גילוח לאחר יישור יציאות החדר זלוף עם יציאות על הראשי SU-8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גיליון PDMS לאחר מכן להסיר בעדינות מן האדון, מושך לאורך הערוצים כדי למנוע קריעה של PDMS. גיליון PDMS מושם על גיליון שקיפות עם משטח רשת microfluidic כלפי מעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היציאות מפרצון ו לשקע עשויים מכן באמצעות מקדח הפקק. </li></ol> Bonding גיליון PDMS זכוכית coverslip <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשטח מליטה הגיליון PDMS (השטח הכולל את רשת microfluidic) ו coverslip זכוכית אז לנקות בעדינות בעזרת נייר דבק 3M, הניח על גיליון של שקיפות, והניח סוף סוף את החדר 2 O פלזמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משטחים מליטה מטופלים בפלזמה 165 וואט במשך 10 s. המשטח פלזמה טיפול של coverslip הזכוכית היא ערובה מיד אל פני השטח פלזמה שטופלו הגיליון PDMS. הערה: יש להפעיל לחץ עדין על פני הזכוכית כדי להסיר בועות אוויר שנלכדו בין משטחים מליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר 5 דקות להשיג מליטה טוב בין PDMS וזכוכית. אחרי 5 דקות בעדינות להסיר את השקיפות שעליה גיליון PDMS הושם על תהליך מליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המכשיר microfluidic ממוקם במערכת החמצן פלזמה לעשות הערוצים הידרופילי. הטיפול נעשה על הפלזמה 165 וואט למשך דקה 1. </li></ol> שילוב של מכשיר microfluidic קאמרית זלוף הכנת החדר זלוף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תא ה-off-המדף זלוף נצטווה, ויציאות כניסת ו לשקע שנקדחו כך שכאשר המכשיר microfluidic ובית הנבחרים מודבקים, היציאות על החדר ואת המכשיר מיושרים. המשטח התחתון של החדר זלוף מצופה PDMS כדי לקבל חותמת הדוק בין החדר לבין המכשיר microfluidic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכתוב על גיליון שקיפות ממוקם על פלטה חשמלית בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון אחד גרם PDMS מוכן בתהליך דומה לזו שתוארה קודם לכן. בועה נטולת הפתרון PDMS לאחר מכן חילק לאט על הדור שקיפות גיליון הימנעות של בועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החדר ממוקם זלוף אז על הפתרון PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוח borofloat ממוקם אז על גבי תא להפעיל לחץ אחיד להשיג ציפוי דק של PDMS על פני השטח התחתון של החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הטמפרטורה של הפלטה החשמלית מוגברת אז עד 75 מעלות צלזיוס ו PDMS נירפאים בטמפרטורה זו במשך שעה 1. </li></ol> Bonding של המכשיר microfluidic קאמרית זלוף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הלוח הוא להסיר את השקיפות מוסר בעדינות משאירים מאחוריהם חדר זלוף ואת מצופה סדין דק PDMS על המשטח התחתון. PDMS רצויות מוסר באמצעות סכין גילוח ו בדיקה קצה חד להסרת PDMS מנמלי גישה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשטח PDMS של המכשיר microfluidic ואת המשטח התחתון PDMS של החדר אז הם לנקות בעדינות בעזרת קלטת 3M, הניח על גיליון של שקיפות, והניח סוף סוף בחדר פלזמה חמצן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משטחים מטופלים בפלזמה 165 וואט במשך 10 s. המשטח מצופה PDMS של החדר היא ערובה מיד אל פני השטח PDMS של המכשיר microfluidic. הערה: יש להפעיל לחץ עדין על פני הזכוכית כדי להסיר בועות אוויר שנלכדו בין משטחים מליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיד לפני השימוש, המכשיר ממוקם במערכת החמצן פלזמה לעשות הערוצים הידרופילי. הטיפול נעשה על הפלזמה 165 וואט למשך דקה 1. </li></ol> חשיפת פרוסות המוח microenvironment neurochemical באמצעות מכשיר microfluidic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Microchannels הידרופילי של (מכשיר microfluidic) - (תא זלוף) שילוב מלאים תקן ACSF (מלאכותית נוזל השדרה מוחין) פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר על טיפות קטנות של פתרון ACSF בנמלי כניסת ולאפשר הפתרון להיות רשעים לתוך הערוצים. הסר את כל הבועות שמאל באמצעות מזרק מנמל המוצא. לוותר על ירידה גדולה של פתרון ACSF בנמל המוצא, כדי לאפשר פסיבי שאיבה של נוזלים מן מפרצון לנמלי המוצא של המכשיר microfluidic. הערה: יש להקפיד להסיר את כל הבועות מן הערוצים כדי לאפשר זרימה של נוזלים באמצעות שיטת שאיבה פסיבית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התיקון (המכשיר microfluidic) - (תא זלוף) משולבת במצע רגיל ולתקן את פלטפורמת רגיל מתאם מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את כניסת תקן לשקע (יניקה) צינורות לתא זלוף זלוף עבור רציפה של הפרוסה המוח עם פתרון ACSF סטנדרטי. הפתרון הוא ACSF aspirated ברציפות עם 95% O2-5% CO 2. הערה: שנו את המיקום של צינורות היניקה כדי לשמור על רמה קבועה של ACSF באמבטיה של החדר זלוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר קאמרית זלוף מתמלא פתרון ACSF, במקום פרוסת מוח בחדר זלוף בעזרת טפטפת. באמצעות בדיקה, מקם את פרוסת המוח מעל פתחים עגולים במכשיר microfluidic. לאחר פרוסה המוח במיקום הרצוי על פתחים עגולים, השתמש עוגן פרוסה כדי לשתק את הפרוסה המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המכשיר microfluidic כעת ניתן להשתמש כדי לחשוף את פרוסות המוח (להציב בחדר זלוף ועל גבי הרשת microfluidic) כדי נוירוטרנסמיטורים שונים באמצעות פסיבי שאיבה של נוזלים. </li></ol>

<ol>
	<li>Blake, A. J., Pearce, T. M., Rao, N. S., Johnson, S. M., Williams, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multilayer+PDMS+microfluidic+chamber+for+controlling+brain+slice+microenvironment.">Multilayer PDMS microfluidic chamber for controlling brain slice microenvironment.</a> Lab on a Chip. 7, 842-849 (2007).</li><li>Walker, G. M., Beebe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+passive+pumping+method+for+microfluidic+devices.">A passive pumping method for microfluidic devices.</a> Lab on a Chip. 2, 131-134 (2002).</li></ol>

המחברים פתוחים שיתופי פעולה לערב את הטכנולוגיה microfluidic המחישו בתחומים שונים של הביולוגיה.

קיימים macroscale או microscale פרוסה המוח לתאי זלוף מוגבלים מבחינת ההחלטה מרחבית שהם מספקים לחשוף את פרוסות המוח עם נוירוטרנסמיטורים. הטכנולוגיה המכשיר microfluidic הפגינו כאן מתגבר על מגבלה זו באמצעות טכניקות פשוטות bioMEMS. זה צפוי כי פשטות בייצור של המכשיר microfluidic ואת הקלות לשלב אותו עם הקיים ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>RC-26GPL</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0236</td>
<td>Low Profile Large Bath RC-26GLP Recording Chamber</td>
</tr>
<tr>
<td>SHD-26GH/10</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0253</td>
<td>Stainless steel slice hold-down for RC-26G, 1.0 mm thread spacing </td>
</tr>
<tr>
<td>PDMS (polydimethylsiloxane)</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>Sylgard 184</td>
<td>Silicone Elastomer Kit</td>
</tr>
<tr>
<td>Plasma Preen-II 862</td>
<td>Tool</td>
<td>Plasmatic Systems, Inc.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Microwave plasma system</td>
</tr>
<tr>
<td>Model P-1</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0277</td>
<td>Series 20 Plain Platform, Model P-1</td>
</tr>
<tr>
<td>SA-NIK</td>
<td>Tool</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>W2-64-0291</td>
<td>Adapter for Nikon Diaphot/TE200/TE2000, SA-NIK</td>
</tr>
<tr>
<td>Oxygenated, heated ACSF (Artificial cerebro-spinal fluid)</td>
<td>Reagent</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Exact composition will vary with application</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

brain slice stimulation using a microfluidic network and standard perfusion chamber

אנחנו הדגימו את ייצור של מכשיר שני ברמה microfluidic כי ניתן לשלב בקלות עם setups electrophysiology הקיים. מכשיר שני ברמת microfluidic הוא מפוברק באמצעות תקן שני שלבים שלילי להתנגד תהליך ליתוגרפיה 1. הרמה הראשונה מכילה microchannels עם כניסת ויציאות שקע בכל קצה. הרמה השנייה מכילה חורים עגולים microscale ממוקם באמצע של אורך ערוץ מרוכז יחד עם רוחב הערוץ. שיטת השאיבה פסיבי משמש משאבת נוזלים מנמל כניסת ליציאת שקע 2. המכשיר microfluidic משולב עם ה-off-המדף לתאי זלוף מאפשרת אינטגרציה חלקה עם ההתקנה electrophysiology. נוזלים הציג את זרימת כניסת יציאות דרך microchannels כלפי יציאות לשקע וגם להימלט דרך הפתחים מעגלי הממוקם על גבי microchannels לאמבטיה של זלוף. כך פני השטח התחתון של המוח פרוסה להציב באמבטיה קאמרית זלוף ומעל המכשיר microfluidic יכולים להיחשף עם נוירוטרנסמיטורים שונים. העובי של המכשיר microscale microfluidic ואת אופי שקוף של החומרים [זכוכית coverslip ו PDMS (polydimethylsiloxane)] השתמשו כדי להפוך את המכשיר microfluidic לאפשר מיקרוסקופיה של הפרוסה המוח. המכשיר microfluidic מאפשרת אפנון (הן במרחב ובזמן) של גירויים כימיים הציג את microenvironments פרוסה המוח.

Watch this Scientific Journal Video about Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber at JoVE.com

Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

אנו להדגים ייצור של המכשיר microfluidic פשוט כי ניתן לשלב עם setups תקן electrophysiology לחשוף משטחים microscale פרוסת המוח באופן מבוקר היטב נוירוטרנסמיטורים שונים.

פורסים גירוי המוח באמצעות רשת Microfluidic ולשכת זלוף רגילה

We have demonstrated the fabrication of a two-level microfluidic device that can be easily integrated with existing electrophysiology setups. The ...

brain-slice-stimulation-using-microfluidic-network-standard-perfusion

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K Views.  University of Illinois, Chicago. אנו להדגים ייצור של המכשיר microfluidic פשוט כי ניתן לשלב עם setups תקן electrophysiology לחשוף משטחים microscale פרוסת המוח באופן מבוקר היטב נוירוטרנסמיטורים שונים.

Video: Brain Slice Stimulation Using a Microfluidic Network and Standard Perfusion Chamber

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

המצאה של המכשיר microfluidic עבור מידור של Neuron סומה האקסונים

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

הכנת E18 נוירונים עכברוש קליפתיים עבור מידור בתוך המכשיר microfluidic

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously ...

CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

CD4 + T-לימפוציטים לכידת באמצעות שבב Microfluidic פנויה ל-HIV

Cell Capture Using a Microfluidic Device

תא לכידת באמצעות מכשיר microfluidic

Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

הערכת תנועתיות עצבי לתאי גזע באמצעות התקן הג&#39;ל מבוסס agarose Microfluidic

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Trypsinizing and Subculturing Mammalian Cells

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in cell death. The first step in subculturing is to detach cells from the surface of the primary culture vessel by trypsinization or mechanical means. The resultant cell suspension is then subdivided, or reseeded, into fresh cultures. Secondary cultures are checked for growth and fed periodically, and may be subsequently subcultured to produce tertiary cultures. The time between passaging of cells varies with the cell line and depends on the growth rate.

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. This video will demonstrate a procedure for subculturing both adherent and suspension cells.

Trypsinizing ו Subculturing בתאי יונקים

As cells reach confluency, they must be subcultured or passaged. Failure to subculture confluent cells results in reduced mitotic index and eventually in ...

The Microfluidic Probe: Operation and Use for Localized Surface Processing

Microfluidic devices allow assays to be performed using minute amounts of sample and have recently been used to control the microenvironment of cells. Microfluidics is commonly associated with closed microchannels which limit their use to samples that can be introduced, and cultured in the case of cells, within a confined volume. On the other hand, micropipetting system have been used to locally perfuse cells and surfaces, notably using push-pull setups where one pipette acts as source and the other one as sink, but the confinement of the flow is difficult in three dimensions. Furthermore, pipettes are fragile and difficult to position and hence are used in static configuration only. 
The microfluidic probe (MFP) circumvents the constraints imposed by the construction of closed microfluidic channels and instead of enclosing the sample into the microfluidic system, the microfluidic flow can be directly delivered onto the sample, and scanned across the sample, using the MFP. . The injection and aspiration openings are located within a few tens of micrometers of one another so that a microjet injected into the gap is confined by the hydrodynamic forces of the surrounding liquid and entirely aspirated back into the other opening. The microjet can be flushed across the substrate surface and provides a precise tool for localized deposition/delivery of reagents which can be used over large areas by scanning the probe across the surface. 
In this video we present the microfluidic probe1 (MFP). We explain in detail how to assemble the MFP, mount it atop an inverted microscope, and align it relative to the substrate surface, and finally show how to use it to process a substrate surface immersed in a buffer.

In this video we present the microfluidic probe1 (MFP). We explain in detail how to assemble the MFP, mount it atop an inverted microscope, and align it relative to the substrate surface, and finally show how to use it to process a substrate surface immersed in a buffer solution.

בדיקה Microfluidic: מבצע ושימוש לעיבוד Surface לוקליזציה

Microfluidic devices allow assays to be performed using minute amounts of sample and have recently been used to control the microenvironment of cells. ...

Platelet Adhesion and Aggregation Under Flow using Microfluidic Flow Cells

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions. Extracellular proteins, collagen I or von Willebrand factor are deposited within the microfluidic channel using active perfusion with a pneumatic pump. The matrix proteins are then washed with buffer and blocked to prepare the microfluidic channel for platelet interactions. Whole blood labeled with fluorescent dye is perfused through the channel at various flow rates in order to achieve platelet activation and aggregation. Inhibitors of platelet aggregation can be added prior to the flow cell experiment to generate IC50 dose response data.

The platelet adhesion cascade takes place in the presence of shear flow, a factor not accounted for in conventional (static) well-plate assays. This article reports on a platelet-aggregation assay utilizing a microfluidic well-plate format to emulate physiological shear flow conditions.

הדבקה צבירת טסיות דם תחת זרימה באמצעות תאים תזרים Microfluidic

Platelet aggregation occurs in response to vascular injury where the extracellular matrix below the endothelium has been exposed. The platelet adhesion ...

Mapping the After-effects of Theta Burst Stimulation on the Human Auditory Cortex with Functional Imaging

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent progress, the functional properties and lateralization of the human auditory cortex are far from being fully understood. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a non-invasive technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses, and represents a unique method of exploring plasticity and connectivity. It has only recently begun to be applied to understand auditory cortical function 2. 
An important issue in using TMS is that the physiological consequences of the stimulation are difficult to establish. Although many TMS studies make the implicit assumption that the area targeted by the coil is the area affected, this need not be the case, particularly for complex cognitive functions which depend on interactions across many brain regions 3. One solution to this problem is to combine TMS with functional Magnetic resonance imaging (fMRI). The idea here is that fMRI will provide an index of changes in brain activity associated with TMS. Thus, fMRI would give an independent means of assessing which areas are affected by TMS and how they are modulated 4. In addition, fMRI allows the assessment of functional connectivity, which represents a measure of the temporal coupling between distant regions. It can thus be useful not only to measure the net activity modulation induced by TMS in given locations, but also the degree to which the network properties are affected by TMS, via any observed changes in functional connectivity.
Different approaches exist to combine TMS and functional imaging according to the temporal order of the methods. Functional MRI can be applied before, during, after, or both before and after TMS. Recently, some studies interleaved TMS and fMRI in order to provide online mapping of the functional changes induced by TMS 5-7. However, this online combination has many technical problems, including the static artifacts resulting from the presence of the TMS coil in the scanner room, or the effects of TMS pulses on the process of MR image formation. But more importantly, the loud acoustic noise induced by TMS (increased compared with standard use because of the resonance of the scanner bore) and the increased TMS coil vibrations (caused by the strong mechanical forces due to the static magnetic field of the MR scanner) constitute a crucial problem when studying auditory processing. 
This is one reason why fMRI was carried out before and after TMS in the present study. Similar approaches have been used to target the motor cortex 8,9, premotor cortex 10, primary somatosensory cortex 11,12 and language-related areas 13, but so far no combined TMS-fMRI study has investigated the auditory cortex. The purpose of this article is to provide details concerning the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools to investigate auditory processing. 
Previously we showed that repetitive TMS (rTMS) at high and low frequencies (resp. 10 Hz and 1 Hz) applied over the auditory cortex modulated response time (RT) in a melody discrimination task 2. We also showed that RT modulation was correlated with functional connectivity in the auditory network assessed using fMRI: the higher the functional connectivity between left and right auditory cortices during task performance, the higher the facilitatory effect (i.e. decreased RT) observed with rTMS. However those findings were mainly correlational, as fMRI was performed before rTMS. Here, fMRI was carried out before and immediately after TMS to provide direct measures of the functional organization of the auditory cortex, and more specifically of the plastic reorganization of the auditory neural network occurring after the neural intervention provided by TMS. 
Combined fMRI and TMS applied over the auditory cortex should enable a better understanding of brain mechanisms of auditory processing, providing physiological information about functional effects of TMS. This knowledge could be useful for many cognitive neuroscience applications, as well as for optimizing therapeutic applications of TMS, particularly in auditory-related disorders.

Auditory processing is the basis of speech and music-related processing. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) has been used successfully to study cognitive, sensory and motor systems but has rarely been applied to audition. Here we investigated TMS combined with functional Magnetic Resonance Imaging to understand the functional organization of auditory cortex.

מיפוי לאחר הלוואי של תטא Burst גירוי בקורטקס השמיעתי האנושי בהדמיה תפקודית

Auditory cortex pertains to the processing of sound, which is at the basis of speech or music-related processing1. However, despite considerable recent ...

Mechanical Stimulation of Chondrocyte-agarose Hydrogels

Articular cartilage suffers from a limited repair capacity when damaged by mechanical insult or degraded by disease, such as osteoarthritis. To remedy this deficiency, several medical interventions have been developed. One such method is to resurface the damaged area with tissue-engineered cartilage; however, the engineered tissue typically lacks the biochemical properties and durability of native cartilage, questioning its long-term survivability. This limits the application of cartilage tissue engineering to the repair of small focal defects, relying on the surrounding tissue to protect the implanted material. To improve the properties of the developed tissue, mechanical stimulation is a popular method utilized to enhance the synthesis of cartilaginous extracellular matrix as well as the resultant mechanical properties of the engineered tissue. Mechanical stimulation applies forces to the tissue constructs analogous to those experienced in vivo. This is based on the premise that the mechanical environment, in part, regulates the development and maintenance of native tissue1,2. The most commonly applied form of mechanical stimulation in cartilage tissue engineering is dynamic compression at physiologic strains of approximately 5-20% at a frequency of 1 Hz1,3. Several studies have investigated the effects of dynamic compression and have shown it to have a positive effect on chondrocyte metabolism and biosynthesis, ultimately affecting the functional properties of the developed tissue4-8. In this paper, we illustrate the method to mechanically stimulate chondrocyte-agarose hydrogel constructs under dynamic compression and analyze changes in biosynthesis through biochemical and radioisotope assays. This method can also be readily modified to assess any potentially induced changes in cellular response as a result of mechanical stimuli.

The biosynthesis of cartilaginous extracellular matrix by chondrocytes can be affected by application of mechanical stimuli. This method describes the technique of applying dynamic compressive strains to chondrocytes encapsulated in 3D constructs and the evaluation of induced changes in chondrocyte metabolism.

גירוי מכאני של הידרוג Chondrocyte-agarose

Articular cartilage suffers from a limited repair capacity when damaged by mechanical insult or degraded by disease, such as osteoarthritis. To remedy ...