המחברים מודים לד&quot;ר Gerrits פיטר את הרישומים בשימוש בווידאו.

הערה: שיטות חיטוי צריכים להיות מועסקים במהלך ההליך כולו. כל המכשירים והחומרים (כותנה שקצהו מטליות, גזה, וכו &#39;) אשר ישמשו במהלך הניתוח צריך להיות מעוקר על ידי מעוקר. מסכה כירורגית, מצנפת שיער וכפפות סטריליות צריך להיות משוחק. אזור העבודה מנגנון stereotaxic יש לנקות ביסודיות, ולחטא עם פתרון אתנול 70%. 1. טרום ניתוחית נהלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת מנגנון stereotaxic ואת כל החומרים הדרושים. טרום לחמם את כרית החימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צינורית התמיכה שלה לבדוק אם היא ישרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את מערכת הגז - תערובת של אוויר וחמצן הסביבה (30-35% של תזרים בסך הכל צריך להיות חמצן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכברוש ולנהל את ההרדמה. אנחנו משתמשים בתערובת של קטמין (37.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו dexmedetomidine (0.25 מ&quot;ג / ק&quot;ג) מוזרק מתחת לעור. בפרוטוקולים הרדמה שונים, לראות Flecknell 4 ו Hellebrekers et al. 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי העכברוש איבד את הכרתו, לגלח את אזור הראש הולך מן האוזניים רק בין העיניים עם סכין גילוח חשמלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה על כרית חימום, עם האף שלה מול צינורות האוויר. השתמש oximeter על מנת להבטיח כי החולדה יש ​​דם מספקת רמת חמצון (לא צריך טיפה &lt;90%). אנא עקוב אחר הוראות היצרן לשימוש נאות של הציוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל קרם עיניים (Duratears Z, Alcon) על קרניות הן כדי למנוע התייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק רפלקסים של עכברוש (זנב רפלקס או הבוהן קמצוץ רפלקס, כפי שמודגם Walantus et al. 8) על מנת להבטיח כי הוא מורדם כראוי. אם החולדה ממשיכה להראות רפלקסים חזקה, תוספת של הרדמה עלול להיות נחוץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם לא רפלקס הבוהן קמצוץ מוצג, במקום חולדה במנגנון stereotaxic, להתאים את הסורגים האוזן, כך שזה מראה קריאה שווה משני הצדדים, ומניחים שוב את צינור האוויר מול החיהעל ידי לתקן את זה עם סרגל האף. בדוק שוב אם החולדה מראה חמצון בדם ברמה של 90% ומעלה. אם לא, להתאים גם את צינורות, להביא אותו קרוב יותר אל האף, או להגביר את זרימת החמצן. לנטר את רמת חמצון הדם וקצב הלב במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח באופן רציף בטמפרטורה של החולדה עם מדחום רקטלי (מחובר מועדף על כרית חימום) ולהקליט את הערכים בתחילת ובסוף הניתוח. התאם את כרית חימום או להשתמש בשמיכה כדי לשמור על טמפרטורת גוף של 37.5-38.5 ° C. </li></ol> 2. כירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק משכך כאבים. אנחנו משתמשים ממשל יחיד פרי הניתוח של carprofen (4.0-5.0 מ&quot;ג / ק&quot;ג, תת עורי). עבור פרוטוקולים כאבים שונים, לראות Hellebrekers et al. 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את האזור המגולח של tהוא העור מן המרכז אל ההיקף שיער שלוש פעמים בחומר חיטוי (למשל, chlorhexidine 0.5%) ו מקומי להזריק תערובת של לידוקאין (20 מ&quot;ג / מ&quot;ל) ואדרנלין (5 מ&quot;ג / מ&quot;ל) עבור vasoconstriction הרדמה מקומית (כדי למנוע דימום יתר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך קדמי, אחורי של כ - 2.5 ס&quot;מ על קו האמצע של הקרקפת, קורה מבין עיניו עד האחורי של האוזניים. השתמש 4-6 מלחציים בולדוג לצבוט את העור כדי לשמור על החתך פתוח. הסר את כל רקמת מקשר עם מרית ו / או כותנה מטליות לנקות את השטח על מנת לחשוף את פני הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק אם הראש הוא רמה: ראשית, למצוא Lambda והמקום צינורית מדריך בדיוק על מיקום זה, נוגע בגולגולת. הקלט את לתאם dorso-הגחון. בשלב הבא, במקום את הצינורית מדריך בדיוק על גבחת, נוגע בגולגולת, ולהקליט לתאם dorso-הגחון שלה. אלה שתי קואורדינטות צריך להיות זהה. אם ההבדל הוא&gt; 0.3 מ&quot;מ, להתאים את סרגל האף לתקן אותה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Mהאייק שני חורים קטנים לתיקון את הברגים בגולגולת באמצעות מקדח יד מעוקרים (אחד כ 5 מ&quot;מ קדמית למיקום צינורית באחת האונות ואת השני 5 מ&quot;מ האחורי למיקום צינורית בחצי הכדור הנגדי). מקום שני ברגים סטרילי לתוך החורים האלה עד שהם מעוגנים היטב, בלי להיות מוכנס כהלכה לתוך הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם צינורית מדריך להציב בדיוק גבחת, להקליט את הקואורדינטות קדמית אחורית ו-לרוחב. מיקום נכון של מיקום הצינורית מדריך לכל איזור במוח יכול להיות מחושב על ידי הוספה או הפחתה של גבחת, בעזרת אטלס stereotaxic 9-11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את הצינורית מדריך במיקום הנכון, מעט נוגע בגולגולת. הקלט את לתאם dorso-הגחון. עבור מיקום הצינורית הבילטראליים, למצוא הבא למיקום צינורית בחצי הכדור השני, שוב להקליט את לתאם dorso-הגחון. קואורדינטות שניהם צריכים להיות זהים (או שונים &lt;0.3 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">סמן את המיקומים צינורית בגולגולת בעיפרון סטרילית, עם הקודח יד, לעשות את החורים בר, לבדוק את הגודל ואת המיקום הנכון בעזרת המדריך את הצינורית. לאחר החורים נעשים, להשתמש במחט סטרילית בעדינות האגרוף קרומי המוח, כדי לאפשר החדרה של צינורית בלא הפרעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את צינורית לתוך החור הראשון נמוך זה בזהירות עד שהוא מגיע לתאם הגחון הסופי. הכנת מלט שיניים בנדיבות ולהחיל אותו סביב צינורית אחד או שניהם ברגים כדי לתקן את צינורית. המתן עד הבטון התייבש לחלוטין. לאחר מכן, להסיר בזהירות את התמיכה הצינורית על ידי סיבוב dorso-הגחון כלפי מעלה הבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את השני לתוך צינורית התמיכה עבור למיקום צינורית בחצי הכדור השני. מניחים את צינורית לתוך החור וחזור על השלב הקודם. מכסים את הברגים משטח גדול של cannulas במלט, ולפני בטון יבש, להסיר כל עודף מהעור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק חם (~ 37 ° C) מלוחים סטרילית (~ 10 מ&quot;ל / ק&quot;ג, sc) כדי להבטיח להחזרת נוזלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי המלט התייבש לחלוטין, להוציא את צינורית התמיכה ומקום סיכה סטרילי לתוך צינורית כל כדי למנוע חסימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את אזור הפצע עם תמיסת מלח סטרילית תפר הקדמי האחורי של הפצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החיה מן המנגנון stereotaxic, החלפת צנרת הגז מול האף שלה. המשך לעקוב אחר רמת ריווי חמצן טמפרטורת הגוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הרדמה בזריקות עם dexmedetomidine משמש, להזריק atipamezole אנטגוניסט שלה (0.25 מ&quot;ג / ק&quot;ג, sc) ולחכות עד שהחיה מתעוררת (בערך 5 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את חולדה לכלוב ההתאוששות. כדי למנוע היפותרמיה, במקום כלוב באינקובטור ב 28 מעלות צלזיוס או על כרית חימום במקום שבו ניתן לצפות בבעלי חיים למשך שעה אחת לפחות, לפני שחזר אותו לחדר ביבר. </li></ol> 3. לאחר טיפול כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך<html> הראשון 4 ימים לאחר הניתוח, לעקוב אחר ההתאוששות של החולדה על ידי שמירה על רישום יומי של משקל ותצפיות אחר בדבר מצבו של בעל החיים ב יומני העבודה במעבדה או &quot;רווחת בעלי החיים יומנים&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים המראים סימנים גלויים של זיהום מחלה, אובדן את הפצע, משקל גוף או סימנים אחרים של טיפול מיוחד מופחת רווחה חייב לעבור: למשל מנה נוספת של משככי כאבים כדי למזער את הכאב שלאחר הניתוח, תערובת של אבקת מזון ומים בנוסף לרמת האוכל כדי לעורר את התיאבון של החולדה, ו / או הזרקה תת עורית של תמיסת מלח כדי לתמוך להחזרת נוזלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם החולדה לא מראה שום שיפור לאחר התערבויות אלה, או אובדן של משקל גוף&gt; 15% (לעומת משקל ניתוח מראש), להקריב את חיה עם מנת יתר של חומר הרדמה (הומני נקודת הסיום). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חולדות בדרך כלל צריך לשחזר לפחות 7 ימים לפני תחילתו של ניסויים התנהגותיים. </li></ol> 4. נציג תוצאות &quot;jove_content&gt; כדי לקבוע אם שינויים שונים הליך כירורגי שלנו, במיוחד ביחס תוספת חמצן ניטור רציף של החמצון בדם, קצב הלב ואת טמפרטורת הגוף, משופרת ההישרדות של בעלי חיים ושיפור המצב הכללי שלה לאחר הניתוח, השווינו את אי - שיעור הישרדות של 20 קבוצות של בעלי חיים (בהיקף של 20 חולדות כל אחת) כי עבר ניתוח לאחר שביצענו שינויים אלה עם שיעור ההישרדות הלא של 24 קבוצות (20 חולדות כל אחת) פעולה עם הפרוטוקול הסטנדרטי. כפי שמוצג באיור 1 א שיעור ההישרדות הלא צומצם משמעותית במדגם של קבוצות כי הופעל עם פרוטוקול שונה (p &lt;0.05; Mann-Whitney U מבחן, שני זנב). יתר על כן, כפי שמוצג באיור 1b, לאחר ניתוח הרזיה של חולדות פעולה עם פרוטוקול שונה גם הקטינה באופן משמעותי בהשוואה לזו של חולדות פעולה עם ההליך הסטנדרטי (שלאחר הניתוח יום 1: P &lt;0.05; שלאחר הניתוח יום 2: P &lt;0.01; שלאחר הניתוח יום 3: P = 0.17; סטודנט t-בדיקות). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" /> באיור 1. השפעת שינויים כירורגית על שיעור אי - הישרדות לאחר ניתוח הרזיה. (א) ללא שיעור ההישרדות של חולדות פעולה עם פרוטוקול שונה, בהשוואה לזו של חולדות פעולה עם הפרוטוקול הסטנדרטי. שיעור אי - הישרדות (חציון ± interquartile טווחי) היה מחושב כאחוז של חולדות, לכל קבוצה של 20 חולדות, שלא שרד ניתוח. * P &lt;0.05, Mann-Whitney U במבחן דו זנבי (n = 20 המחזורים עבור הפרוטוקול שונה ו 24 המחזורים עבור הפרוטוקול הסטנדרטי). (ב) ירידה במשקל (ממוצע ± SEM כאחוז משקל ניתוח מראש) במהלך הראשון (POD1), השני (POD2) והשלישי (POD3) ביום שלאחר הניתוח. * P &lt;0.05, ** P &lt;0.01, סטודנטים מבחן t (n = 60 בכל קבוצה).

<ol>
	<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).</li><li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents:+are+we+making+progress?.">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?.</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li><li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures.">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians. , (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DIRECTIVE+2010/63/EU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes.">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li><li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A., Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia,+analgesia+and+euthanasia.">Anaesthesia, analgesia and euthanasia.</a> Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).</li><li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos.">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1986).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li><li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Maps: Structure of the Rat Brain. , (1992).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

המטרה העיקרית של המצגת הווידאו הזאת היא להכיר מדעני מוח התנהגותי עם עקרונות היסוד של הניתוח stereotaxic. חוקרים שכבר נמצאים בביצוע הניתוח stereotaxic עשוי ליהנות גם וידאו ורואים כמה חידודים פרוצדורליים לשימוש במעבדה שלהם. ידע הולך וגובר לגבי אופטימיזציה של טכניקות ניתוחיות <su...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם מגיב </td><td> חברה </td></tr><tr><td> אלכוהול 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezole) </td><td> אוריון </td></tr><tr><td> אטרופין סולפט 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> בולדוג עוצר דמום מהדק </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cannulas </td><td> רכיב אספקת ושות </td></tr><tr><td> Chlorhexidine 0.5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> אבקת ניקוי </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> כותנה מקלות </td><td> הרטמן BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidine) </td><td> אוריון </td></tr><tr><td> תרגיל </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> אלקון </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder לשוחח 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / רחוב 110 מ&quot;מ </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> גזה </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> כרית חימום </td><td> הרווארד Apparatus </td></tr><tr><td> סיכות חרקים (stylets) </td><td> Entosphinx (צ Republik) </td></tr><tr><td> קטמין 10% (קטמין) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-הלסטד ישר קצה </td><td> Aesculap-הווטרינר </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> הרטמן BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> בקסטר </td></tr><tr><td> מחטים (25 גרם) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oximeter </td><td> עידן מכשירים, Inc </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> בתי המרקחת של UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> פייזר </td></tr><tr><td> איזמל להב מס &#39;23 </td><td> סוואן מורטון </td></tr><tr><td> Scalpelholder ע&quot;נ. 4 133 מ&quot;מ </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> בורג הנהג </td><td> חומרה קונבנציונאלי Store </td></tr><tr><td> סימפלקס מהיר (מלט שיניים) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> גולגולת ברגים </td><td> רכיב אספקת ושות </td></tr><tr><td> מרית </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan מיוחד </td><td> ג&#39;ונסון אנד ג&#39;ונסון </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf מכשירים </td></tr><tr><td> מלקחיים כירורגי 100mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> תפר חומר Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> מזרק 10 מ&quot;ל </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> מזרק 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> מזרק 5 מ&quot;ל </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocaine (לידוקאין / אדרנלין) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience

ניתוח Stereotaxic להשתלה של cannulae לאזורים ספציפיים במוח במשך עשורים רבים הייתה טכניקה ניסויית מוצלחת מאוד לחקור את ההשפעה של הנוירוטרנסמיטר מניפולציות מקומית מסלולי איתות, חיות ער מתנהג. יתר על כן, stereotaxic השתלת אלקטרודות לגירוי אלקטרו לימודי הקלטה כבר סייעה ההבנה הנוכחית שלנו של neuroplasticity ורשתות המוח מתנהג חיות. ידע הולך וגובר לגבי אופטימיזציה של טכניקות ניתוחיות ב 1-4 מכרסמים, מודעות הציבור לגבי בעלי חיים בנושאים הרווחה חקיקה מחמירים (למשל, הוראה 2010 האיחוד האירופי על שימוש בחיות מעבדה 5) תתבקש לנו לחדד אלה פעולות כירורגיות, במיוחד ביחס ליישום נהלים חדשים עבור תוספת חמצן ניטור רציף של חמצון הדם וקצב הלב במהלך הניתוח רמות, כמו גםמציגה פרוטוקול סטנדרטי עבור טיפול לאחר ניתוח. התצפיות שלנו מראות כי שינויים אלה הביאו שיעור ההישרדות המוגברת שיפור במצב הכללי של בעלי החיים לאחר הניתוח (ירידה במשקל למשל פחות חיה יותר פעיל). זו מצגת וידאו יציג את פרוצדורות כללי מעורבים בסוג זה של ניתוח stereotaxic עם תשומת לב מיוחדת מספר שינויים שלנו. נדגים אלה ניתוחים אצל חולדות, אבל ניתן גם לבצע סוג זה של ניתוח בעכברים או בחיות מעבדה קטנות באמצעות מתאמים מיוחדים עבור המנגנון stereotaxic 6.

Watch this Scientific Journal Video about Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience at JoVE.com

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

ניתוח Stereotaxic על מכרסמים מאפשר ניהול ממוקד של תרופות או גירוי חשמלי והקלטות ב ער, התנהגות בעלי חיים. במצגת וידאו זה נדגים חידודים פרוצדורליים האחרונות להליך ארוכת זה כי שיעור ההישרדות משופרת בהצלחה ואובדן מופחת לאחר הניתוח המשקל.

מכרסמים כירורגיה Stereotaxic ועל צער בעלי חיים שיפורים תוצאה של ההתנהגות Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

rodent-stereotaxic-surgery-animal-welfare-outcome-improvements-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.9K Views.  University of Groningen. ניתוח Stereotaxic על מכרסמים מאפשר ניהול ממוקד של תרופות או גירוי חשמלי והקלטות ב ער, התנהגות בעלי חיים. במצגת וידאו זה נדגים חידודים פרוצדורליים האחרונות להליך ארוכת זה כי שיעור ההישרדות משופרת בהצלחה ואובדן מופחת לאחר הניתוח המשקל.

Video: Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

תרופות משלוח מערכתית מקומי לטיפול במחלות של מערכת העצבים המרכזית מודלים מכרסמים

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

בעלי חיים שלמה זלוף קיבוע של מכרסמים

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

ניתוח Stereotaxic על הנגע Excitotoxic של אזורי מוח ספציפיים עכברוש למבוגרים בלבד

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

A Lightweight, Headphones-based System for Manipulating Auditory Feedback in Songbirds

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and sensorimotor plasticity1. Consistent sensory perturbations result in compensatory changes in motor output, reflecting changes in feedforward motor control that reduce the experienced feedback error. By quantifying how different sensory feedback errors affect human behavior, prior studies have explored how visual signals are used to recalibrate arm movements2,3 and auditory feedback is used to modify speech production4-7. The strength of this approach rests on the ability to mimic naturalistic errors in behavior, allowing the experimenter to observe how experienced errors in production are used to recalibrate motor output.
Songbirds provide an excellent animal model for investigating the neural basis of sensorimotor control and plasticity8,9. The songbird brain provides a well-defined circuit in which the areas necessary for song learning are spatially separated from those required for song production, and neural recording and lesion studies have made significant advances in understanding how different brain areas contribute to vocal behavior9-12. However, the lack of a naturalistic error-correction paradigm - in which a known acoustic parameter is perturbed by the experimenter and then corrected by the songbird - has made it difficult to understand the computations underlying vocal learning or how different elements of the neural circuit contribute to the correction of vocal errors13.
The technique described here gives the experimenter precise control over auditory feedback errors in singing birds, allowing the introduction of arbitrary sensory errors that can be used to drive vocal learning. Online sound-processing equipment is used to introduce a known perturbation to the acoustics of song, and a miniaturized headphones apparatus is used to replace a songbird's natural auditory feedback with the perturbed signal in real time. We have used this paradigm to perturb the fundamental frequency (pitch) of auditory feedback in adult songbirds, providing the first demonstration that adult birds maintain vocal performance using error correction14. The present protocol can be used to implement a wide range of sensory feedback perturbations (including but not limited to pitch shifts) to investigate the computational and neurophysiological basis of vocal learning.

We describe the design and assembly of miniaturized headphones suitable for replacing a songbird&#x2019;s natural auditory feedback with a manipulated acoustic signal. Online sound processing hardware is used to manipulate song output, introduce real-time errors in auditory feedback via the headphones, and drive vocal motor learning.

, מערכת אוזניות קלה משקל מבוססת על מניפולצית משוב שמיעתי בציפורי שיר

Experimental manipulations of sensory feedback during complex behavior have provided valuable insights into the computations underlying motor control and ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

בoptogenetic גירוי vivo של מערכת העצבים המרכזית מכרסם

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

עירוי stereotaxic של Oligomeric עמילואיד-ביתא להיפוקמפוס העכבר

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

ניתוח stereotaxic מניפולציה גנטית בתאים Striatal של מוח העכבר Neonatal

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

זיהוי של דופמין קולטן D1-אלפא בתוך מכרסמים גרעין האקומבנס על ידי טכנולוגיה חדשנית RNA בחיי עיר זיהוי

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

EEG לא פולשנית הקלטות לנוע בחופשיות חזירונים

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...