Yazarlar video kullanılan çizimler Dr Peter Gerrits teşekkür ederim.

Not: Antiseptik teknikleri tüm prosedürü sırasında istihdam edilmelidir. Ameliyat sırasında kullanılan tüm alet ve malzemeler (pamuklu çubuklar, gazlı bez, vb.) Otoklav ile sterilize edilmelidir. Cerrahi maske, saç kaput ve steril eldiven giyilmelidir. Çalışma alanı ve stereotaksik aparatı iyice temizlenmiş, ve% 70 etanol çözeltisi ile dezenfekte edilmelidir. 1. Pre-cerrahi prosedürler <ol><li> Stereotaksik aparatı ve gerekli tüm malzemeleri ayarlayın. Pre-ılık ısıtma yastığı. </li><li> Verdiği destek kanül yerleştirin ve düz olup olmadığını kontrol edin. </li><li> Gaz sistemi açın ortam hava ve oksijen karışımı (toplam akışının% 30-35 oksijen olmalıdır). </li><li> Rat tartılır ve anestezi yönetmek. Biz subkutan enjekte ketamin (37.5 mg / kg) ve deksmedetomidin (0.25 mg / kg) oluşan bir karışım kullanıyoruz. Farklı anestezi protokolleri için, bkz. Flecknell 4 ve Hellebreker.s ve ark. [7 ]. </li><li> Sıçan bilinci kaybettikten sonra, sadece bir elektrikli tıraş makinesi ile gözleri arasındaki kulakları giden kafa alan tıraş. </li><li> Hava hortumu önünde burun, ısıtma pedi sıçan yerleştirin. Rat yeterli bir kan oksijenlenme düzeyi (&lt;% 90 damla) olduğundan emin olmak için bir oksimetre kullanın. Ekipmanın uygun kullanımı için üreticinin talimatlarını takip ediniz. </li><li> Dehidratasyonu önlemek için her iki kornealar göz kremi (Duratears Z, Alcon) uygulayın. </li><li> Sıçan refleksler (kuyruk refleks veya toe-tutam refleks, Walantus ve ark. 8 gösterdiği gibi) yeterli anestezi olduğundan emin olmak için kontrol edin. Sıçan, güçlü refleksleri göstermeye devam ederse, anestezi takviyesi gerekebilir. </li><li> Hayvanın önünde hava hortumu, hiçbir ayak tutam refleks ise, stereotaksik aparat sıçan, her iki tarafta eşit okuma gösterir böylece kulak çubukları ayarlamak ve tekrar yereburun bar ile sabitleme. Sıçan,% 90 veya daha yüksek bir kan oksijenlenme düzeyi gösterir eğer tekrar kontrol edin. Aksi takdirde, yakın buruna getiren, ya da tüp ayarlamak için, ya da oksijen akışını artırmak. Ameliyat süresince kan oksijenlenme düzeyi ve kalp hızı izleyin. </li><li> Sürekli bir rektal termometre (tercihen bir ısıtma pedi bağlı) ile sıçan sıcaklığı izlemek ve ameliyatın başında ve sonunda değerleri kaydedin. Isıtma yastığı ayarlayın veya 38,5 için 37,5 bir vücut sıcaklığını korumak için bir battaniye kullanın ° C </li></ol> 2. Cerrahi <ol><li> Analjezik enjekte edilir. Biz carprofen (subkutan 4,0-5,0 mg / kg) tek bir peri-operatif yönetim kullanıyor. Hellebrekers et al. 7 farklı analjezik protokoller için, bkz. </li><li> T traş alanı temizleyino merkezinden bir dezenfektan (örn., klorheksidin% 0.5) ile üç kez ve yerel lokal anestezi ve vazokonstriksiyon için lidokain (20 mg / ml) ve adrenalin (5 mg / ml) bir karışımı enjekte önlemek için (saçlı bir çevre için cilt aşırı kanama). </li><li> Kulak arkasına kadar gözleri arasındaki orta hat kafa derisi yaklaşık 2.5 cm ön-arka kesi olun. 4-6 bulldog kelepçeler cilt çimdik ve kesi açık tutmak için kullanın. Spatula ve / veya pamuklu ve alanını temiz kafatası yüzeyi ortaya çıkarmak için herhangi bir birleşik doku çıkarın. </li><li> Birinci, Lambda bulmak ve konumu üzerinde tam olarak bu kılavuz kanül, kafatası dokunmadan: baş düzeyi ise kontrol edin. Dorso-ventral koordinat kaydedin. Sonra, kafatası dokunmadan tam bregma üzerinde kılavuz kanül ve dorso-ventral koordinat kayıt. Bu iki koordinat aynı olmalıdır. Fark&gt; 0,3 mm ise, bunu düzeltmek için burun çubuğunu ayarlayabilirsiniz. </li><li> MAKE iki küçük delik steril bir el matkabı (hemisferlerin biri kanül konumu ve diğer 5 mm kontralateral yarımkürede kanül konumu posterior anterior biri yaklaşık 5 mm) kullanılarak kafatası sabitleme vidaları. Tamamen kafatasının içine takılı olmadan, onlar sıkıca demirlemiş kadar bu deliklerin içine iki steril vida yerleştirin. </li><li> Kılavuz kanül bregma tam olarak yerleştirilir, ön-arka ve lateral koordinatları kaydedin. Her bir beyin bölgesi için doğru konuma kılavuzu kanül yerleştirilmesi, stereotaksik atlas 9-11 yardımı ile, ekleme veya bregma gelen çıkarılarak hesaplanabilir. </li><li> Kafatası hafifçe dokunarak, doğru yerde kılavuz kanül yerleştirin. Dorso-ventral koordinat kaydedin. Ikili kanül yerleştirilmesi için, diğer yarımkürede kanül konuma gelecek ve tekrar dorso-ventral koordinat kayıt. Her iki koordinatları (veya &lt;0.3 mm farklı) aynı olmalıdır. </li><li>, Steril bir kalem ile kafatası kanül yerleri işaretleyin ve el delici, boyutu ve doğru konumda kılavuz kanül yardımı ile kontrol çapak delik açmak. Delikler yapıldıktan sonra, yavaşça kanül engelsiz ekleme için izin vermek için meninksler yumruk steril bir iğne kullanın. </li><li> Kanül ilk deliğe yerleştirin ve nihai ventral koordinat ulaşıncaya kadar dikkatle düşük. Diş çimento hazırlayın ve cömertçe kanül düzeltmek için kanül ve bir ya da iki vida çevresinde uygulamak. Çimento tamamen kuruyana kadar bekleyin. Daha sonra, dikkatli bir kanül destek dorso-ventral çubuk yukarı doğru çevirerek çıkarın. </li><li> Ikinci kanül destek içine yerleştirin ve diğer yarımkürede kanül konuma gidin. Kanül deliğe yerleştirin ve bir önceki adımı tekrarlayın. Kapak vidaları ve çimento ile kanüller büyük bir yüzey ve çimento kuru cilt, herhangi bir artı kaldırmak. </li><li> Enjekte sıcak (~ 37 ° C) rehidrasyon sağlamak için steril tuzlu su (~ 10 ml / kg, sc). </li><li> Çimento tamamen kuruduktan sonra, kanül desteğini kaldırmak ve tıkanıklığı önlemek için her kanül içine steril bir iğne yerleştirin. </li><li> Yara yeri temiz ve steril serum fizyolojik ile ön ve arka yara sütür. </li><li> , Burun önünde gaz boru yerine, stereotaksik aparat hayvan çıkarın. Oksijen doygunluğu düzeyini ve vücut ısısı izlemeye devam edin. </li><li> Deksmedetomidin ile bir enjektabl anestezi kullanılırsa, antagonist atipamezole enjekte (0.25 mg / kg, sc) ve hayvan (yaklaşık 5 dakika) geçinceye kadar bekleyin. </li><li> Sıçan bir kurtarma kafesi içine yerleştirin. Hipotermi önlemek için, vivaryum odaya dönmeden önce, size en az bir saat için hayvan izleyebilirsiniz bir yerde 28 ° C ya da ısıtma yastığı bir kuluçka kafesine yerleştirin. </li></ol> 3. Ameliyat sonrası bakım <ol><li> Sırasında<html> Ameliyattan sonraki ilk 4 gün, sıçan, ağırlık ve diğer laboratuar seyir veya &quot;hayvan refahı günlükleri&quot; hayvan durumuna ilişkin gözlemler günlük kayıtlarının tutulması ayilmanizi. </li><li> Post-operatif ağrı, toz gıda ve su karışımı en aza indirmek için, hastalık, enfeksiyon, yara vücut ağırlığı ya da diğer işaretler refahı geçmeleri gerekir özel bakım azalma, kayıp aşikar belirtileri göstermeye Hayvanlar: örneğin fazladan bir doz analjezik standart yem ek olarak sıçan iştah kaybı, ve / veya rehidrasyon desteklemek için serum fizyolojik subkutan enjeksiyon teşvik etmek. </li><li> Sıçan, bu müdahalelerden sonra herhangi bir iyileşme ya da vücut ağırlığı kaybı görünmüyorsa kurban hayvan, aşırı dozda anestezi (insancıl bir son nokta) (ameliyat öncesi ağırlığı ile karşılaştırıldığında)&gt;% 15&#39;tir. </li><li> Sıçanlar genellikle davranışsal deneyler başlamadan önce en az 7 gün süreyle kurtarmak gerekir. </li></ol> 4. Temsilcisi Sonuçlar özellikle oksijen takviyesi ve kan oksijenlenme seviyeleri, kalp hızı ve vücut ısısı sürekli izleme açısından bizim cerrahi prosedür çeşitli değişiklikler,, hayvanın yaşam gelişmiş ve cerrahi sonrası, genel durum gelişmiş olsun üzere jove_content &quot;&gt;, biz karşılaştırıldığında Hayvanlar biz standart bir protokol ile işletilen 24 kohortlarında (20 sıçan her) olmayan hayatta kalma oranı ile bu değişiklikleri uygulamaya koymasının ardından cerrahi uygulandı (20 sıçan, her oluşan) 20 kohortlarında olmayan hayatta kalma oranı Şekil 1a gösterildiği gibi , non-hayatta kalma oranı önemli ölçüde modifiye edilmiş protokolü (p &lt;0.05, Mann-Whitney U testi, iki kuyruklu) ile ameliyat edildi kohortlarında örnek azalmıştır. Dahası, Şekil 1b, cerrahi sonrası kilo kaybı gösterilmiştir değiştirilmiş protokolü ile işletilen sıçanlarda anlamlı olarak standart prosedür (post-operatif 1. gün ile işletilen bu sıçanların kıyasla azalmıştır: P &lt;0.05; post-operatif gün 2: p &lt;0.01; post-operatif 3. gün: p = 0.17; Öğrenci t-testi). <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" /> Şekil 1. etkisi olmayan, hayatta kalma oranı ve cerrahi sonrası kilo kaybı cerrahi değişiklikler . Standart bir protokol ile işletilen sıçanların göre değiştirilmiş protokolü ile işletilen sıçanların (A) Sigara hayatta kalma oranı. Olmayan hayatta kalma oranı (ortanca ± interquartil aralıkları) cerrahi hayatta değildi 20 sıçan, kohort başına sıçan yüzdesi olarak hesaplandı. * P &lt;0.05, Mann-Whitney U testi, iki kuyruklu (standart bir protokol için modifiye edilmiş protokol ve 24 kohortlarında n = 20 kohortlarında) . (B) Kilo kaybı (ameliyat öncesi ağırlık yüzdesi olarak ortalama ± SEM) ilk (POD1), ikincisi (POD2) ve üçüncü (POD3) post-operatif gün boyunca. * P &lt;0.05, ** p &lt;0.01, Student t-testi (n = 60) grup başına.

<ol>
	<li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).</li><li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents:+are+we+making+progress?.">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?.</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li><li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures.">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians. , (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DIRECTIVE+2010/63/EU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes.">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li><li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents.">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li><li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A., Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia,+analgesia+and+euthanasia.">Anaesthesia, analgesia and euthanasia.</a> Principles of Laboratory Animal Science. , 277-311 (2001).</li><li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos.">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1986).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li><li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Maps: Structure of the Rat Brain. , (1992).</li></ol>

Yazarlar ifşa etmek başka bir şey var.

Bu video sunumu ana amacı, stereotaksik cerrahi temel ilkeleri ile davranış Nörobilimadamları tanımak için. Zaten stereotaksik cerrahi yapıyorsanız Araştırmacılar ayrıca bu video yararlanmak ve kendi laboratuarında kullanılmak üzere bazı usul ayrıntılandırmaları düşünebilirsiniz. Giderek artan bir cerrahi teknikler 1-3 optimize hakkında bilgi, insan ve veteriner hekimlik 4,12, halkın bilinçlendirilmesi hayvan refahı ile ilgili sorunlar ve katı mevzuat (örneğin, 2010 y...

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktifi Adı </td><td> Şirket </td></tr><tr><td> Alcohol 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezole) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Atropin sülfat 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog hemostatik kelepçe </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Kanüller </td><td> Bileşen Supply Co </td></tr><tr><td> Klorheksidin 0.5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> Toz Temizleme </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Pamuk çubukları </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (deksmedetomidin) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Matkap </td><td> Dremel, 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder converse 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / st 110 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gazlı bez </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Isıtma yastığı </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Böcek pimleri (Stilelerin) </td><td> Entosphinx (Çek Republik) </td></tr><tr><td> Ketamin% 10 (ketamin) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted düz uçlu </td><td> Aesculap-VET </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Iğneler (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oksimetre </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> UMCG Eczacılık </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Neşter bıçak No: 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Tornavida </td><td> geleneksel Donanım Store </td></tr><tr><td> Hızlı Simplex (diş çimento) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Kafatası vidaları </td><td> Bileşen Supply Co </td></tr><tr><td> Spatula </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan özel </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Aletleri </td></tr><tr><td> Cerrahi forseps 100mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Dikiş malzemesi Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Şırınga 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Şırınga 1ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Şırınga 5ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocaine (lidokain / adrenalin) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

rodent stereotaxic surgery and animal welfare outcome improvements for behavioral neuroscience

Implantasyonu için belirli beyin bölgelerine kanüller stereotaksik cerrahi, onlarca yıl boyunca, uyanık davranmak hayvanların yerel olarak manipüle nörotransmitter ve sinyal yolları etkilerini araştırmak için çok başarılı bir deney tekniği olmuştur. Dahası, elektrofizyolojik stimülasyon ve kayıt çalışmaları için elektrodlar stereotaksik implantasyon hayvanlar davranıyor nöroplastisite ve beyin ağları mevcut anlayış etkili olmuştur. Kemirgenler 1-4, halkın bilinçlendirilmesi hayvan refahı ile ilgili sorunlar ve katı mevzuat (örneğin, laboratuar hayvanlarının kullanımı 5, 2010 Avrupa Birliği Direktifi) cerrahi tekniklerin en iyi duruma getirme hakkında giderek artan bilgi, bize saygı ile özellikle bu cerrahi işlemler rafine istenir ameliyat sırasında oksijen takviyesi için yeni usul ve kan oksijenlenme ve kalp hızı seviyeleri sürekli izlenmesi uygulanması yanı sıraameliyat sonrası bakım için standart bir protokol tanıtan. Gözlemlerimiz bu değişiklikler artan bir hayatta kalma oranı ve cerrahi sonrası hayvanların genel durumu (örneğin, daha az kilo kaybı ve daha aktif bir hayvan) bir iyileşme yol açtığını göstermektedir. Bu video sunumu bazı değişiklikler özel bir dikkat ile stereotaksik cerrahi bu tip ilgili genel prosedürleri gösterecektir. Biz sıçanlarda bu cerrahi prosedürleri göstermek, ancak stereotaksik aparat 6 için özel bir adaptör kullanarak fare ya da diğer küçük laboratuvar hayvanlarında bu tip ameliyatlar gerçekleştirmek de mümkündür.

Watch this Scientific Journal Video about Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience at JoVE.com

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Kemirgenler üzerinde stereotaksik cerrahi, ilaçlar ya da uyanık davranmak hayvanlar elektriksel stimülasyon ve kayıtları, hedeflenen yönetim için izin verir. Bu video sunumu biz bu uzun soluklu bir prosedür başarıyla sağkalım oranı ve düşük ameliyat sonrası kilo kaybı son usul ayrıntılandırmaları gösterecektir.

Behavioral Neuroscience Kemirgen Stereotaksik Cerrahi ve Hayvan Refahı Sonuç İyileştirmeler

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

rodent-stereotaxic-surgery-animal-welfare-outcome-improvements-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

38.9K Görüntüleme.  University of Groningen. Kemirgenler üzerinde stereotaksik cerrahi, ilaçlar ya da uyanık davranmak hayvanlar elektriksel stimülasyon ve kayıtları, hedeflenen yönetim için izin verir. Bu video sunumu biz bu uzun soluklu bir prosedür başarıyla sağkalım oranı ve düşük ameliyat sonrası kilo kaybı son usul ayrıntılandırmaları gösterecektir.

Video: Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Kemirgen Modeller Merkezi Sinir Sistemi Hastalıkları Tedavisinde Sistemik ve Yerel İlaç Taşıyıcı

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

Nörobilim

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Davranış Endokrinoloji ve Deneysel İktisat birleştiren: Testosteron ve Sosyal Karar Verme

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small pieces of tissue, larger specimens like the intact brain pose a problem for immersion fixation because the fixative does not reach all regions of the tissue at the same rate 5,7. Often, changes in response to hypoxia begin before the tissue can be preserved 12. The advantage of directly perfusing fixative through the circulatory system is that the chemical can quickly reach every corner of the organism using the natural vascular network. In order to utilize the circulatory system most effectively, care must be taken to match physiological pressures 3. It is important to note that physiological pressures are dependent on the species used. Techniques for perfusion fixation vary depending on the tissue to be fixed and how the tissue will be processed following fixation. In this video, we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain for immunohistochemistry. The main advantage of this technique (vs. gravity-fed systems) is that the circulatory system is utilized most effectively.

Here we describe a low-cost, rapid, controlled and uniform fixation procedure using 4% paraformaldehyde perfused via the vascular system: through the heart of the rat to obtain the best possible preservation of the brain.

Kemirgenler için Tüm Hayvan Perfüzyon Fiksasyon

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

Yetişkin Rat spesifik Beyin Alanlarının eksitotoksik Lezyon için Stereotaksik Cerrahi

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve Suprakiazmatik Nucleus Nöronlar Kalsiyum Görüntüleme

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

Kemirgen Santral Sinir Sistemi vivo optogenetic Stimülasyon içinde

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Sigara frenleyici EEG Radiotelemetry: Epidural ve Derin İntraserebral Stereotaksik EEG Elektrot Yerleştirme

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Yenidoğan fare beyin Striatal hücrelerdeki genetik manipülasyon için stereotaksik cerrahi

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in regulating neuronal growth and development. However, the mechanisms underlying Drd1&#945; receptor abnormalities mediating behavioral responses and modulating working memory function are still unclear. Using a novel RNA in situ hybridization assay, the current study identified dopamine Drd1&#945; receptor and tyrosine hydroxylase (TH) RNA expression from DA-related circuitry in the nucleus accumbens (NAc) area and substantia nigra region (SNR), respectively. Drd1&#945; expression in the NAc shows a &#34;discrete dot&#34; staining pattern. Clear sex differences in Drd1&#945; expression were observed. In contrast, TH shows a &#34;clustered&#34; staining pattern. Regarding TH expression, female rats displayed a higher signal expression per cell relative to male animals. The methods presented here provide a novel in situ hybridization technique for investigating changes in dopamine system dysfunction during the progression of central nervous system diseases.

Identification of Dopamine D1-Alpha Receptor Within Rodent Nucleus Accumbens by an Innovative RNA In Situ Detection Technology

Identification of dopamine D1-alpha receptor in the nucleus accumbens is critical for clarifying D1 receptor dysfunction during a central nervous system disease. We performed a novel RNA in situ hybridization assay to visualize single RNA molecules in a specific brain area.

Dopamin D1-Alfa reseptör kemirgen Nucleus Accumbens bir yenilikçi RNA Situ içinde hafiye teknoloji tarafından içinde tanımlaması

In the central nervous system, the D1-alpha subtype receptor (Drd1&#945;) is the most abundant dopamine (DA) receptor, which plays a vital role in ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Domuz yavruları serbestçe hareket noninvaziv EEG kayıtları

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...