This work was supported by Interdisciplinary Centre for Clinical Research IZKF Aachen (junior research group to E.A.L.) within the faculty of Medicine at RWTH Aachen University. We are grateful Dr. Rusu and Ashley Christina Vourakis for critical review of the manuscript and Mrs. Roya Soltan for the professional help with immunohistochemistry staining.

הערה: ניסויים שהוצגו במאמר זה מבוצעים בהתאם לנמוך גרמני ולהנחיות הטיפול בבעלי החיים באירופה. בעלי החיים גדלו במתקן בעלי החיים של מכון לבעלי חיים במעבדה מדע, בית חולים אאכן Universiy, גרמניה, תחת פיקוחו של פרופ &#39;ד&quot;ר ר&#39; Tolba וד&quot;ר א Teubner (קצין רווחת בעלי חיים). 1. טיפול בבעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את העכברים ביחידה לטיפול מיוחד, והבטיח גישה ראויה למזון ושליטה וטרינרים מיוחדת וטיפול. אם בעלי החיים עברו או שנרכשו מבחוץ, בבקשה להבטיח אירוח של שבוע לפני שעבר את ההליך. </li></ol> 2. אינטובציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי גבר בן / 6 עכברי סוג 8-10 שבועות C57Bl פראיים, 25-27 גרם באמצעות זריקת intraperitoneal של 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין ו -10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine. לפקח על הרמה של הרדמה על ידי רפלקסים קמצוץ הבוהן. מניחים משחה וטרינר בעיניים כדי למנוע יובש במהלך ההליך. </li><lאני&gt; ניהול טיפול בכאב עם תת עורי משקל 0.1 מ&quot;ג / קילוגרם גוף buprenophine לפני שמתחיל הליך כירורגי, בעקבות הנחיות טיפול בבעלי החיים של המוסד שלך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח את השמירה על תנאים סטריליים כדי למנוע זיהומים במהלך ניתוח על ידי שימוש בחומרים וכלים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר מורדם במצב שכיבה על שולחן ניתוחים מחומם. להסיר את השיער משני אזור צוואר הגחון וחצי השמאלי של בית החזה באמצעות סכין גילוח קטן ולחטא עם אלכוהול 70% לפני החתך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך חציון קטן של 0.5 סנטימטר באמצעות מספריים ניתוח במרכז הצוואר. מתחת לעור, לעבור את גופי שומן 2 עם מלקחיים מעוקלים סטרילי ולדמיין את קנה הנשימה תחת סטראו דרך השקיפות של שריר הכיסוי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להציג בעל פה צינורית אינטובציה לתוך קנה הנשימה תחת תצוגה על ידי השימוש בסטראו (איור 1 א). להבחין צינורית מתכת throאיכס הרקמה השקופה. ולבדוק, את המיקום ומיקום במהלך המבצע בכל רגע (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את הצינורית להנשמת החיה הקטנה ולהתאים לפי הגדרות אוורור מייצר הנחיות (נפח של גאות ושפל בין 100-150 μl ושיעור בין 100-150 נשימה לדקה). </li></ol> 3. אוטם שריר הלב אינדוקציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע חתך בעור פחות מ -0.5 סנטימטר באמצע קו בין xyphoid וaxila שמאל. שימוש במלקחיים כדי להפריד את שכבת השריר מצלעות הבסיס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע חתך קטן בין צלעות באמצעות מספריים קטנים עד חלל בית החזה נפתח 17. לאוטם כרוני, לבצע החתך בחלל -5 הצלע (איור 1 ג) ו / או למודל איסכמיה / reperfusion, בחלל צלע 4 th (1D איור): למספר גישה קל מלמטה וה 2 3 ה </sup&gt; חלל צלע, בהתאמה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המפשקים לתוך החתך לפתוח חלל בית חזה ולדמיין את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציא בזהירות את קרום הלב כדי למנוע תהליכי fibrotic מוגזמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיין את העורק השמאלי יורד הכליליים (LAD) ככלי אור אדום ממוקם עמוק. אם לא ניתן דמיין LAD, לשקול כמה נקודות התייחסות להגדיל את שחזור. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למודל אוטם כרוני, למקם את הקשר באמצע צד הגחון של הלב (בין האפרכסת והשיא), שיש כהתייחסות הווריד כפי שמוצג באיור 1 ג. לאגד את שני הסניפים של העורק באמצעות 0/7 תפר משי להשיג אוטם קדמי והאחורי transmural. הצבע האפור מציין את המיקום של המייתר וניתן לחזור במידת הצורך (איור 1 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למודל / reperfusion איסכמיה, למקם את הקשר מתחת לאפרכסת, על הגוף העיקרי של LAD (1D איור). Ligשבמקום ממוקם על צינור סיליקון כדי להגן על השלמות של כלי השיט. הצבע האפור מציין את אזור אוטם השריר וצריך להופיע בכל הלב (1D איור). הנח תפרים זמניים בצלעות במהלך תקופת איסכמיה ולהרטיב באמצעות לדחוס כדי למנוע התייבשות רקמה. לאחר איסכמיה, להסיר את צינור סיליקון ולחתוך את התפר עם מספריים קטנים כדי להמחיש את reperfusion. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצד חומרי ההרדמה ומשככי כאבים המשמשים בתחילת ההליך (שלבים 2.1 ו -2.2), להשתמש isoflurane 0.5% במהלך ניתוח, כדי להבטיח את הנוחות התקינה של בעלי החיים, או לעקוב אחר הנחיות הטיפול בבעלי החיים של המוסד שלך. </li></ol> 4. תפר ושחזור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסל את האוויר מחזה השייר על ידי מילוי עם תמיסת מלח איזוטוני חמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את בית החזה עם 3 תפרים 0/6 (כפי שמוצג באיור 2 א ו -2). מקם את התפרים המדיאלי בזווית של 90 מעלות, כדי להבטיח שealed סגירת הצלעות, כפי שמוצג באיור 2 (איור 2 א, ב). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את שכבת שרירים עם 2 תפרים (איור 2 ג) והעור עם 3-4 תפרים 0/6 (איור 2 ד). לבצע תפרים אלה בנפרד להשיג חלון מתאים למדידת אקו נוספת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתק את צינורית אינטובציה ממכונת ההנשמה ומאפשר נשימה ספונטנית. לזיהוי מאוחר יותר, לסמן את העכבר באמצעות המערכת המקומית (לשאול את קצין רווחת בעלי החיים מהמוסד שלך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר בצד השמאל, מתחת למנורה האדומה עד שמתעורר. אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספקת. אל תאפשר לבעלי חיים שעבר ניתוח כדי להיות בחברתם של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניהול טיפול בכאב עם buprenophine 0.1 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף, תת עורי במשך 3 הימים הבאים, בעקבות הנחיות טיפול בבעלי החיים של המוסד שלך. </li&gt; </ol> 5. ניתוח של אוטם שריר הלב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באופן קבוע לפקח על תפקוד הלב באמצעות אקו (איור 3 א): מקטע הפליטה, קיצור חלקי, תפוקת לב וממדים לב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את בעלי החיים באמצעות זריקת intraperitoneal של 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין ו -10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine. לאשר הרדמה תקינה לפני ניתוח על ידי חוסר רפלקסים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את חלל בית החזה ובלו הלב, להניח אותו בכביסת פתרון PBS סטרילי בהרחבה הדם שנותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת צורך, לאסוף את הדם ישירות מהלב על ידי הימנעות פציעתם של אזורי infracted, או לאחר הסרת הלב, מחלל בית החזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כביסה, לעצור את הלב בdiastola בפתרון KCl רווי (steril מסונן 3M KCl PBS). לניתוח היסטולוגית לתקן את הלב ב -10% פורמלין ולהמשיך בשלב 5.7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת צורך, למדוד את הכדאיות של המכוניתתאי DIAC ידי כלוריד tetrazolium אוונס-הכחול / Triphenyl צביעה (TTC). לאחר הבנייה מחדש את הקשר במקום הראשון, ינקב הלב עם 200% μl 1 הכחול פתרון אוונס באמצעות צינורית אב העורקים ולהקפיא את הלב בשקית ניילון קטנה ב -20 ° C, ללא שטיפה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 2 שעות, לבצע 5 שקופיות transversally באמצעות אזמל חד ודגירתם במשך 10-15 דקות בתמיסת TTC על 37 מעלות צלזיוס, כפי שתואר על ידי מיוצר. תקן את השקופיות עבור 10 דקות בפורמלין 10% ולשים אותם בין השקופיות המיקרוסקופיות לניתוח נוסף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להטביע את רקמת הלב בפרפין, על ידי הצבת הלב על הקצה, לבצע חתך רוחבי. בצע סעיף סידורי של 5 מיקרומטר. לאסוף 20 הסעיפים הראשונים וזורקים 300 מיקרומטר הבא. המשך פרוטוקול הסעיף עד שהגיעה לרמת שסתום צניפי (איור 3 א &#39;, ב&#39;). סעיפים סידוריים, 400 מיקרומטר מלבד לאורך כל הלב נאספים ויכולים להיות מוכתם Fאו הניתוח האיכותי וכמותית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדוד את גודל האוטם באמצעות הצעד אחד של Gomori מכתים 6-8. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח אנגיוגנזה, תוכן קולגן או גיוס תאים דלקתי בסעיף סידורי באמצעות מכתים immunohistological רגיל. </li></ol>

<ol>
	<li>Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+after+myocardial+infarction,+between+fantasy+and+reality:+the+role+of+chemokines.">Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).</li><li>Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+contribution+in+stem+cell+engraftment+into+the+infarcted+myocardium.">Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium.</a> Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).</li><li>Alexander, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+transplantation+of+different+cell+types+sequentially+improves+heart+function+after+infarction.">Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction.</a> J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).</li><li>Liehn, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalized+protective+and+detrimental+effects+of+endogenous+macrophage+migration-inhibitory+factor+mediated+by+CXCR2+in+a+mouse+model+of+myocardial+ischemia/reperfusion.">Compartmentalized protective and detrimental effects of endogenous macrophage migration-inhibitory factor mediated by CXCR2 in a mouse model of myocardial ischemia/reperfusion.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (9), 2180-2186 (2013).</li><li>Liehn, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ccr1+deficiency+reduces+inflammatory+remodelling+and+preserves+left+ventricular+function+after+myocardial+infarction.">Ccr1 deficiency reduces inflammatory remodelling and preserves left ventricular function after myocardial infarction.</a> J Cell Mol Med. 12 (2), 496-506 (2008).</li><li>Liehn, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+monocyte+chemotactic+protein-1/chemokine+CC+motif+ligand-2+competitor+limiting+neointima+formation+and+myocardial+ischemia/reperfusion+injury+in+mice.">A new monocyte chemotactic protein-1/chemokine CC motif ligand-2 competitor limiting neointima formation and myocardial ischemia/reperfusion injury in mice.</a> J Am Coll Cardiol. 56 (22), 1847-1857 (2010).</li><li>Liehn, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Double-edged+role+of+the+CXCL12/CXCR4+axis+in+experimental+myocardial+infarction.">Double-edged role of the CXCL12/CXCR4 axis in experimental myocardial infarction.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2415-2423 (2011).</li><li>Oral, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CXC+chemokine+KC+fails+to+induce+neutrophil+infiltration+and+neoangiogenesis+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction.">CXC chemokine KC fails to induce neutrophil infiltration and neoangiogenesis in a mouse model of myocardial infarction.</a> J Mol Cell Cardiol. 60, 1-7 (2013).</li><li>Projahn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+intramyocardial+release+of+engineered+chemokines+by+biodegradable+hydrogels+as+a+treatment+approach+of+myocardial+infarction.">Controlled intramyocardial release of engineered chemokines by biodegradable hydrogels as a treatment approach of myocardial infarction.</a> J Cell Mol Med. 18 (5), 790-800 (2014).</li><li>Schuh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+insights+into+the+mechanism+of+cell-based+therapy+after+chronic+myocardial+infarction.">Novel insights into the mechanism of cell-based therapy after chronic myocardial infarction.</a> Discoveries. 1 (2), e9 (2014).</li><li>Schuh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+SDF-1+alpha+on+Endogenous+Mobilized+and+Transplanted+Stem+Cells+in+Regeneration+after+Myocardial+Infarction.">Effect of SDF-1 alpha on Endogenous Mobilized and Transplanted Stem Cells in Regeneration after Myocardial Infarction.</a> Curr Pharm Des. 20 (12), 1964-1970 (2013).</li><li>Zaragoza, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cardiovascular+diseases.">Animal models of cardiovascular diseases.</a> J Biomed Biotechnol. 2011, 497841 (2011).</li><li>Kanzler, I., Liehn, E. A., Koenen, R. R., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+therapeutic+approaches+to+reduce+acute+atherosclerotic+complications.">Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications.</a> Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).</li><li>Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines:+inflammatory+mediators+of+atherosclerosis.">Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis.</a> Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).</li><li>Kolk, M. V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-Ligation:+A+Murine+Model+of+Myocardial+Infarction.">LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction.</a> J. Vis. Exp. (32), 1438 (2009).</li><li>Ryu, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+bone+marrow+mononuclear+cells+using+injectable+fibrin+matrix+enhances+neovascularization+in+infarcted+myocardium.">Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium.</a> Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).</li><li>Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-based+Therapy+for+Heart+Failure+in+Rat:+Double+Thoracotomy+for+Myocardial+Infarction+and+Epicardial+Implantation+of+Cells+and+Biomatrix.">Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix.</a> J. Vis. Exp. (91), e51390 (2014).</li><li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Murine+Model+of+Myocardial+Ischemia-reperfusion+Injury+through+Ligation+of+the+Left+Anterior+Descending+Artery.">A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery.</a> J. Vis. Exp. (86), e51329 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

במהלך ההליך, יש כמה נקודות קריטיות ללציין: אינטובציה, חלל בית חזה פתיחה וקשירת LAD. הצעד הקריטי הראשון הוא אינטובציה של בעלי החיים לפני experiements. קבוצות רבות משתמשות תמיכה אנכית לתיקון העכבר ומקור של אור להכניס את הצינורית ישירות לקנה הנשימה. לשיטה זו אי ודאות בנוגע להכנסה הנכונה של הצינורית לקנה הנשימה והוא נוטה ביותר לכישלון על ידי הטירונים. ביצוע חתך קטן, את עמדתו של הצינורית ניתן לשלוט בכל התמרון, וכך להקטין את שיעור ברירת המחדל. יתר על כן, tracheotomy היא עלתה, וכך להקטין סיבוכים וצמצום הזמן של פעולה. השלב הקריטי הבא הוא הפתיחה של חלל בית החזה. Sternotomy החציון מייצג תמרון בסיכון גבוה מעכב את ההתאוששות של בעלי החיים. החתך לרוחב השמאל רומז החיתוך של 2-3 צלעות 15 </sup&gt;, מוביל להחלמה לקויה ותמותה מוגברת. השתמשנו במודל החתך הקטן, דיסקרטי בין הצלעות מציעות נטל מינימאלי. בעלי החיים להתאושש מהר מאוד לאחר הניתוח ולא פגמים בהווה או בריפוי מופרע. החלל הבין-costal הנמוך נלקח כנקודת התייחסות. לאור זאת, הגישה הנכונה ומובחנת למקום הקשירה לכרוני ואיסכמיה / reperfusion מודל, לא להעלות בעיות רציניות. המייתר עצמו מייצג את השלב הקריטי ביותר. העורקים הכליליים יורדים עזבו קשה להיות דמיינו, ולעתים קרובות צריך להיות מחויב ללא נוף. לכן, כמה נקודות התייחסות אנטומיים הם הצביעו כדי לעזור למנתח לבצע את קשירה הנכונה. למודל האוטם הכרוני, המייתר ממוקם באמצע בצד הגחון של הלב, בין האפרכסת והשיא, מעל לסיום הווריד הקדמי הגדול (איור 2). היעילות ניתן CONTROמלא על ידי לדמיין את המראה של הצבע האפור באזורים שנפגעו. אם אזור אוטם השריר מופיע קדמי ואינו כולל את הקיר האחורי, תפר חדש יכול להיות ממוקם בצד השמאל של התפר הראשון. השורש העיקרי של LAD הוא תמיד נראה לעין תחת האפרכסת 18, ולכן אינו מציג בעיות קשות באיתור חלק זה. עם זאת, האפרכסת מציגה את הסיכון הגדול של דימום וצריכה להיות מטופל בזהירות. ההליך מוגבל על ידי קיומו של ציוד מתאים. מערכת הרדמה מתאימה למכונת הנשמה ולבעלי החיים הקטנים הן יקרים ודורשת חיבורים למערכת גז ואוורור של החדר. יתר על כן, פיקוח צמוד של בעלי החיים הוא הכרחי בשבוע הראשון שלאחר הליך כדי לזהות קליני אפשרי. כדי לבחון את תפקוד הלב במהלך הניסוי, אולטרסאונד ברזולוציה גבוהה, זלוף-מערכת Langendorf המורכבת, או קטן מדידות קטטר תוך חדרי נדרשות, involving עלויות גבוהות ומומחיות נוספת. בהתחשב באוטם שריר הלב, אין שיטות חלופיות זמינות לשחזר את המורכבות של האירועים במבחנה. בהתאם לנקודת העניין, זלוף vivo לשעבר של לב מבודד במערכת Langendorff מספק מידע על ההתכווצות, תפקוד לב ואת הכדאיות בשריר הלב בתגובה לגירויים או תרופות שונים. עם זאת, הוא אינו כולל את כל ההפרעות של מרכיבי דם ומערכת חיסונית, וזה אינו מיועד למחקרים ארוכים של שיפוץ וריפוי לאחר אוטם שריר לב. לאחר ביצוע הליך אוטם שריר הלב, כל הניתוח הפונקציונלי האחר יכול להתבצע, כמו מדידות לחץ תוך-, אולטרסאונד (מערכות אולטרסאונד חיה הקטנה) או מבודד לב Langendorff-זלוף. יתר על כן, כל הניתוח הביולוגי ומולקולרי ניתן לבצע כדי לזהות תאים, חלבונים, mRNAs, מיקרו-רנ&quot;א, GEנס או סמנים ביולוגיים אחרים, שיכול לשמש כמטרות טיפוליות לפתח אסטרטגיות טיפול חדשות לאוטם שריר לב.

אוטם שריר לב הוא אחד מהגורמים העיקריים למוות במדינות מתועשות. למרות התקדמות שאין להכחישה של גישות אבחון וטיפול, מחלות לב וכלי דם עדיין הגורם העיקרי לתמותה. בהתחשב בתוחלת החיים המשופרת וסיכונים הקשורים לחיים, עלייה מתמשכת בשכיחות מחלות לב וכלי דם צפויה בעתיד. לכן, יש צורך חזק להקים ולאמת גישות חדשניות לטיפול במחלת לב וכלי דם. המידע של מחקרים בבני אדם סובל מהמגבלות שלה, מחקרים אלה בדרך כלל אינם מספיקים כדי להסביר ולהבין את המנגנונים ברמה המולקולרית, להיות מסוגל לספק פתרונות לבעיות בריאות קשות אלה. יתר על כן, מחקר בסיסי היה מוגבל בשל מורכבות וקושי לשחזר את המנגנונים של מחלות לב במעבדה. לכן, כדי להגדיל את הידע שלנו על הפתופיזיולוגיה של אירובימחלות כלי דם, חיונית כדי לאמת מודלים של בעלי החיים 1,2. עם זאת, כדי לזהות את כל המפלים של אירועים מולקולריים המעורבים בריפוי לאחר אוטם שריר לב, ניתוח בנקודות זמן שונה הוא הכרחי, גורם מספר רב של ניסויי חיות. ניסויי אוטם שריר לב מבוצעים לעתים קרובות על ידי שימוש במודלים של בעלי חיים. גרימת אוטם שריר לב בבעלי חיים קטנים 3-11 היא המודל המתאים והיעיל ביותר המועסק לחקור אירועים תאיים ומולקולריים ממודלים של בעלי חיים גדולים. יתר על כן, אין מינים אחרים מציג את הזמינות של מהונדסים או נוקאאוט זנים כמו עכברים 12. מודלים של עכברים אלה שימושיים מאוד במחלות אחרות, כוללים פתולוגיות לב וכלי דם (כגון טרשת עורקים, בהיצרות סטנט) 13,14. בנוסף, תקופת ההריון הנמוכה והמספר הגבוה של progenies להעפיל מודלים עכבר כמערכת אטרקטיבית ביותר ללמוד מנגנונים מולקולריים של infa שריר הלבrction 12. עם זאת, גודלו של הלב בעכברים מצפה דיוק גבוה של מניפולציה במייקרו. הוראת אנשי ניתוח מוסמכים ומיומנים כזה הוא זמן רב ותהליך עבודה אינטנסיבית. לכן, אנו בזאת להציג הליך מייקרו מפורט, כוללים טיפים וטריקים כדי להדריך את משתפי פעולה אפילו עם כישורים ממוצע, כגון סטודנטים או טכנאים לבצע את מודל אוטם שריר לב המורכב בעכברים. בתחילה, אינטובציה מתבצעת באמצעות צינורית קצרה ללא שימוש בקנה. החתך בבית החזה ממוקם באזור הצלע, הימנעות פציעה של צלעות ו / או רקמה הסובבת. תת שלב זה הוא רלוונטי ביותר כדי להבטיח התאוששות וריפוי מהירים 15. הקשירה עשויה ההפרש לדגמי איסכמיה הכרונית ואיסכמיה / reperfusion, לשיעור הישרדות גבוה, תוך שמירה על גודל אוטם משמעותי. הניסיון שלנו מראה thaלא באמצעות תפר משי מבטיח שחזור גבוה יותר בהשוואה לcryo-פציעות 16. לסיכום, בשיטה המתוארת כאן היא ישימה בשתי איסכמיה הכרונית ודגמי איסכמיה / reperfusion בבעלי חיים קטנים. הטיפים וטריקים שהוצגו בהליך זה נועדו לאפשר אנשים עם הסמכה אפילו נמוכה או ממוצעת ליישם אותו במודלים של בעלי חיים קטנים.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">SZ/X9</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Mouse ventilator</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">730043</td>
			<td style="width:167px;">Model Minient 845</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:216px;">Dual Anesthesia System (Tabletop Version)</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8&#34; x 11&#34; footprint.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Intubation cannula</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">732737</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9119700</td>
			<td style="width:167px;">standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Scissors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9146011</td>
			<td style="width:167px;">straight</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vannas scissor</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap, Germany</td>
			<td style="width:119px;">OC 498 R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820010</td>
			<td>2.5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820011</td>
			<td>5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820005</td>
			<td>&#160;10cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820006</td>
			<td>&#160;14cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine 10%</td>
			<td style="width:71px;">CEVA, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Xylazine 2%</td>
			<td style="width:71px;">Medistar, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bepanthene eye and nose cream</td>
			<td style="width:71px;">Bayer, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="105" rowspan="3" style="height:105px;width:216px;">Silicon tube</td>
			<td rowspan="3" style="width:71px;">IFK Isofluor, Germany</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">custommade&#160; product</td>
			<td style="width:167px;">diameter 500&#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">section thickness 100 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">polytetrafluorethylene catheter</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">PROLENE Suture 6/0&#160;</td>
			<td style="width:71px;">ETHICON</td>
			<td style="width:119px;">8707H</td>
			<td style="width:167px;">polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13mm, 3/8 Circle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7/0 Silk</td>
			<td style="width:71px;">Seraflex</td>
			<td style="width:119px;">IC 1005171Z</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ultrasound&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Vevo, Canada</td>
			<td style="width:119px;">770 Vevo</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

אוטם שריר לב עדיין סיבת המוות העיקרית במדינות מערביות, למרות התקדמות ניכרת בתחום פיתוח התומכן בעשורים האחרונים. לבירור המנגנונים ופיתוח אסטרטגיות טיפוליות חדשות, הזמינות של מודלים של בעלי חיים בתוקף חובה. מכיוון שאנו צריכים תובנות חדשות pathomechanisms של מחלות לב וכלי דם תחת בתנאי vivo כדי להילחם אוטם שריר לב, את תוקפו של מודל החיה הוא היבט חיוני. עם זאת, הגנה על בעלי החיים הן רלוונטית מאוד בהקשר זה. לכן, אנו קובעים מודל פולשנית ופשוט של אוטם שריר לב בעכברים, אשר מבטיח שחזור גבוה ושיעור הישרדות של בעלי חיים. לפיכך, זה מודלים עונים על הדרישות של עיקרון 3R (החלפה, השכלול והפחתה) לניסויים בבעלי חיים ולהבטיח את המידע המדעי נחוץ לפיתוח נוסף של אסטרטגיות טיפוליות לcardiovמחלות ascular.

הליך אוטם שריר הלב מתרחש בתוך 25-30 דקות ומראה שיעור תמותה של 10%. לאחר ניתוח, העכברים להתאושש מהרדמה בתוך 15 דקות הבאות. אין ליקוי גופני נצפה לעכבר מופעל. עם זאת, קיים סיכון גבוה יותר של קרע לב שבוע לאחר אוטם שריר לב לאחר כרוני, אם תהליכי התיקון מוטרדים בשלב הדלקתי. מאז הלב הוא מסוגל לשנות באופן משמעותי את ממדיה במהלך השאיבה, זה חשוב לכל הלבבות שנאספו ללהיפסק באותה התנוחה, למשל בdiastola. זו יכולה להיות מושגת על ידי מרוסס הלב עם פתרון KCl רווי. גדל בלוקים ריכוז K + תאיים המשאבות יוניות, מקטין את פוטנציאל המנוחה הקרום של תאי לב, וכתוצאה מכך מעצר הדיאסטולי של פעילות לב. אזור האוטם ניתן לראות בבדיקת אולטראסאונד (איור 3 א, פנל תחתון). בהשוואה לשריר הלב הנורמלי, אזורי איסכמי מופיעים (איור 3 א, פנל עליון) הדק וhypokinetic. בהתאם לדגם שימוש, גודל האוטם יהיה שונה. מודל האוטם הכרוני גורם אוטם חוזר, transmural של השיא (איור 3), ואילו איסכמיה / reperfusion גורם קיר אמצע-דק, ולאורך כל הלב (איור 3 ג). ישנן שיטות רבות לקביעת גודל אוטם. אם המטרה היא לנתח את ההשפעה הישירה על יכולת קיום לב, אוונס-הכחול / TTC מכתים 18 מצויינים שיש לבצע לפחות 2 שעות לאחר reperfusion, כדי להיות מסוגל לראות את כל שינויים בשריר הלב. ניתן לנתח סעיפים מייד (איור 3, פנל באמצע) לאחר מכתים או יכולים להיות כל הזמן בין שקופיות זכוכית בפורמלין במשך 2-3 ימים (איור 3 ג, פנל באמצע). האזור הכחול מייצג את שריר הלב הבריא, אינו מושפע מאיסכמיה. האזור האדום מייצג את שריר הלב קיימא בתוך השטח E איסכמי (שריר הלב סיכון), והאזור הלבן מייצגים את הרקמה המתה. בדרך כלל, את גודל האוטם מתבטא כאחוז מאזור הסיכון. הצלקת הבוגרת וכתוצאה מכך אחרי שיפוץ תהליכים ניתן למדוד בקלות על ידי immunohistolgy באמצעות מכתים הצעד אחד של Gomori. אזורים המוכתמים כחולים בהתקף לב ומוכתם האדומים בריאים של חדר (איור 3 ו- C, לוחות מימין) נקבעים בחלק הראשון מכל רמה עד שסתום צניפי. כדי למנוע את הווריאציה בשל מחייב של LAD ברמות שונות, האוטם מכל הסעיף נחשב ומבוטא באחוזים מכלל נפח חדר השמאלי. נפח אוטם של 15-20% במודל אוטם כרוני ושל 10-15% לאחר מודל איסכמיה / reperfusion יכול להיות מושגת. יתר על כן, מודל האוטם הכרוני יגרום להתרחבות בולט, (righ איור 3 ו- C לא נצפה ב/ מודל reperfusion איסכמיפנל t). נהלים מקובלים צביעה יכול לשמש, כגון: צביעת CD31 משמשת כדי לחשוף את אנגיוגנזה (אדום, איור 4 א) או הכתמה אקטין שריר חלק לקבוע myofibroblasts (ירוק, איור 4). צביעת הקרינה כפולה יכולה להיות מיושמת גם לזהות מולקולות יעד שונות באזור האוטם, מאז ההיעדרות של שריר לב לא נותנת אוטומטי immunofluorescence (איור 4C). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig1.jpg" /> איור 1: חתך המדיאלי והחדרת הצינורית של אינטובציה (). ההדמיה stereomicroscopic של צינורית המתכת באמצעות השקיפות של הרקמה (B). הטבעות לקנה הנשימה (חיצים כחולים) והצינורית (חץ שחור) ציינו. חתך הצלע למו האוטם הכרונידל והמייתר של LAD (C). המייתר ממוקם באמצע של הלב (בין האפרכסת והקודקוד, שחור בפנל תחתון), לוקח כנקודת התייחסות סוף הווריד (סכמטי בכחול, פנל תחתון). שני הסניפים של העורק צריכים להיות מחויבים (אדומים בפנל תחתון). הצבע האפור מציין אזור אוטם שריר ונראה במחצית החלק התחתון של הלב (מימין הפנל תחתון). המייתר למודל איסכמיה / reperfusion נעשה תחת האפרכסת, מחייב את הגוף העיקרי של LAD (אדומה בפנל תחתון) מעל צינור סיליקון (צד ימין) (ד). הצבע האפור מציין את אזור infracted, אשר שוהה בכל הלב (מימין הפנל תחתון). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig2.jpg" /> איור 2: </strאונג (C פנל&gt; חותמות צלעות תפר חתך בית החזה אם התפרים המדיאלי ממוקמים בזווית של 90 מעלות בשני הכרוני () ואיסכמיה / מודל reperfusion (B, פנל מהשמאל) ההדמיה. בvivo של תפר צלעות, עזב ), תפר שרירים (C, פנל באמצע) ותפר עור (C, פנל מימין). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig3.jpg" /> איור 3: תמונות אקו. תמונות של רגיל (, פנל עליון) ואזורים בהתקף לב (, פנל תחתון), נרכשות בציר הזמן (לוחות אורך, משמאל) או בציר הקצר (הרוחבי, לוחות מימין) .. אוטם הנגרם על ידי קשירה כרונית(ב) ועל ידי איסכמיה שעה אחת אחרי reperfusion (C). אוונס הכחול / TTC מכתים מאפשר זיהוי של perfused (כחול) /-perfused לא שטחים וכן קיימא (אדום) / שריר הלב מת (לבן) (B, C, פנלים באמצע). צביעת הצעד אחד של Gomori מאפשרת זיהוי של אזורי אוטם שריר (כחולה), ומבדילה אותם מהאזורים הרגילים (אדום) (B, C, לוחות מימין). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig4.jpg" /> איור 4: ניתן לבצע stainings שונה באזור infracted, כגון CD31 לניאו-אנגיוגנזה תיארה (, חיצים אדומים, פשוט), או אקטין שריר חלק לmyofibroblasts (ב ז,בירוק, חיצים פשוטים), כמו גם צביעה כפולה (C, CD31-אדום / שריר אקטין-ירוק חלק), counterstained עם DAPI לגרעינים (כחול). יכול להיות מובחן myofibroblasts בקלות מתאי שריר חלק מעורקים קטנים או גדולים, שתמיד מלווים בשכבת האנדותל (C, חיצים). חיצים זוגיים להצביע autofluorescence אריתרוציטים. בקנה מידה מונעת 50 מיקרומטר.

Watch this Scientific Journal Video about Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice at JoVE.com

Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

נוהל כירורגי זעיר פולשנית של גרימת אוטם שריר הלב בעכברים

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

minimal-invasive-surgical-procedure-inducing-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

27.2K Views.  RWTH Aachen University, Germany. A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

Video: Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

באוטם שריר הלב אצל חולדות

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Induction of Myocardial Infarction in Adult Zebrafish Using Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and teleost fish retain a remarkable capacity for cardiac regeneration with little or no scarring throughout life2,3. It is not known why only some non-mammalian vertebrates can recreate a complete organ from remnant tissues4,5. To understand the molecular and cellular differences between regenerative responses in different species, we need to use similar approaches for inducing acute injuries.
In mammals, the most frequently used model to study cardiac repair has been acute ischemia after a ligation of the coronary artery or tissue destruction after cryoinjury6,7. The cardiac regeneration in newts and zebrafish has been predominantly studied after a partial resection of the ventricular apex2,3. Recently, several groups have established the cryoinjury technique in adult zebrafish8-10. This method has a great potential because it allows a comparative discussion of the results obtained from the mammalian and non-mammalian species.
Here, we present a method to induce a reproducible disc-shaped infarct of the zebrafish ventricle by cryoinjury. This injury model is based on rapid freezing-thawing tissue, which results in massive cell death of about 20% of cardiomyocytes of the ventricular wall. First, a small incision was made through the chest with iridectomy scissors to access the heart. The ventricular wall was directly frozen by applying for 23-25 seconds a stainless steel cryoprobe precooled in liquid nitrogen. To stop the freezing of the heart, fish water at room temperature was dropped on the tip of the cryoprobe. The procedure is well tolerated by animals, with a survival rate of 95%.
To characterize the regenerative process, the hearts were collected and fixed at different days after cryoinjury. Subsequently, the specimen were embedded for cryosectioning. The slides with sections were processed for histological analysis, in situ hybridization and immunofluorescence. This undertaking enhances our understanding of the factors that are required for the regenerative plasticity in the zebrafish, and provide new insights into the machinery of cardiac regeneration. A conceptual and molecular understanding of heart regeneration in zebrafish will impact both developmental biology and regenerative medicine.

Zebrafish represents a valuable model to study the mechanisms of heart regeneration in vertebrates. Here, we present a protocol for induction of a heart infarct in adult zebrafish using cryoinjury. This method results in massive cell death within 20% of the ventricular wall, similar to that observed in mammalian infarcts.

אינדוקציה של אוטם שריר הלב ב דג הזברה למבוגרים באמצעות Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

אוטם שריר לב והערכת תוצאה תפקודית בחזירים

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

הערכת התוצאה העיקרית במודל חזיר של באוטם שריר הלב

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

אוטם שריר לב עכברים ילודים, מודל התחדשות לב

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

ניתוח בזמן אמת לחץ-נפח של אוטם אקוטי בעכברים

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

מודל לפציעה בהקפאה לחקור אוטם שריר הלב בעכבר

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Semi-Minimal Invasive Method to Induce Myocardial Infarction in Rats and the Assessment of Cardiac Function by an Isolated Working Heart System

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily and highly reproducible MI induction procedure is required to obtain further insight and better understanding of the underlying pathological changes. This procedure can also be used to evaluate the effects or potency of new and promising treatments (as drugs or interventions) in acute MI, subsequent remodeling and heart failure (HF). After intubation and pre-operative preparation of the animal, an anesthetic protocol with isoflurane was performed, and the surgical procedure was conducted&#160;quickly. Using a minimally invasive approach, the left anterior descending artery (LAD) was located and occluded by a ligature. The occlusion can be performed acutely for subsequent reperfusion (ischemia/reperfusion injury). Alternatively, the vessel can be ligated permanently to investigate the development of chronic MI, remodeling or HF. Despite common pitfalls, the drop-out rates are minimal. Various treatments such as remote ischemic conditioning can be examined for their cardioprotective potential pre-, peri- and post-operatively. The post-operative recovery was quick as the anesthesia was precisely controlled and the duration of the operation was short. Post-operative analgesia was administered for three days. The minimally invasive procedure reduces the risk of infection and inflammation. Furthermore, it facilitates rapid recovery. The &#8220;working heart&#8221; measurements were performed ex vivo and enabled precise control of preload, afterload and flow. This procedure requires specific equipment and training for adequate performance. This manuscript provides a detailed step-by-step introduction for conducting these measurements.

This article presents an efficient method to perform myocardial ischemia and subsequent chronic reperfusion in rats using a minimally invasive approach. In addition, left ventricular hemodynamic function of rats is assessed by echocardiography and isolated working heart methods.&#160;

חצי מינימלי שיטה פולשנית כדי לגרום אוטם שריר הלב בחולדות הערכה של תפקוד הלב על ידי מערכת לב עבודה מבודדת

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

שיטה פשוטה שונה להשראת אוטם שריר הלב בעכברים

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...