We wish to thank Mr Wabbel for preparing the wires and Mr Tietsch for constructing the plugs and cages according to our plans. This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri holds a fellowship of the Interdisziplin&#228;re Zentrum f&#252;r Klinische Forschung (IZKF), University Clinics W&#252;rzburg, Germany.

ניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי האוניברסיטה של וירצבורג ורשויות חוק המדינה (התחתונה פרנקוניה, מספר אישור: 54-2531.01-102 / 13) ומבוצעים על פי ההמלצות למחקר בשבץ ניסיוני לומדים 17 ומחקר בבעלי חיים הנוכחי: דיווח של בהנחיות ניסויי Vivo (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines). 1. הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את מערכת ההרדמה על מנת להבטיח כמות מספקת של גז אספקה ​​(חמצן) וisoflurane למשך ההליך. חבר את nosecone עם בר החותכת של מכשיר stereotaxic ולשים את הסרגל החותכת ב-3.3 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את אספקת הגז (2 L / min). מניחים את החולדה לתוך תיבה ולאטום את החלק העליון. הפעל את מכשיר האדים isoflurane ל -3.5%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר החולדה היא שרוע, לעבור את המערכת כך שגז ההרדמה זורם לnosecone שהוא קבוע לבר החותכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את raלא מתא התיבה ולגלח את האזור שבין האוזניים והעיניים; באמצעות מקלון צמר גפן טבול בJodosept PVP, ספוגית האזור המגולח כדי להסיר כל שיער רופף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכברוש בnosecone (איור 1) ולהמשיך הרדמה עם 2.5% isoflurane בO 2 (1 ליטר / דקה). בדוק את רמת ההרדמה על ידי צובט את אזור interdigital. אם החולדה היא מורדם כראוי, רפלקסים הגנתיים הם ביטלו (נסיגה כלומר, של כף הרגל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג נשימה ותגובה לגירוי במהלך ההליך ולהתאים את מאדה לפי צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה וטרינר בעיניים כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. לפקח ולשמור על טמפרטורת גוף על 37 ± 0.5 מעלות צלזיוס על ידי מערכת חימום בשליטת משוב. </li></ol> 2. ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את שדה ניתוח סטרילי במשך כל הניתוח. ברגע שידי surgeon&#39;s הן סטרילי והתחום התפעולי הוא סטרילי, להעביר carefu רקlly ולזכור לא לשבור עקרות. זה כולל שיש גם שדה סטרילי (כלומר, וילונות אטומים למים סטריליים) שבן ניתן להגדיר את מכשירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק 0.2 מיליליטר mepivacaine תת עורי למרכז האזור המגולח. Mepivacaine היא הרדמה מקומית שיש לו משך הפעולה של עד 3 שעות. נוסף זה יהיה להרדים את אזור הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אזמל, לעשות חתך קו האמצע מתחיל בין האוזניים והארכת לעבר 2 סנטימטר. ודא שperiosteum (הקרום מבריק מתחת לעור) גם חרות. לחשוף את הגולגולת עם ארבעה מלחציים (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מקלון צמר גפן, בעדינות להסיר את periosteum עד תפרי העטרה וsagittal נחשפים; לאחר מכן, לעצור את הדם עם צמר גפן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את הקואורדינטות של גבחת באמצעות מחט קבועה במחזיקה בדיקה, ולאחר מכן לסמן את קצה המחט עם בטוש שחור. באמצעות קדמי / אחורי (AP), קו האמצע / לרוחב(ML) וברגי dorsoventral כונן (DV), מקמו את קצה המחט ישירות על גבחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח AP וקריאות בקנה מידה ורניה ML: לחסר 3.6 מ&quot;מ מקריאת AP ו -2.5 מ&quot;מ מקריאת ML להשתלת האלקטרודה לתוך STN תקין, או להוסיף 2.5 מ&quot;מ להשתלת האלקטרודה לתוך STN השמאל. עמדה זו תסומן על ידי הצבע של הבטוש לאחר הורדת קצה המחט אל פני השטח של הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את מקדח השיניים על בעל בדיקה הגדול של מכשיר stereotaxic. הזז את מקדח השיניים לאזור מחושב - כלומר, הנקודה המסומנת על הגולגולת. במבט מבעד למיקרוסקופ, לקדוח חור (בקוטר כ -1 מ&quot;מ) דרך הגולגולת עד הדורה גלויה (הגולגולת היא כ 1 מ&quot;מ עובי). לחזור הדורה באמצעות מלקחיים מיקרו לנתיחה או מחט סטרילית. הדורה היא קשוחה מספיק כדי להרוס את קצה האלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור עם מקדח השיניים בכל squama החזיתי, ובintההפך squama erparietal לחור אלקטרודה. נתק את מחזיק בדיקה ממכשיר stereotaxic. לא לקדוח בתפר גולגולת ככלי ורידים אחרי התפרים מתחת לגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בורג בורג עצם לכל אחד מחמשת החורים. הימנע השחלה הברגים עמוקות מדי. לברגי נירוסטה (M1.6), 2-3 הופכים לבורג יהיה מספק להחזיק את הבורג ללא הפעלה לחץ על המוח. מספר הסיבובים יהיה תלוי על המגרש של הבורג. הצמד את מחזיק בדיקה עם אלקטרודה בmicromanipulator (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בברגי כונן AP, ML ו DV, להעביר את מחזיק בדיקה עם אלקטרודה עד קצו כמעט נוגע בגבחת. שים לב לקריאה בקנה מידה ורניה AP, ML ו DV בגבחת. כאשר הקריאה נעשית, להעלות את האלקטרודה כמה מילימטרים כדי למנוע את האלקטרודה מגירוד הגולגולת במהלך תנועה. כדי לקבוע את הקואורדינטות של המיקום שבו האלקטרודה יש ​​להיות מוכנסת באל החור, להוסיף 3.6 מ&quot;מ לקריאת AP ולהוסיף (או לגרוע) 2.5 מ&quot;מ לקריאת ML. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בברגי AP וכונן ML, להעביר את האלקטרודה לעמדה מחושבת. בשלב זה, את קצה האלקטרודה צריך להיות ממוקם ישירות מעל החור שנקדח אלקטרודה. ואז, על ידי הסתכלות מבעד למיקרוסקופ, להוריד את האלקטרודה לרמה של הדורה (איור 4). רמה זו משמשת כרמת אפס בכיוון DV. לאחר מכן, בעדינות להכניס את קצה האלקטרודה לתוך המוח ע&quot;י הסתכלות מבעד למיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את סיכת אלקטרודה למחבר של מערכת ההקלטה. שים כלוב פאראדיי (או להחליף אותו בנייר אלומיניום) על החולדה במכשיר stereotaxic (איור 5). קרקע מכשיר stereotaxic עם ווי-משקל של החדר כי הוא עבד ב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפעיל את מערכת ההקלטה. אם זמין, גם להשתמש ברמקול כדי להשיג צליל האקוסטי של פריקות / משחות של יחידות בודדות במהלך advancinז האלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להכניס את האלקטרודה לתוך המוח על ידי הקלטת הפעילות החשמלית בקידום האלקטרודה. בעומק של בין 7.5 ו -8.1 מ&quot;מ מהדורה, הפעילות החשמלית הספציפית של STN היא בדרך כלל לזיהוי (איור 6). הפעילות האופיינית לתאי עצב בSTN מאופיינת בדפוס ירי בלתי סדיר וקצב ירי גבוה (כלומר תדירות: 40.9 ± 12.9 הרץ) 18. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך ההקלטה, להפחית הרדמה ככל האפשר (לדוגמא, ל.8-1.0%); בעלי חיים-בהרדמה נמוך להראות פעילות מוחית חשמלית ברורה יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספוגית משם כל דם או נוזל השדרתי שנעקר על פני השטח של הגולגולת בעת ההורדה באלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לערבב כמות קטנה של דבק דנטלי ולהחיל אותו סביב האלקטרודה וסביב ארבעת הברגים חמישה בעזרת מרית קטנה (איור 7). הבורג החמישי ישמש כדי לתקן את חוט הקרקע של התקע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתק את סיכת אלקטרודה מבעל אלקטרודה והמחבר של מערכת ההקלטה כאשר מלט השיניים קבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתיר את הבורג שלא היה קבוע במלט שיניים. שים את התקע על סיכת אלקטרודה. תקן את חוט הקרקע של התקע עם הבורג החמישי (איור 8). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לערבב את מלט שיניים ולהחיל אותו סביב את התקע. כמלט מתעבה, לעצב אותו סביב את התקע כדי ליצור כובע. למנוע קצוות חדים של מלט השיניים שעלולות לפגוע בבעלי החיים ולהסיר אותם במהלך ההתקשות (9 א איור ו- B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Debride קצות פצע ולסגור אותם עם תפר בחזית ומאחורי הכובע. לחטא את קצות פצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את תקע הראש לחוט שהוא קבוע במסתובב. הסר את העכברוש ממכשיר stereotaxic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל tramadol (12.5 מ&quot;ג / קילוגרם, intraperitoneally) בסוף ההתערבות ולאחר מכן פעם ביום במשך 2-3 ימים. מניחים את החולדה בכלוב נקי עם THERMAתמיכת l, לתקן את מסתובב בכלוב זה (איור 10) ולבדוק אותו בזהירות לשעה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד התאושש לחלוטין. </li></ol> 3. גירוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את ההתנגדות בבעלי החיים לפני הגירוי באמצעות מד עכבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את התקע של מסתובב עם חוט והתקעים בקצה השני של החוט עם התפוקה הנוכחית והפלט לחוט הקרקע של ממריץ. חבר את ממריץ עם מחשב כדי לתכנת את ממריץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את הפרמטרים של גירוי בתכנית; לדוגמא, הפרמטרים המשמשים במחלת פרקינסון הם אורך הפולס: 60 μsec; תדירות: 130 הרץ. לעורר את העכברוש עם משרעת נוכחית הגדלת עד dyskinesia מוכר. להפחית העוצמה חשמלית דואר על ידי 10-20% מתחת לעצמה שעוררו dyskinesia או עד סימני נוירולוגים ייעלמו והחיה נוחה. פולסים מלבניים monophasic שמשו במחקר זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שסיים את הניסוי, להרדימו עם isoflurane: התאם את קצב זרימה או ריכוז isofurane עד 5% או יותר. המשך חשיפת isoflurane עד 1 דקות לאחר שנשם עצירות. </li></ol>

<ol>
	<li>Kumar, R., Lang, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+of+the+globus+pallidus+pars+interna+in+advanced+Parkinson&#8217;s+disease.">Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson&#8217;s disease.</a> Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).</li><li>Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -. J., Sturm, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+pallidal+or+subthalamic+nucleus+stimulation+in+advanced+PD.">Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD.</a> Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).</li><li>Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+results+of+bilateral+pallidal+stimulation+in+Parkinson&#8217;s+disease.">Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson&#8217;s disease.</a> Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).</li><li>Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subthalamic+nucleus+versus+globus+pallidus+bilateral+deep+brain+stimulation+for+advanced+Parkinson&#8217;s+disease+(NSTAPS+study):+a+randomised+controlled+trial.">Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson&#8217;s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial.</a> The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).</li><li>Benabid, A. L., Pollak, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+suppression+of+tremor+by+chronic+stimulation+of+the+ventral+intermediate+thalamic+nucleus.">Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus.</a> The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).</li><li>Volkmann, J., Wolters, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pallidal+deep+brain+stimulation+in+patients+with+primary+generalised+or+segmental+dystonia:+5-year+follow-up+of+a+randomised+trial.">Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial.</a> The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).</li><li>Nguyen, J. -. P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasive+brain+stimulation+for+the+treatment+of+neuropathic+pain.">Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain.</a> Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).</li><li>Kohl, S., Sch&#246;nherr, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+for+treatment-refractory+obsessive+compulsive+disorder:+a+systematic+review.">Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review.</a> BMC psychiatry. 14, 214 (2014).</li><li>Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., M&#228;dler, B., Coenen, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Effects+of+Deep+Brain+Stimulation+for+Treatment-Resistant+Major+Depression.">Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression.</a> Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).</li><li>Fisher, R., Salanova, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+of+the+anterior+nucleus+of+thalamus+for+treatment+of+refractory+epilepsy.">Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy.</a> Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).</li><li>DeGiorgio, C., Heck, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+for+epilepsy:+Randomized+comparison+of+three+stimulation+paradigms.">Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms.</a> Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).</li><li>Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation+for+the+Treatment+of+Resistant+Hypertension.">Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension.</a> Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).</li><li>Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Heart+Via+the+Brain:+A+Potential+New+Therapy+for+Orthostatic+Hypotension.+[Miscellaneous+Article].">Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article].</a> Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).</li><li>Chang, J. -. Y., Shi, L. -. H., Luo, F., Zhang, W. -. M., Woodward, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+neural+mechanisms+of+deep+brain+stimulation+in+rodent+models+of+Parkinson&#8217;s+disease.">Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson&#8217;s disease.</a> Neuroscience, &amp; Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).</li><li>Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+basal+ganglia+in+rats,+marmosets,+macaques,+baboons,+and+humans:+Volume+and+neuronal+number+for+the+output,+internal+relay,+and+striatal+modulating+nuclei.">Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei.</a> The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bench+to+bedside:+the+quest+for+quality+in+experimental+stroke+research.">Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research.</a> Journal of Cerebral Blood Flow, &amp; Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).</li><li>Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+hemiparkinsonian+rats:+neuroprotection+of+dopaminergic+neurons.">Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons.</a> Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).</li><li>Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+the+rat+subthalamic+nucleus+is+neuroprotective+following+significant+nigral+dopamine+neuron+loss.">Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss.</a> Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).</li><li>Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathologic+evaluation+of+prolonged+intracortical+electrical+stimulation.">Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation.</a> Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).</li><li>Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+electrode+material,+charge+density+and+stimulation+duration+on+the+safety+of+high-frequency+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+rats.">The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats.</a> Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).</li><li>Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+Challenges+for+Intracortical+Electrodes.">Physiological Challenges for Intracortical Electrodes.</a> Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).</li><li>Li, Q., Ke, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+Deep+Brain+Stimulation+in+Parkinsonian+Rats+Directly+Influences+Motor+Cortex.">Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex.</a> Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> מחקר זה מציג סט צעד-אחר-צעד של הוראות להשתלת אלקטרודה כרונית monopolar לSTN של חולדות. למרות אלקטרודות טונגסטן עם עכבה נמוכה משמשת לעתים קרובות ל18,19 DBS, אלקטרודה monopolar עשויה פלטינה / אירידיום (Pt / עיר) הועסק שעכבה של כ 1 MΩ. אלקטרודות Pt / עיר משמשות גם בחולים עם מחלת פרקי...

גירוי מוחי עמוק (DBS) הוא טיפול המבוסס על המשלוח של דחפים חשמליים באמצעות אלקטרודות מושתלות למבנים מוחיים ספציפיים, כגון pallidus הפנימי גלובוס 1, גרעין subthalamic (STN) 2 - 4 או התלמוס ביניים הגחון 5. בשני העשורים האחרונים, טיפול זה כבר נקבע ככלי טיפולי רב עוצמה למחלת פרקינסון 1 - 4, דיסטוניה 6 ורעד 7, והוא משמש גם לווסת כאב כרוני 7, הפרעות פסיכיאטריות (כלומר, הפרעה טורדנית-כפייתית 8, דיכאון 9) או אפילפסיה עיקשת 10,11. יתר על כן, ייתכן שדי בי, בעתיד, יהפוך לאפשרות טיפול ביתר לחץ דם עורקים עקשן 12 או 13 orthostatic תת לחץ דם. המנגנונים הפיסיולוגיים העומדים בבסיס תופעותאס יישאר גרוע הבין. מחקרים במכרסמים בהרדמה סיפקו תובנה תגובות עצביות לגירוי בתדר גבוה המחקים קליני הוחל 14 די בי. עם זאת, מחקרים אלו לא רק חסרי תימוכין התנהגות של אפקט DBS, אלא גם לגרום לשונות ניכרות בהתאם לפרמטרי הגירוי הוחלו 14. לחקור יותר תמציתי תופעות התנהגותיות ומנגנונים של DBS במכרסמים מודעים, יש צורך בהגדרת גירוי שממלאת את הדרישות ספציפיות. DBS משמש בעיקר כטיפול לטווח ארוך (למשל, מחלת פרקינסון, כאב כרוני). לפיכך, הגדרת הגירוי במכרסמים צריך להיות מתוכננת כך שהיחידה מורכבת מאלקטרודה עם תקע, כמו גם חוט מהתקע לממריץ חיצוני; ויחידה זו צריכה להיות קלה אבל בלתי שבירה כאשר המקובעים לגולגולת. יתר על כן, חופש התנועה הוא הכרחי לחולדות במהלך stimulation על פני תקופה ממושכת. מבני היעד של DBS הם קטנים; לדוגמא, STN בחולדות יש אורך של 1.2 מ&quot;מ ונפח של 0.8 מ&quot;מ 3,15. לכן, אלקטרודות חייבת להיות מתוכננות כך שהגרעין לא lesioned במהלך החדרה והמיקוד צריך להיות מדויק. כמו רוב המחקרים שנערכו במכרסמים DBS השתמשו החדרת stereotactic אתר מבוססת של האלקטרודה למבנה היעד, שיעור השגיאה יכול להיות גבוה יחסית, גם בעת שימוש הקואורדינטות לפי פקסינוס ווטסון 16. התוצאה היא מספר גדול יותר של בעלי החיים יידרשו כדי להגיע לתוצאה משמעותית מבחינה סטטיסטית. במחקר הנוכחי טכניקת השתלת אלקטרודה הוא הציג, שמכוון את STN ברמת דיוק גבוה באמצעות מערכת microrecording תוך קידום האלקטרודה. בנוסף, מערכת גירוי מוצגת שאינו מאפשרת רק רמה גבוהה של ניידות לבעלי החיים גירו, אלא גם מבטיחה stimulati הרציףבבאמצעות קיבוע מאובטח של חוט הגירוי (שמוגנת על ידי אביב נירוסטה) על ראשו של העכברוש.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pt/Ir electrode</td>
			<td>FHC Inc.</td>
			<td>UE</td>
			<td>Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plugs</td>
			<td>GT Labortechnik (Arnstein/Germany)</td>
			<td></td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pin header</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-324</td>
			<td>single-row, 90&#176; 1x3 datamate, Type M80-8420342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Socket</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-621</td>
			<td>single-row,straight 2 mm pole no.1x3 datamate, Type M80-8400342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel spring</td>
			<td>Plastics ONE</td>
			<td>SS0102</td>
			<td>Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0&#160; Spring OD (mm): 4.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707938</td>
			<td>Liquid, 500 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707954</td>
			<td>Powder, rose, 500g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Head screw</td>
			<td>Hummer &#38; Reiss</td>
			<td>V2ADIN84 M1.6x3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jodosept PVP</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td></td>
			<td>435678/E04</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mepivacain 1%</td>
			<td>AstraZeneca</td>
			<td></td>
			<td>PZN03338515</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epinephrine</td>
			<td>Sanofi-Aventis</td>
			<td></td>
			<td>PZN00176118</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tramadolhydrochloride</td>
			<td>Rotexmedica</td>
			<td></td>
			<td>38449.00.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation

גירוי מוחי עמוק (DBS) הוא טיפול המשמש באופן נרחב ויעיל לכמה הפרעות נוירולוגיות, כגון המחלה, דיסטוניה או רעד פרקינסון אידיופטית. DBS מבוסס על המשלוח של גירויים חשמליים למבנים אנטומיים עמוקים ספציפיים של מערכת העצבים המרכזית. עם זאת, מנגנוני ההשפעה של DBS להישאר מסתוריים. זה הוביל להתעניינות בחקירת ההשפעה של DBS במודלים של בעלי חיים, בעיקר בחולדות. כDBS הוא טיפול ארוך-טווח, מחקר צריך להתמקד בשינויים מולקולריים-גנטיים של מעגלים עצביים המתרחשים כמה שבועות לאחר DBS. לטווח ארוך DBS בחולדות הוא מאתגר כי החולדות לנוע בכלוב שלהם, מה שגורם לבעיות בשמירה במקום החוט מובילים מהראש של החיה לממריץ. יתר על כן, מבני יעד לגירוי במוח החולדה הם קטנים ולא יכולים בקלות להיות ממוקמות לכן אלקטרודות במיקום הנדרש. לפיכך, הגדרה לstimula לטווח ארוךtion של חולדות באמצעות אלקטרודות פלטינה / אירידיום עם עכבה של כ 1 MΩ פותח עבור מחקר זה. אלקטרודה עם מפרטים אלה מאפשרת ללא רק גירוי נאות אלא גם הקלטה של ​​מבני מוח עמוקים לזהות את אזור היעד לDBS. בהגדרה שלנו, אלקטרודה עם תקע לחוט הייתה מוטבעת בבטון שיניים עם ארבעה ברגי עיגון מאובטחים על הגולגולת. החוט מהתקע לממריץ היה מוגן על ידי קפיץ פלדת אל-חלד. מסתובב היה קשור למעגל כדי למנוע את החוט מלהפוך סבוך. בסך הכל, הגדרת גירוי זה מציעה רמה גבוהה של ניידות חופשית לחולדה ומאפשרת את תקע הראש, כמו גם את הקשר בין חוט התקע והממריץ, כדי לשמור על כוח לטווח ארוך.

השתלת האלקטרודה לתוך STN של עכברוש באמצעות מערכת הקלטה - כפי שהוצג כאן - היא הליך יעיל ומדויק לDBS שלוקח כ 1 שעה לכל בעל חיים. מודל זה הוא הליך די קל: מתוך 10 חולדות נתון לניתוח, כל שרד את ההתערבות. עשרים וארבע שעות לאחר ההתערבות, המדינה של כל עכברוש הייתה פיקוח ולא בבעלי חיים ...

Watch this Scientific Journal Video about Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation at JoVE.com

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Microelectrode מודרך השרשה של אלקטרודות לתוך גרעין Subthalamic של חולדות לטווח ארוך עמוק גירוי המוח

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

microelectrode-guided-implantation-electrodes-into-subthalamic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.4K Views.  University Hospital Wuerzburg. A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Video: Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: שימוש בפרוטוקול תטא-Burst לחקור Mechasnism של פלסטיות של אנשים עם תסמונת X שביר אוטיזם ו

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

התקן TMS NeuroStar: ניהול ה-FDA פרוטוקול מאושר לטיפול דיכאון

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

מלוטשת מחוזק דליל, הגולגולת חלון הדמיה לטווח ארוך של מוח עכבר

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

השרשה של סיבים אופטיות לגירוי Optogenetic כרוני של רקמת המוח

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

גירוי מוחי עמוק עם fMRI סימולטני במכרסמים

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective treatment for several movement disorders that have failed to respond to medication. Recent progress in the field of DBS surgery has begun to extend the application of this surgical technique to other conditions as diverse as morbid obesity, depression and obsessive compulsive disorder. Despite these expanding indications, little is known about the underlying physiological mechanisms that facilitate the beneficial effects of DBS surgery. One approach to this question is to perform gene expression analysis in neurons that receive the electrical stimulation. Previous studies have shown that neurogenesis in the rat dentate gyrus is elicited in DBS targeting of the anterior nucleus of the thalamus1. DBS surgery targeting the ATN is used widely for treatment refractory epilepsy. It is thus of much interest for us to explore the transcriptional changes induced by electrically stimulating the ATN. In this manuscript, we describe our methodologies for stereotactically-guided DBS surgery targeting the ATN in adult male Wistar rats. We also discuss the subsequent steps for tissue dissection, RNA isolation, cDNA preparation and quantitative RT-PCR for measuring gene expression changes. This method could be applied and modified for stimulating the basal ganglia and other regions of the brain commonly clinically targeted. The gene expression study described here assumes a candidate target gene approach for discovering molecular players that could be directing the mechanism for DBS.

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

ניתוח שינויי ביטוי הגנים בהיפוקמפוס העכברוש לאחר Deep Brain Stimulation של Anterior התלמוס הגרעין

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to the skull or the brain parenchyma. In anesthetized rodents, the exposure of the dura mater by blunt dissection of the neck muscles allows the insertion of a cannula into the cisterna magna (CM). The cannula, composed either by a fine beveled needle or borosilicate capillary, is attached via a polyethylene (PE) tube to a syringe. Using a syringe pump, molecules can then be injected at controlled rates directly into the CM, which is continuous with the subarachnoid space. From the subarachnoid space, we can trace CSF fluxes by convective flow into the perivascular space around penetrating arterioles, where solute exchange with the interstitial fluid (ISF) occurs. CMc can be performed for acute injections immediately following the surgery, or for chronic implantation, with later injection in anesthetized or awake, freely moving rodents. Quantitation of tracer distribution in the brain parenchyma can be performed by epifluorescence, 2-photon microscopy, and magnetic resonance imaging (MRI), depending on the physico-chemical properties of the injected molecules. Thus, CMc in conjunction with various imaging techniques offers a powerful tool for assessment of the glymphatic system and CSF dynamics and function. Furthermore, CMc can be utilized as a conduit for fast, brain-wide delivery of signaling molecules and metabolic substrates that could not otherwise cross the blood brain barrier (BBB).

Here we describe a protocol to perform cisterna magna cannulation (CMc), a minimally invasive way to deliver tracers, substrates and signaling molecules into the cerebrospinal fluid (CSF). Combined with different imaging modalities, CMc enables glymphatic system and CSF dynamics assessment, as well as brain-wide delivery of various compounds.

השרשה בצינורית לתוך המלון Cisterna של מכרסמים

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

השרשה כרונית של מערך שלם-קורטיקליים Electrocorticographic ב המרמוסט נפוצות

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

הערכה של האינדוקציה לטווח ארוך של דיכאון פרוסות למבוגרים בלבד

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...

Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. Several recent studies have demonstrated the effectiveness of chronic VNS in enhancing central nervous system plasticity to improve motor rehabilitation, extinction learning, and sensory discrimination. Construction of chronically implantable devices for use in such studies is challenging due to rats&#8217; small size, and typical protocols require extensive training of personnel and time-consuming microfabrication methods. Alternatively, commercially available implantable cuff electrodes can be purchased at a significantly higher cost. In this protocol, we present a simple, low-cost method for construction of small, chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in rats. We validate the short and long-term reliability of our cuff electrodes by demonstrating that VNS in ketamine/xylazine anesthetized rats produces decreases in breathing rate consistent with activation of the Hering-Breuer reflex, both at the time of implantation and up to 10 weeks after device implantation. We further demonstrate the suitability of the cuff electrodes for use in chronic stimulation studies by pairing VNS with skilled lever press performance to induce motor cortical map plasticity.

Existing approaches for constructing chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in small rodents often require specialized equipment and/or highly trained personnel. In this protocol we demonstrate a simple, low-cost approach for fabricating chronically implantable cuff electrodes, and demonstrate their effectiveness for vagus nerve stimulation (VNS) in rats.

הכנת אלקטרודות גירוי עצבי היקפי להשתלה כרונית בחולדות

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. ...