This model was developed with the support of the National Institute of General Medical Sciences (NIGMS)/the National Institute of Health (NIH) grant 1P20GM103652 (Project# 3) (to MRA) and the American Heart Association (AHA) Grant-in-Aid 14GRNT20460291 (to MRA); the Brazilian government grant CAPES (to KR and FR); and a Brown University LINK award (to IM). We also acknowledge the outstanding technical support from our veterinarians and animal facility staff.

פרוטוקול חיה זו נבדק ואושר על ידי ועדת הטיפול בבעלי החיים המוסדי השתמש (IACUC) בבית חולי רוד איילנד. הרדמה אינטובציה 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכבר כדי לחשב את המינון של משככי כאבים שלאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בתא אינדוקציה ולספק isoflurane 4% עבור 9 - 10 דק &#39;, ניטור החיה לאורך. הפעל מעקר חרוז חם כך המנגנון יכול מחמם כ 250 מעלות צלזיוס. Preheating ייקח 15 - 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר העכבר מגיע מטוס עמוק של הרדמה, עם קצב נשימה של כ 32 נשימות / דקה, למקם את פרקדן העכבר על לוח הקלקר להשתמש גומייה המאובטחת תחת החותכות העליונות להחזיק את הפה פתוח. אשר סדציה על ידי ביצוע קמצוץ הבוהן. מקם פנס בעצמה גבוהה מעל העכבר, כך שניתן יהיה לנגד עיניו את הלוע התחתון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים מעוקלים כדי לפתוח את הלסת ועוד זוג<html> מלקחיים כדי להרים את לשון מהדרך. הקפד לצנרר בעוד התמקמו בבית או מעט מתחת לגובה העיניים עם הגוף של העכבר. השימוש כירורגיים כירורגים מומלצים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיינו את הפתיחה והסגירה של מיתרי הקול. כאשר פתוח, הכנס קטטר 20-מד, 1-ב תוך ורידים (IV) עם היכרויות מחט קהה קצה. השתמש במחט כדי להנחות את הקטטר לפתיחת קנה הנשימה, אך להימנע החדרת המחט לתוך קנה הנשימה. אימות למיקום נכון ניתן לעשות זאת באמצעות פיפטה העברת פלסטיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר מחובר לצינורות אל משטח הפעלה מצויד מכשיר חימום. חברו את העכבר כדי מאוורר מכרסם קטן מוגדר נפח הפעימה של 150 μL / שבץ שיעור השבץ של 130 משיכות / min. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 2.5% לספק isoflurane. בדוק את אינטובציה על ידי בדיקת עליית חזה הבילטרליים. ודא הרדמה על ידי ביצוע קמצוץ הבוהן. העכבר עשוי להזדקק 5 - 10 דקות במכונת ההנשמה להיות בהרדמה מלאה. </li></ol>&quot;Jove_title&quot;&gt; 2. הכנת העכבר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סרט במורד צינור אינטובציה באתר המקשר בין ההנשמה ואת קטטר IV. סרט במורד הגפיים. מניחים טיפות סיכה סטרילי על העיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חתוך בצד שמאל הגחון של בית החזה עם סכין גילוח חשמלי. אבק הפרווה המגולחת עם מגבונים יבשים למרוח שכבה קטנה של קרם להסרת שיער באמצעות מקלון צמר גפן סטרילי. הקרם צריך להישאר במגע עם זקיקי השיער למשך כ 30 - 45 s. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד תהליכים שמנת, למקם שלושה צמר גפן סטרילי בשלושה צינורות 1.5 מ&quot;ל מלאים בבטאדין לספוג. באמצעות מגבונים טבולים במים מזוקקים, בעדינות לנגב את השמנת פרווה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את שדה הניתוח שלוש פעמים, לסירוגין בבטאדין רפידות הכנה isopropanol 70% סטרילי, ניקוי בתנועה מעגלית נע ממרכז אל הפריפריה. מניחים וילון סטרילי עם חור בגודל רבע מעל השדה כירורגית של העכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את האזור שסביב mousדואר עם אתנול 70%. ודא הרדמה פעם נוספת עם קמצוץ הבוהן. </li></ol> 3. LAD קשירה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מכשירי ניתוח autoclaved ב מעקר את החרוז חם שחומם מראש ל 250 מעלות צלזיוס למשך כ 20 שניות. מניחים את כלי מעוקר על לעטוף כירורגית autoclaved סטרילי. דון כפפות מנתחים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו עדין קצה מלקחיים כדי להסיר את העור בעדינות בנקודה כ 5 מ&quot;מ בצד שמאל של סחוס xiphoid בולט. השתמש אזמל כירורגי עם להב מס &#39;10 כדי ליצור חתך אנכי בעור מנקודה זו כלפי מעלה, לרמה של manubrium. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים מעוקל בעדינות כדי להפריד את שכבות העור והשרירים. פתח את שכבת השריר, בעקבות החתך בעור. הכניסו שתי 5-0 תפרים פוליפרופילן דרך שכבת השריר, אחד בכל צד של החתך, ולאבטח את התפרים זמנית עם מלחציים כדי להחזיק את שכבת השריר פתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה ולעשות חתך בחלל צלעי השלישי, בעקבותזווית טבעית של בית החזה. הסר את הסרט מן בגפיים השמאליים של העכבר ולאבטח הרגל האחורית השמאלית שלה ברגל הימנית האחורית שלו עם קלטת. חותכים חתיכה ארוכה של קלטת ולאבטח הרגל הקדמית השמאלית שלו אל פני השטח ההפעלה במצב מוגבה מעט. נקה את הכפפות עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מפשק להפיץ בעדינות לגזרים את צלעות 3 rd ו 4 th. חותכים מקטע קטן של גזה סטרילי, כ 1 ב x ½ ב, לטבול אותו מלוחים 0.9% סטרילי. סוחט את מלוחים העודפים להשתמש במלקחיים כדי להכניס את הגזה בעדינות כנגד הריאה השמאלית כדי למנוע ניזק ריאות בשוגג במהלך ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוצא בעדינות את קרום הלב הדק עם מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קורע כמות קטנה של צמר גפן את מקלון צמר גפן סטרילי לגלגל אותו לכדור קטן. טובלי צמר גפן זה לתוך מלוח 0.9% סטרילי ספוגי בעדינות על פני השטח של הלב כדי להעריך את העורקים. דחף בעדינות את החדר השמאלי כלפי מעלה לאתר את העורקים הכליליים תחתneath. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את LAD ולהעביר תפר ניילון 8-0 תחת LAD; שלם שני זורק כדי לאבטח את הקשירה. אם הקשירה היא מוצלחת, דיסטלי החדר השמאלי מן לחלוט הרצון ליגטורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, להסיר את הגזה הוכנסה קודם לכן, ולאחר מכן להסיר בעדינות המפשקת. מחדיר צינורית גמישה 6-ב, 25-מד מצורף מחט 25-מד לתוך חלל בית החזה דרך פתח פתיחת בית החזה. Advance כ 1 - 2 ב של צינור לתוך החלל מעל הריאה השמאלית. החזר את עכבר פרקדן ולנקות את הכפפות עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו 5-0 תפרים פוליפרופילן בדפוס נקטע פשוט לסגור את בית החזה, שמירה על צינור החזה במקום. הסר את שני תפרים מחזיקים את שכבת השריר פתוחה. השתמשו 5-0 תפרים פוליפרופילן ב דפוס מתמשך פשוט לסגור את שכבת השריר, שוב שמירה על צינור החזה במקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק 1 מ&quot;ל על מחט 25-מד על צינור החזה. משוך בעדינות כלפי מעלה על הצעדr בעוד בהדרגה במקביל לחילוץ צינור חזה מחלל החזה עם מלקחיים. חלץ את הצינורות לאט, כמו צעד זה מסיר אוויר ודם עודפים, שאחרת להיות לכוד בתוך חלל החזה ולגרום pneumothorax. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר המזרק מלא, לנתק את המזרק מהמחט ולהיפטר מהפסולת בכוס או כיור פסולת. המשך תהליך זה עד צינור החזה מופק לחלוטין. ודא כי החזה הוא אטום היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלש את isoflurane ל 1.5%. סגור את העור עם 4-0 תפרי פוליפרופילן בדפוס נקטע פשוט. סובב את מאדה isoflurane off. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 0.1 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​עצירות מלוחים 0.9% באמצעות זריקה intraperitoneal (IP). טופיקלי חלים 2 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​לידוקאין עם 2 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​Bupivacaine מלוחים 0.9% ל החתך. נהל בין 200 - 500 μL של מלוחים 0.9% באמצעות זריקה תת עורית, ומדרוג הסכום המלוח למשקל של העכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המתן 5 דקות לאחר adminiואחסון התרופות לשיכוך כאבים כדי להסיר את העכבר מהצינור אינטובציה. זה מסייע במעבר ממכונת ההנשמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם העכבר לא קיים עליית חזה הבילטרליים פעם ממכונת ההנשמה, לבצע דקומפרסיה מחט. כדי לעשות זאת, להציג את מחט סטרילית 25-מד ומזרק 1-מ&quot;ל בין צלעות 3 rd ו 4 th עד שהוא נכנס חלל בית החזה, כונה על ידי ירידה פתאומית התנגדות. משוך כלפי מעלה בעדינות על הבוכנה כדי להסיר אוויר עודף. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר העכבר מדגים שיעור נשימת הבילטרליים נאות ועומק ומגיב קמצוץ בוהן, למקם את העכבר בכלוב התאוששות נקי מתחת לפנס חום. ספק את העכבר עם מזון לח ובקבוק מים, ניטור במנדף זרימה למינרית במשך 15 - 20 דקות. נטר עבור במאמץ נשימה מוגזם, דימום יתר, או סיבוכים פוטנציאליים אחרים מסכני חיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במשך שלושת הימים הבאים, לנהל תרופה 0.1 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​עצירות כאבים דרך כתובת IP בjection פעמיים ביום. צג את העכבר יומי. </li></ol>

<ol>
	<li>Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+directions+for+protecting+the+heart+against+ischaemia-reperfusion+injury:+targeting+the+Reperfusion+Injury+Salvage+Kinase+(RISK)-pathway.">New directions for protecting the heart against ischaemia-reperfusion injury: targeting the Reperfusion Injury Salvage Kinase (RISK)-pathway.</a> Cardiovasc Res. 61 (3), 448-460 (2004).</li><li>Roffi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2015+ESC+Guidelines+for+the+management+of+acute+coronary+syndromes+in+patients+presenting+without+persistent+ST-segment+elevation.">2015 ESC Guidelines for the management of acute coronary syndromes in patients presenting without persistent ST-segment elevation.</a> Eur Heart J. 37 (3), 267-315 (2015).</li><li>Kumar, A., Cannon, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+Coronary+Syndromes:+Diagnosis+and+Management,+Part+I.">Acute Coronary Syndromes: Diagnosis and Management, Part I.</a> Mayo Clin Proc. 84 (10), 917-938 (2009).</li><li>Eitan, A., Nikolsky, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antithrombotic+therapy+in+patients+with+acute+coronary+syndromes:+how+to+make+the+right+choice.">Antithrombotic therapy in patients with acute coronary syndromes: how to make the right choice.</a> Minerva Med. 104 (4), 357-381 (2013).</li><li>Abbate, A., Bussani, R., Amin, M. S., Vetrovec, G. W., Baldi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myocardial+infarction+and+heart+failure:+role+of+apoptosis.">Acute myocardial infarction and heart failure: role of apoptosis.</a> Int J Biochem Cell Biol. 38 (11), 1834-1840 (2006).</li><li>Zheng, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nebivolol+protects+against+myocardial+infarction+injury+via+stimulation+of+beta+3-adrenergic+receptors+and+nitric+oxide+signaling.">Nebivolol protects against myocardial infarction injury via stimulation of beta 3-adrenergic receptors and nitric oxide signaling.</a> PLOS ONE. 9 (5), 98179 (2014).</li><li>Tarnavski, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cardiac+surgery:+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies.">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li><li>Buitrago, S., Martin, T. E., Tetens-Woodring, J., Belicha-Villanueva, A., Wilding, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+Efficacy+of+Various+Combinations+of+Injectable+Anesthetics+in+BALB/c+Mice.">Safety and Efficacy of Various Combinations of Injectable Anesthetics in BALB/c Mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 47 (1), 11-17 (2008).</li><li>Kolk, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-Ligation:+A+Murine+Model+of+Myocardial+Infarction.">LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction.</a> J Vis Exp. (32), e1438 (2009).</li><li>Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. H., McConnell, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+myocardial+infarction+in+rats.">Acute myocardial infarction in rats.</a> Journal of visualized experiments : J Vis Exp. (48), (2011).</li><li>Ferrera, R., Benhabbouche, S., Bopassa, J. C., Li, B., Ovize, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+hour+reperfusion+is+enough+to+assess+function+and+infarct+size+with+TTC+staining+in+Langendorff+rat+model.">One hour reperfusion is enough to assess function and infarct size with TTC staining in Langendorff rat model.</a> Cardiovasc Drugs Ther. 23 (4), 327-331 (2009).</li><li>Zeng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+5-ethynyl-2'-deoxyuridine+staining+as+a+sensitive+and+reliable+method+for+studying+cell+proliferation+in+the+adult+nervous+system.">Evaluation of 5-ethynyl-2'-deoxyuridine staining as a sensitive and reliable method for studying cell proliferation in the adult nervous system.</a> Brain Res. 1319, 21-32 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

עם שימוש גובר של מודל MI במעבדות, ההליך המתואר הוא שואף להגדיל את שיעור יעילות הישרדות של העכברים תוך מזעור שלאחר ניתוח הכאבים ואי הנוחות שלהם. פרוטוקול זה שואף למזער תמותה על ידי ביצוע שיפורים רבים להיבטים שונים של הליך קשירת LAD. ישנן כמה הבחנות. מספר מחקרים ב...

מחלה כלילית, או ACS, הוא אירוע קרדיווסקולארי הנפוץ ביותר ייחשב הגורם העיקרי לתחלואה ולתמותה בעולם 2020 1. סיבת ACS היא הנוכחות של פקקת שריר הלב עקב קרע של פלאק טרשתי כלילית שחוסמת או מפחית את זרימת הדם אל הרקמה בלב 2. לכן, יש קליני סימנים עקביים עם נוכחות של איסכמיה לבבית חריפה, כגון אוטם שריר הלב (MI) 3, 4. MI מובילה לאובדן מסת של שריר הלב ואת התקדמות שיפוץ חדרית פתולוגי, מה שעלול להוביל תפקוד לקוי של החדר ואת אי ספיקת לב 5, 6. אחת הדרכים היעילות ביותר כדי ללמוד IHD כבר לחקות אוטם שריר לב אנושי במודל חיה. זו מושגת על ידי גורם לחסימה של הבחורעכברים. באמצעות מודל זה, אנחנו לומדים איך הלב יכול להיות מוגן מפני נזק הנובע IHD. במהלך העשור האחרון, חוקרים השתנו משימוש במודלים של בעלי חיים גדולים יותר לבעלי חיים קטנים, כולל מעבר בין חולדות עכברים. מודל העכבר הקטן מתחיל להיות מועדף מסיבות רבות, כולל גודלם הקטן, בגודל שגר גדול, בעלות נמוכה כדי לשמור, ואת תקופת הריון קצרה, כמו גם לזמינותם המרחיבה של מודלים בנוקאאוט מהונדסים גנטי 7. למרות העכברים קטנים בגודלם, מכשירי ניתוח חדשים שתוכננו במיוחד עבורם סייעו להתפתחות זו. השיטה שלנו מנצלת מכשירי הניתוח החדשים הללו. בעוד כמה שיטות ליישם קנה פולשני, אנו משתמשים בשיטה פחות פולשנית של אינטובציה endotracheal. באמצעות תאורה תקורה של הלוע התחתון, אנחנו לצנרר מבלי ליצור שום מקריות, מתן חוויה בטוחה פחות טראומטי עבור tהוא חיה. העכבר ממוקם אז למכונת נשמה והמשיך isoflurane במהלך ההליך כולו. בשל משך ההרדמה הקצר מיוצר על ידי התרופה, זה לוקח רק כמה דקות עבור החיה להתאושש מההרדמה לאחר שהוא הופסק. המודל כירורגי שלנו כולל גם thoracentesis פולשנית. ההסרה הזהירה של דם ואוויר עודף מחלל החזה באמצעות thoracentesis דרך חתך פתיחת בית החזה המקורי התייחסה סיבוך לאחר ניתוח נפוץ של קשירת LAD: את pneumothorax המתח. שיטה זו, אשר מבטלת את הצורך בשני החתכים נוספים המשמשים שיטות-אחד אחרות עבור הניתוח בקנה הנשימה נוסף thoracentesis-הניב פחות סיבוכים לאחר ניתוח פחית תמותה באופן דרסטי.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="868">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">High-Intensity Light Source</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:187px;">72-0215</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="125">
			<td height="125" style="height:125px;width:296px;">SurgiSuite Operating Platform</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">SurgiSuite</td>
			<td style="width:191px;">Uses a rechargeable, battery-operated far infrared warming pad. Charge overnight before surgery.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">SurgiSuite LED Lighting Kit</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">SURGI-5003</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:296px;">Hot Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:187px;">18000-45</td>
			<td style="width:191px;">Preheating takes 15-20 minutes. Instruments take 20 seconds to sterilize.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Small Rodent Anesthesia System</td>
			<td style="width:195px;">VetEquip Inc.</td>
			<td style="width:187px;">901810</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:195px;">Piramal Enterprises</td>
			<td style="width:187px;">66794-017-10</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:195px;">Rhode Island Hospital Pharmacy</td>
			<td style="width:187px;">NDC 12496-0757-1, 12496-0757-5</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Surgical Loupes</td>
			<td style="width:195px;">Roboz</td>
			<td style="width:187px;">RS-6687</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Small Rodent Ventilator</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:187px;">73-0043</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Lubricating Drops</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-898-350</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Electric Razor</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td>CL 9990-1201</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Hair Removal Cream</td>
			<td style="width:195px;">Nair</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Medical Tape</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">18-999-380</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Betadine</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-027136</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">70% Isopropanol Wipes</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Surgical Drapes</td>
			<td style="width:195px;">Braintree</td>
			<td>SP-TS</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Surgical Gloves</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">18999102D</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">5-0 Polypropylene Sutures&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Ethicon</td>
			<td>8630G</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">8-0 Nylon Sutures</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td>12051-08</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="75">
			<td height="75" style="height:75px;width:296px;">Platinum-Cured Tubing</td>
			<td style="width:195px;">Harvard Apparatus</td>
			<td>72-1042&#160;</td>
			<td style="width:191px;">0.3 mm inside diameter x 0.6 mm outside diameter</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">0.9% Saline</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>19-310-207</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">4-0 Polypropylene Sutures</td>
			<td style="width:195px;">Ethicon</td>
			<td>8631G</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">1 CC Syringe with 25-Gauge Needle&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:187px;">14-826-100</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Scissors</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INSS600225</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS700100</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Cotton Swabs</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>23-400-118</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">IV Catheter, 20-Gauge</td>
			<td style="width:195px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>&#160;NC9892181</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Retractor</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td>INS 750369</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:296px;">Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Fine Science Tools</td>
			<td>11003-12</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Dissecting Forceps, Straight</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700101</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Dissecting Forceps, Curved</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700103</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Hemostatic Forceps, Straight</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 750451</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Hemostatic Forceps, Curved</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 750452</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 700131</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 600109</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:296px;">Scissors&#160;</td>
			<td style="width:195px;">Kent Scientific Corporation</td>
			<td style="width:187px;">INS 600225</td>
			<td style="width:191px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine left anterior descending (lad) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction

מחלת לב איסכמית (IHD), או תסמונת כלילית חריפה (ACS), היא אחד הגורמים המובילים למוות בארצות הברית. IHD מאופיין אספקת דם מופחתת אל הלב, וכתוצאה מכך אובדן של חמצן ואת נמק שהתפתח של שריר הלב. מודל MI צבר פופולרי עבור השימוש בו כמודל לטווח קצר איסכמיה-רה-פרפוזיה ומודל קשירה קבעה לטווח ארוך. להלן, אנו מתארים שיטה אמינה עבור קשירת הקבע של LAD. עם טכנולוגיית הנדסה גנטית עכבר הופכת מתקדמת יותר, וכן עם זמינות גוברת של מכשירי ניתוח בעכברי איכות, העכבר הפך מודל פופולרי עבור ניתוחי MI. מודל כירורגיים שלנו משלב את שימוש הרדמה הפיכה בקלות על ההתאוששות המהירה של העכבר; אינטובציה endotracheal פולשנית מבלי לערב שקנה; וכן thoracentesis דרך אתר בית החזה המקורי מבלי ליצור חתך נוסף בחזה, כמונעשה בכמה שיטות אחרות, כדי להסיר עודפי דם ואוויר מן החזה החלל ביעילות. שיטה זו היא יחסית פחות פולשנית מאשר שיטות אחרות, אשר מפחיתות באופן משמעותי סיבוכים כירורגיים לאחר ניתוח ותמותה ומשפרות שחזור.

העכברים מומתים עשרים ושמונה ימים לאחר הניתוח, ואת הלבבות נקצרים ובחן. העכברים מורדמים עם 50 - 75 מ&quot;ג / ק&quot;ג קטמין ו 5 - 10 מ&quot;ג / ק&quot;ג xylazine. כאשר החיה נמצאת תחת הרדמה נאותה, חלל בית החזה נפתח, באמצעות מחט 23-מד, אשלגן כלורי קר (KCL, 30 מ&quot;מ) מוזרק באזור הבסיס...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction at JoVE.com

Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Murine שמאל Anterior יורד (LAD) קשירת עורקים הכליליים: דגם משופר או פשוט עבור אוטם שריר לב

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

murine-left-anterior-descending-lad-coronary-artery-ligation-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

24.3K Views.  Rhode Island Hospital, Brown University Warren Alpert Medical School. We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Video: Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

באוטם שריר הלב אצל חולדות

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling. 
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy. 
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed. 
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Numerous genetic manipulations and/or intramyocardial injections of genes, proteins, cells, and/or biomaterials are superimposed upon the dimension of time in studies of acute ischemia/ reperfusion injury and chronic remodeling in mice. This video illustrates the microsurgical procedures for ischemia/reperfusion, permanent coronary artery ligation, and intramyocardial injection studies.

קשירת עורקים כלילית לבין הזרקת Intramyocardial ב מודל Murine של אוטם

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo.  With the advent of genetic modifications to ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

טכניקה שונה לקשירת עורקים הכליליים בעכברים

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

קשירת קבע של העורק השמאלי קדמי יורד כלילית בעכברים: דגם של Remodelling אוטם שריר לב ופוסט-אי ספיקת לב

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

אקו Murine של השמאל אטריום, אבי העורקים, ו עורק הריאה

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ischemia and infarction in children. If left untreated, it results in a 90% mortality rate in the first year of life. In patients who survive to the adulthood, the coronary steal phenomenon and retrograde left-sided coronary flow provide a substrate for chronic subendocardial ischemia, which may lead to left ventricular dysfunction, ischemic mitral regurgitation, malignant ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death. The average age of life-threatening presentation is 33 years and of sudden cardiac death 31 years. Therefore, surgical correction is highly recommended as soon as the diagnosis is made, regardless of age. In adult-type ALCAPA originating from the right-facing sinus of the pulmonary artery, direct re-implantation of the ALCAPA into the aorta is the more physiologically sound repair technique to re-establish the dual-coronary perfusion system and is recommended. This protocol describes the technique of direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta.

Direct Re-implantation of Left Coronary Artery into the Aorta in Adults with Anomalous Origin of Left Coronary Artery from the Pulmonary Artery ALCAPA

Surgical correction of ALCAPA is highly recommended, regardless of age or the degree of intercoronary collateralization. This protocol presents a technique for the direct re-implantation of adult-type ALCAPA into the aorta to re-establish the dual-coronary perfusion. Whenever feasible, direct re-implantation is preferred to other surgical correction techniques.

Re-ההשתלה ישיר של העורקים הכליליים שמאל לתוך אבי העורקים של מבוגרים עם אנומליים מוצא העורקים הכליליים שמאל מן העורק הריאתי (ALCAPA)

Anomalous origin of the left coronary artery from the pulmonary artery (ALCAPA) is a rare congenital anomaly which is one of leading causes of myocardial ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

מודל אוטם שריר הלב באמצעות הארכה קבועה של עורק שמאלי קדמי כלילי יורד

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

מודל לפציעה בהקפאה לחקור אוטם שריר הלב בעכבר

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of transplanted cells within the injured myocardium, limiting their therapeutic efficacy. Recently, the use of scaffolding biomaterials has gained attention for improving and maximizing stem cell therapy. The objective of this protocol is to introduce a simple and straightforward technique to transplant bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) using injectable hydroxyphenyl propionic acid (GH) hydrogels; the hydrogels are favorable as a cell delivery platform for cardiac tissue engineering applications due to their ability to be cross-linked in situ and high biocompatibility. We present a simple method to fabricate MSC-loading GH hydrogels (MSC/hydrogels) and evaluate their survival and proliferation in three-dimensional (3D) in vitro culture. In addition, we demonstrate a technique for intramyocardial transplantation of MSC/hydrogels in mice, describing a surgical procedure to induce myocardial infarction (MI) via left anterior descending (LAD) coronary artery ligation and subsequent MSC/hydrogels transplantation.

Stem cell-based therapy has emerged as an efficient strategy to repair injured cardiac tissues after myocardial infarction. We provide an optimal in vivo application for stem cell transplantation using gelatin hydrogels that are able to be enzymatically cross-linked.

השתלה תוך-שרירית של הידרוג'ל להזרקה בטעינת MSC לאחר אוטם שריר הלב במודל מורין

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of ...