המחברים לא תודות לך

כל הניסויים בוצעו בדרישות החוק להגנת בעלי חיים גרמנית (TierSchG), אושרו על ידי ועדת רווחת בעלי חיים מקומיים (התחתון סקסוניה המדינה משרד הגנת הצרכן ובטיחות מזון, פרוטוקול TSA 14/1556). משקל מינימלי של העכבר מתאים מודל זה הוא 25 ג
 1. הכנות ממושכות הערה: כל הפרוצדורות מתבצעות בתנאים נקי, שאינו סטרילי, עם מכשירים בלוק.
<ol><li>במקום 50-60 ס מ 8 ארוך פרופילן סיבים במקביל צינור חלול והתחבר עם מתאם T משני הצדדים. למלא את החלל בין הסיבים חלול הענף החיצוני של T-המתאם עם דבק.
	<ol><li>אפשר לפחות 24 h עבור הדבק להקשיח. תעצור את צינור סיליקון אל אתרי חיבור גזורה הסיבים חלול המשתרעת החוצה המתאם-T באמצעות מיקרוטום סטנדרטי של.</li>
	</ol></li> <li>להכניס מחט מתכת 27 G (מתוך branule 26 גרם) בצינורית פוליאוריתן 2 Fr. להשתמש בלהב כירורגי ולחזור מיקרו-מספריים תחת מיקרוסקופ (8-12 X הגדלה) כדי להפוך שלושה או ארבעה fenestrations של 0.15 סנטימטר כל בתוך השליש הדיסטלי של הצינורית כדי להבטיח אופטימלית ורידים זרימה.
	<ol><li>הסר הסמויה כאשר הושלמה. השתמש ספוגיות כותנה עמום, הכחשה של מבנים. להשתמש גזה מטליות (5 x 5 ס מ 2) כדי לספוג את עודפי הנוזלים כדי למנוע התייבשות רקמות.</li>
	</ol></li> <li>להכין את העוצמה לקרקע. להשלמת, להוסיף 30 IU של הפארין לכל mL הטרמה v פתרון ו- 2.5% / v של פתרון 8.4% של NaHCO 3 לאכסון. לאחסן את הפתרון הזה ב 4 ° C עד בשימוש.</li>
	<li>למלא את המעגל משטרת שיקאגו (קרי, משאבה, אוויר הצייד, צנור וקנולות שני) עם פתרון לקרקע µL 850 דרך בצינורית וורידית. מילא פעם אחת, לשמור את משטרת שיקאגו מחזורי עד החיה יהיה מוכן עבור תעלות.</li>
</ol> 2. הרדמה בעלי חיים <ol><li>כדי לנהל הרדמה, למקם את החיה תא אינדוקציה מתחת לגיל 2.5% v/v איזופלוריין/חמצן תערובת. לאשר הרדמה. ראויה על-ידי הערכת רפלקס הנסיגה פדלים הזנב קמצוץ רפלקס, רפלקס מצמוץ העין. החלת משחה בעין וטרינריים כדי למנוע יובש בעין.</li>
	<li>במקום החיה על כרית חימום עם תפקוד וויסות טמפרטורה. למדוד את חום הגוף עם מכשיר בדיקה רקטאלית ושדלת מחוברים למערכת רכישת נתונים.</li>
	<li>אחרי הרדמה מלאה מושגת, להנשים את orotracheally בעלי חיים באמצעות braunule פלסטיק של 20 גרם, הוספתו אורלית, דוחפים אותו לתוך קנה הנשימה תחת שליטה ויזואלית. התחל אוורור מכני באמצעות מכשיר אידוי של איזופלוריין מחובר העכבר מחובר. למכונת הנשמה. תלוי במשקל בעלי חיים, להתאים האיוורור כך מושגת בנפח של 250-350 µL.</li>
	<li>כדי להבטיח מלאה שיכוך כאבים, להזריק 5 מ"ג/ק"ג משקל גוף בעלי החיים carprofen subcutaneously. מומלץ כי ריכוז איזופלוריין להישמר בין 1.3-2.5% חמצן. ריכוז איזופלוריין עשוי להיות מותאם באופן ידני בהתאם השלב של ההליך-</li>
</ol> 3. ניתוחים <ol><li>לאחר צנרור והרדמה מלאה מושגת, לבצע חתך בעור קו האמצע בצוואר עם מספריים חדות בסדר להפריד בין השרירים בצורה בוטה, לחשוף את ומוחלף הנכון ואת העורק השמאלי. במהלך ההכנה, מצב של קרישת כלי שיט קטנים באמצעות של coagulator וטרינרי מחובר מלקחיים דו-קוטבי כדי להבטיח אובדן דם מזערית חסר.</li>
	<li>לאחר הכנה של כלי צוואר, cranially מאתרים ומפסיקים החלק הדיסטלי של העורק תרדמני נפוצות השמאלי כדי שלו נגע הסתעפות בעזרת תפרים משי 8-0-</li>
	<li>התחבר במהירות קשר לסוף דיסטלי בצינורית 27 G אל הצנרת תזרים העורקים באמצעות מחבר סיליקון (0.5 מ מ ID, 1 מ מ OD), מקום 8-0 בתפר משי להחליק על המקטע proximal של העורק, וכן הוספה קצה הצינורית לתוך העורק הראשי.</li>
	<li>לאחר מיקום נכון של קצה הצינורית, לקדם את הטיפ בצינורית כך זה מטילה 3-4 מ"מ הציר הקרוב עד לקשת אבי העורקים. לתקן את הטיפ בצינורית נאבטח עם קשרים משי 8-0-</li>
	<li>באמצעות השתלה מלקחיים ומספריים, לבצע ניתוח בוטה וחד, לחשוף ומוחלף על נכון על ידי הכנה בוטה של רוחבית לרקמת שריר שריר הצוואר, ליד עצם הבריח, ומניחים קשר ממשי של 8-0 בבית בקצה הדיסטלי של 8-0 לולאה בקצה הפרוקסימלית.</li>
	<li>לאחר מצדו של סוף דיסטלי של ומוחלף על, המקום קצה בצינורית וורידית ומוחלף נכון, התקדמות לקראת אטריום ימין ומאובטח באמצעות הקשר משי. על החזר ורידי אופטימלית, ייתכן צורך לקדם את הטיפ ורידים לתוך החדר הימני.</li>
	<li>פעם המיקום הנכון בצינורית מושגת, לבצע heparinization מערכתית על-ידי הוספת 2.5 IU של הפארין לגרם של bodyweight בבעלי חיים באמצעות הזרקה תוך ורידי ישירה לתוך ומוחלף על.</li>
	<li>לניטור לחץ פולשנית בזמן אמת, נקרר עורק הירך השמאלית. לחשוף את אזור המפשעה ולהפריד בעדינות עורק הירך משותפת מן הירך ווריד הירך עצב תחת הגדלה X 25.
	<ol><li>Ligate החלק הדיסטלי של עורק הירך. באופן זמני occlude החלק צינתור עם תגית-קשר, עושים חתך קטן בדופן הקדמי באמצעות מיקרו-מלקחיים.</li>
		<li>לאחר מכן, הכנס Fr 1 פוליאוריתן בצינורית לתוך עורק הירך ואבטח אותו עם משי 10-0 בתפר. בצינורית זה משמש כדי לחלץ דוגמיות דם עבור בדיקות גזים בדם.</li>
	</ol></li> <li>לאחר השמה מוצלחת של קנולות ובורידים, ליזום ריאה על-ידי הפעלת המשאבה. הזמן של צנרור ההתחלתי של משטרת שיקאגו הוא כ 45 דקות התחל באמצעות קצב זרימה של 0.5 mL/min, בהתאם ללחץ מערכתי מדידות להגביר זרימת הדם בתוך 2 דקות לזרימה מלאה (4-6 mL/min) על ידי הגדלת המהירות משאבת.</li>
	<li>תחת פיקוח מלא, לבצע sternotomy העליון באמצעות מספריים חדות החל מ. המנובריום והולכים 5 מ מ בכיוון סימטרית. מצב של קרישת חסר את הקצוות בחזה ובצלעות מיד כדי למנוע דימום. לחשוף את קשת אבי העורקים על ידי משיכת עורק התרדמה הימני לכיוון הגולגולת.</li>
	<li>בקרה אופטימלית, circumferentially בחינם את קשת אבי העורקים התימוס, הרקמה הסובבת כדי להקל על מחבר חובק למעקה. מקום 8-0 משי סיבובים סביב אבי העורקים. כדי למקם את המלחציים צלב על הלב, משוך הלולאה משי בכיוון הגולגולת כדי לחשוף יותר של אבי העורקים.</li>
</ol> 4. לב-ריאה וניתוח גז דם <ol><li>עבור בדיקות גזים בדם (הבי), השתמש זכוכית צינורות קפילר לאסוף דם עורקי µL 60-90 דרך הצנתר בעורק הירך.
	<ol><li>להשתמש במלחצת קטנים לאורך צינור סיליקון ולנתק את הצנרור של הקטטר. שחרור הלחץ לאט על המלחציים כדי לאפשר מילוי מבוקרת צינור קפילרי.</li>
		<li>לחבר צינור סיליקון כדי הצנתר. להכניס צינורות קפילר במנתח גז דם למדידות בנקודות זמן הבאים: 10 דקות לאחר החניכה של משטרת שיקאגו עם אוורור (BGA1) לאחר 25 דקות של משטרת שיקאגו, 15 דקות של דום נשימה (BGA2) לאחר 40 דקות של משטרת שיקאגו, 30 דקות של דום נשימה (BGA3) לאחר 55 דקות של משטרת שיקאגו, 45 דקות של נשימה ו- 20 דקות של דום (BGA4)</li></ol></li> <li>תחת זרם יציב משטרת שיקאגו, הקפד טה דום נשימה שעצרתם את האוורור.</li>
	<li>לאחר סיום של אוורור, משטח התחממות כדור הארץ מוגדר 28 ºC ולהתחיל את הגארדיאן קירור החיה לטמפרטורת הגוף ºC 28 במרחק 20 דקות הראשונות של דום נשימה באמצעות גזה ספוגה תמיסת מלח קר.</li>
	<li>ברגע טמפרטורת גוף של 28 ºC מושגת, ואחרי סך של 30 דקות של דום נשימה, לנהל mL 0.3 של 7.45% אשלגן כלורי פתרון לתוך המעגל משטרת שיקאגו ליזום הלב.</li>
	<li>עבור לחצות מחבר חובק למעקה של אבי העורקים, משוך את הלולאה משי הקודם שמוקם (שלב 3.10) בכיוון הגולגולת של חשיפה טובה יותר, במקום מלחציים מיקרו-serrefine על החלק העולה של אבי העורקים.</li>
	<li>לבצע סך של דום נשימה 60 דקות ו- 30 דקות של דום. הסר את המלחציים מיקרו-serrefine אבי העורקים ליזום פגיעה reperfusion של הלב. בו זמנית, מחדש לאוורר וחם החיה אל 37 מעלות צלזיוס.</li>
	<li>לאחר פגיעה reperfusion הושלמה, החיה הגיעה normothermia, לסיים את משטרת שיקאגו על-ידי כיבוי המשאבה ולהמשיך לעקוב אחר מדידות פיזיולוגיות (למשל חום הגוף, אק ג, לחץ דם פולשנית) במשך 20 דקות</li>
	<li>בסוף הניסוי, תדמם החיה בהרדמה מלאה (5% איזופלוריין) ולאסוף דם ואיברים נוספים ניתוח 14.</li>
</ol>

<ol><li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li>
<li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li>
<li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cardiothorac.+Vasc.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li>
<li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+literature+review+of+cardiopulmonary+bypass+models+for+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Perfusion%22%5BJournal%5D)">A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats.</a> Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).</li>
<li>Jungwirth, B., de Lange, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+cardiopulmonary+bypass%3A+development%2C+applications%2C+and+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Cardiothorac.+Vasc.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact.</a> Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).</li>
<li>Günzinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+cardioplegic+arrest+and+hemodynamic+assessment+by+conductance+catheter+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique.</a> Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).</li>
<li>Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+for+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).</li>
<li>Schnoering, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+developed+miniaturized+heart-lung+machine-expression+of+inflammation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Artif.+Organs%22%5BJournal%5D)">A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model.</a> Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).</li>
<li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+responses+of+tissues+from+the+brain%2C+heart%2C+kidney%2C+and+liver+to+resuscitation+following+prolonged+cardiac+arrest+by+examining+mitochondrial+respiration+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Oxid.+Med.+Cell.+Longev%22%5BJournal%5D)">The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats.</a> Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).</li>
<li>Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+obstructive+uropathy+in+severe+combined+immunodeficient+%28SCID%29+mice%3A+lymphocyte+infiltration+is+not+required+for+progressive+tubulointerstitial+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Soc.+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).</li>
<li>Majzoub, J. A., Muglia, L. J. <a target="_blank" href="http://web.mit.edu/hst.160/www/Knockout.pdf">Knockout mice.</a> N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).</li>
<li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li>
<li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+cardiovascular+disease%3A+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome%2C+dyslipidemia%2C+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li>
<li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. <a target="_blank" href="https://books.google.com/books?id=HhEs-xsYp6IC&lpg=PP1&ots=kQsV14dfx9&dq=%22The%20laboratory%20rabbit%2C%20guinea%20pig%2C%20hamster%2C%20and%20other%20rodents%22&lr&pg=PP1#v=onepage&q=%22The%20laboratory%20rabbit,%20guinea%20pig,%20hamster,%20and%20other%20rodents%22&f=false">The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents</a>. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).</li>
</ol>

המחברים אין לחשוף.

. פיתחנו תפקוד מלא הרלוונטית קלינית מודל של משטרת שיקאגו בעכבר... עם יותר משלושים זני עכברים שיש מחלות לב וכלי דם, המודל שלנו יכול להיות נקודת התחלה לפיתוח פרוטוקולים פוטנציאליים חדשים הקשורים משטרת שיקאגו. יתר על כן, בשל שפע של ריאגנטים ספציפיים העכבר ועכברים נוק-אאוט, מודל זה רק לא נחליף א?...

מאז כניסתה של לב-ריאה (משטרת שיקאגו) לתוך המרפאה, ומילא תפקיד חיוני כירורגיית1. בניתוח לב מודרני, זמן ממושך משטרת שיקאגו חיוני לבצע שחזורים נרחבים אבי העורקים ונהלים משולב. למרות ההתקדמות הטכנולוגית היה עצום, השימוש של מחזור extracorporal מקושרת עם אינטרה -, לאחר הניתוח מערכתית, איברים המקומי נזק2,3.
מודלים בעלי חיים גדולים פותחו כדי לחקור את התפקיד של משטרת שיקאגו על תהליכים פיזיולוגיים4,5. אף על פי מודלים אלה סיפקו תובנות חלק משטרת שיקאגו הקשורים סיבוכים, הם מאוד יקרים, כלים (למשל, נוגדנים) מוגבלים מאוד. חלופה חסכוני יותר פותחה בחיות קטנות. מאז הפיתוח שלהם, נערכו מחקרים רבים כדי למטב דגם משטרת שיקאגו חולדות וארנבות,5,6,7,8,9. מודלים אלה מספקים בסיס טוב עבור מדידות של תהליכי מחלה pathophysiological; עם זאת, הם עדיין לא מספיק לחקור אימונולוגיה תאית, ההורמונאלית בשל היעדר נוגדנים הרלוונטיים, ריאגנטים. זה מחליש את תפקידם בתחום זה של מחקר.
לאחרונה פיתחנו מודל העכבר של משטרת שיקאגו. בשל מגוון רחב של ריאגנטים ספציפיים העכבר ועכברים מהונדסים גנטית, העכבר מודלים הם באופן כללי המודל של בחירה עבור מחקר פיזיולוגי, מולקולרית, אימונולוגי10,11. לפיכך, המודל שלנו יקל המחקר של משטרת שיקאגו ביחס מחלות רקע שונות כמו ישנם זנים עכברים זמין עם מחלות רלוונטיות קלינית12,13. בהתאם לכך, מאמר זה מתאר, בפירוט כיצד לבצע משטרת שיקאגו בעכברים. חמצן ופרמטרים והמודינמיקה בפיקוח צמוד לאחר מעצר עמוק בדרכי הנשימה, מחזור הדם.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

כפי ממושך לב-ריאה הופכת לחיונית יותר במהלך התערבויות הלב, קליניים לדרישה גוברת מתעוררת עבור תהליך אופטימיזציה, למזער נזק לאיבר וכתוצאה מכך מהמחזור extracorporal ממושך. מטרת מאמר זה היה להפגין מודל מתפקדת במלואה, הרלוונטית קלינית של ריאה של עכבר. אנחנו מדווחים על עיצוב המכשיר, אופטימיזציה מעגל זלוף, בטכניקה מיקרוכירורגית. מודל זה הוא מודל חריפה, אשר אינו תואם עם הישרדות בצורך לציורים דם מרובים. בגלל המגוון של כלים זמינים עבור עכברים (למשל, סמנים, הסתרה, וכו '), מודל זה יקל על חקירת המנגנון המולקולרי של נזק לאיברים ואת השפעת לב-ריאה ביחס לשני מחלות רקע.

פרוטוקול זה מתאר את מעגל זלוף, ניתוחים, וניטור של פרמטרים פיזיולוגיים במהלך משטרת שיקאגו של עכבר. כאשר מבוצעת על ידי microsurgeon מיומן בצורה הולמת, התוצאות בעקביות ובאופן reproducibly מתקבלים.
כדי לשמור על רקמות נאותה זלוף, הלחץ בעורקים רשע נשמרת תמ?...

Watch this Scientific Journal Video about Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach at JoVE.com

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

מאמר זה מתאר כיצד לבצע ריאה בעכברים. מודל חדש זה יקל על החקירה של המנגנון המולקולרי מעורבת ועוגב נזק.

לב-ריאה במודל של עכברים: גישה מוזרה

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

cardiopulmonary-bypass-in-a-mouse-model-a-novel-approach

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K Views.  Hannover Medical School. מאמר זה מתאר כיצד לבצע ריאה בעכברים. מודל חדש זה יקל על החקירה של המנגנון המולקולרי מעורבת ועוגב נזק.

Video: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

שיטה שונה לHeterotopic מאוס לב Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

מודל ריאה שחזור ללא עירוי או סוכנים Inotropic בחולדות

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

Immunology and Infection

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

אופטימיזציה של טכניקת השרוול עבור השתלת לב מוריין

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

ממברנה בעיות ורידים-Veno חמצון בעכבר

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

שחזור מעגל הדם במודל השתלת לב של עכבר בטן

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...