M.-A. Deutsch is supported by Dr. Rusche Forschungsprojekt (2014) Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung and Deutsche Gesellschaft f&#252;r Thorax- Herz- und Gef&#228;&#223;chirurgie. M. Krane is supported by Deutsche Stiftung f&#252;r Herzforschung (F/37/11), Deutsches Zentrum f&#252;r Herz Kreislauf Forschung (DZHK B 13-050A; DZHK B 14-013SE) and Deutsche Forschungsgemeinschaft (KR3770/7-1; KR3770/9-1)

כל הניסויים אושרו על ידי הגרמני לב המרכז מינכן וממשלת בוואריה, גרמניה (GZ. 55.2-1-54-2532.3-17-13). בעלי חיים שוכנו במתקן הפתוגן ללא ספציפי וקיבלו טיפול אנושי בעמידה ב&quot; העקרונות של מעבדה טיפול בבעלי חיים &quot;שגובשו על ידי האגודה הלאומית למחקר רפואי ו&quot; המדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה&quot; הניתן על ידי האקדמיה הלאומית למדעים ופורסם על ידי המכון הלאומי לבריאות (NIH פרסום לא. 86-23, מתוקן 1985). הערה: סט שלם של מכשירי מייקרו סטרילי, כוללים שני מלקחיים מעוקלים וdilatators כלי, הכרחית להליך (איור 2 א). טיפול מונע באנטיביוטיקה סביב ניתוח הוא לא באופן שגרתי הכרחי אך ניתן להצביע בבעלי חיים מדוכאי חיסון. בעלי חיים הוקרבו באמצעות שאיפת isoflurane מסוף. תורם הכנה ושתל קציר &lt;ol&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה על ידי intraperitoneal (IP) הזרקה של midazolam (5.0 מ&quot;ג / קילוגרם), medetomidine (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם) ופנטניל (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף). מניחים את העכבר במצב שכיבה בתחום האופרטיבי ולאשר סובלנות כירורגית על ידי רפלקס נסיגת דוושה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את העור שלוש פעמים עם chlorhexidine ולבצע חתך בבטן קו האמצע. לחזור מעיים עם גזה רטובה לשמאל כדי לחשוף את נחות הווריד הנבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 50 IU של הפרין בדילול מלא 0.4 מיליליטר מלוח דרך הווריד הנבוב הנחות לקרישה. לחתוך דק &#39;כלי 1 לאחר heparinization. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את הסרעפת ולבצע פתיחת בית החזה דו-צדדית כדי לחשוף את הלב. קיר החזה הקדמי משתקף superiorly ונערך במקום עם מהדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את התימוס ובוטה לנתח את רקמת חיבור בין אב העורקים ותא מטען ריאתי. לחתוך את הווריד הנבוב מעולה תקין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנקב את אב העורקים עולים המגויסים ברמה שלתא מטען brachiocephalic עם מחט G 30 רכוב על מזרק 5 מ&quot;ל וינקב לאט הלב retrogradually בלי לחץ מוגזם עם 3 מיליליטר של 4 פתרון cardioplegic קר מעלות צלזיוס. הימנע הכניסה של אוויר לתוך מחזור הדם כלילי. זרוק תמיסת מלח קר כקרח על השתל כדי לשפר את דום לב נוסף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Transect אב העורקים proximally למקורו של גזע brachiocephalic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור את cavae הנחותה והן venae מעולה הקרוב ללב עם 8-0 משי ותחצה אותם distally לחיבורי האותיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח חופשי תא המטען ריאתי כdistally ככל האפשר. לקשור את עורקי הריאה קרובים להסתעפות עם 8-0 משי ותחצה אותם distally. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור את עורקי ריאתי כל יחד עם קשירת 8-0 משי יחיד ותחצה אותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הלב מהתורם ולאחסן אותו בפתרון cardioplegic קר כקרח עד השתלה. </li></ol> 2. הכנת נמען <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכןהאזיקים לanastomoses על ידי חיתוך צינורות polyimide עם אזמל מס &#39;11 או מספריים מתחת למיקרוסקופ. השרוול מורכב מגוף גלילי והארכה (1/3 של ההיקף) למיקום של מהדק כלי הדם, כל אחד מאורך של 1 מ&quot;מ (איור 2b). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה ולאשר סובלנות כירורגית כפי שתואר לעיל. להזריק 0.25 מיליליטר תת עורי המלוח חם פתרון (SC) להחלפת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר את השיער באזור צוואר הרחם תקין באמצעות מכונת גילוח חשמלית ומניח את החיה במצב שכיבה על משטח חם. אבטח את הרגליים עם גדילים של קלטת, תוך הימנעות מתיחת יתר הגפיים הקדמיים כמו זה יכול להתפשר נשימה. מכסה את העיניים בעזרת משחת עיניים כדי למנוע יובש. לחטא את האתר כירורגית שלוש פעמים עם chlorhexidine. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך בעור רוחבי מזווית לסת זכות חריץ הצוואר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בבוטות לגייס שלוחהוריד הצוואר ernal. לצרוב ענפים בצד עם מלקחיים דו קוטביים ותחצה אותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את וריד הצוואר החיצוני בין חיבורי אותיות ברמה של המפגש עם הווריד מבלוטת submandibular. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את וריד הצוואר החיצוני דרך השרוול ולחסום את כלי proximally על ידי הצבת מהדק כלי דם על הרחבה של השרוול. הסר את המייתר ולהשקות את לומן כלי עם 01:10 מלוח heparinized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוורט קיר הכלי מעל השרוול ולתקן את זה עם קשירת משי מראש 8-0 היקפי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החלק השטחי של שריר sternocleidomastoid. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגייס את עורק תרדמה המשותף תקין ויחצה את הכלי בין חיבורי אותיות מתחת להסתעפות התרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את העורק הראשי דרך השרוול ולחסום את כלי proximally על ידי הצבת מהדק Yasargil על ההארכה של השרוול. הסר את המייתר ולהשקות את לומן כלי עם 01:10 מלוח heparinized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות dilatדואר לומן עורקים עם dilatator כלי, אוורט קיר הכלי מעל השרוול ולתקן את זה עם קשירת משי מראש 8-0 היקפי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להשיג מספיק מקום להשתלת שתל, להסיר את האונה הימנית של בלוטת submandibular. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את שדה הניתוח לח עד השתלה. </li></ol> 3. שתל השרשה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את השתל באזור צוואר רחם הנמען הפוך עם אב העורקים חוקיים מדיאלית ועורק הריאה רוחבית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את אב העורקים של השתל על השרוול עם העורק הראשי ולאבטח את ההשקה עם קשירת 8-0 משי היקפי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך את תא המטען ריאתי בהיבט הקדמי שלה ולמשוך אותו מעל השרוול עם וריד הצוואר החיצוני. שוב לאבטח את ההשקה עם קשירת 8-0 משי היקפי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המהדק על וריד הצוואר החיצוני, הבא על ידי unclamping של עורק התרדמה. הלב מתמלא מייד בדם. כדי לשפר reperfusion שחרר 37 מעלות תמיסת מלח חמה C על השתל. בדרך כלל לב מפתחת קצב סינוס בתוך דקה אחת. הסר את סיומת השרוול באתר הוורידים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא עמדת שתל נכונה, anastomoses חייב להיות מתח חופשי וכלי ללא פיתול. אל כלי צרובים של העור שכן הדבר עלולים לפגוע בריפוי פצע. דימום בדרך כלל מפסיק באופן ספונטני. סגור את העור עם תפר רציף אחת 8-0. </li></ol> 4. לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק sc תמיסת מלח 0.25 מיליליטר החם להחלפת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרגיז סמים להזריק נלוקסון (1.2 מ&quot;ג / קילוגרם), flumazenil (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם) וatipamezol (2.5 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף) sc שמאל את החיה על הכרית החמה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. שימו לב לבעלי החיים, לפחות שעה אחת נוספת לרשום כל התנהגות חריגה. אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד recove מלאאדום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק שיכוך כאבים מקדים עם עצירות (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם sc שלוש פעמים ביום) או שיכוך כאבים חלופיים בהתאם לפרוטוקול מוסדי מקומי למשך מינימום של 72 שעות לאחר ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המנתח ורופא וטרינר צריך לראות בעלי חיים באופן קבוע. במקרה של ירידה במשקל&gt; 15%, אדישות, נפיחות או בעלי חיים זיהום הצד כירורגית מורדמים באמצעות שאיפת isoflurane מסוף. </li></ol>

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52, 1099-1101 (1991).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation.">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28, 565-570 (2008).</li><li>Schramm, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+subepicardial+microcirculation+in+heterotopically+transplanted+mouse+hearts:+an+intravital+multifluorescence+microscopy+study.">The subepicardial microcirculation in heterotopically transplanted mouse hearts: an intravital multifluorescence microscopy study.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 134, 210-217 (2007).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp : JoVE. 238, (2007).</li><li>Gong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+of+modified+cervical+cardiac+transplant+model+in+mice.">Introduction of modified cervical cardiac transplant model in mice.</a> Exp Clin Transplant. 10, 158-162 (2012).</li><li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique.">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51, 896-898 (1991).</li><li>Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+kidney+transplantation+in+mice:+technique+using+cuff+for+renal+vein+anastomosis.">Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis.</a> PloS one. 8, e77278 (2013).</li><li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis.">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141, 682-689 (2007).</li><li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats.">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2010).</li><li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage.">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li><li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+rats.">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+orthotopic+vascularized+aerated+lung+transplantation.">A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation.</a> Am J Transplant. 7, 1672-1679 (2007).</li><li>Suzuki, H., Fan, L., Wilkes, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+obliterative+bronchiolitis+in+a+murine+model+of+orthotopic+lung+transplantation.">Development of obliterative bronchiolitis in a murine model of orthotopic lung transplantation.</a> J Vis Exp : JoVE. , (2012).</li><li>Zou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+venous+bypass+graft+arteriosclerosis.">Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis.</a> Am J Pathol. 153, 1301-1310 (1998).</li><li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant.">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8, 245-249 (2010).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20, 1123-1128 (2001).</li><li>Arras, M., Autenried, P., Rettich, A., Spaeni, D., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+intraperitoneal+injection+anesthesia+in+mice:+drugs,+dosages,+adverse+effects,+and+anesthesia+depth.">Optimization of intraperitoneal injection anesthesia in mice: drugs, dosages, adverse effects, and anesthesia depth.</a> Comp Med. 51, 443-456 (2001).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

יש לנו מעל 200 השתלות הושלמו לב עם שיעור הצלחה מעל 90% בהגדרות ניסוי שונים. עם הטכניקה שתוארה כאן, ההליך המלא ניתן לעשות זאת בתוך 60 דקות על ידי מנתח מנוסה. על ידי הכנת כלי צוואר הרחם לפני רכש איבר, הכולל זמן איסכמיה השתל יכול להיות מוגבל ל- 20 דקות. זמן להשתלה (זמן איסכמיה חם) ...

מודל השתלת לב משמש לעתים קרובות כדי לחקור I / R-פגיעה, דחיית שתל, vasculopathy לאחר ההשתלה ואת היעילות של סוכני אימונומודולטוריים. מודלים העכבר לשלב יתרונות רבים כמו חיסוני הידועות ורקע גנטי, זמינותם של רבים זנים טהורים ומהונדסים ועלויות ניסוי נמוכות יחסית. בשנת 1973, טכניקה של השתלת לב בבטן בעכברים תוארה לראשונה על ידי קורי et al 1. במודל זה שתלי הם revascularized ידי anastomoses קצה לצד של אב העורקים עולים לאב העורקים בבטן של הנמען ושל עורק הריאה הראשי לוריד הנבוב הנחות. בשנת 1991, טכניקת תפר להשתלת לב בצוואר הרחם בעכברים שתוארה על ידי חן et al 2. במודל זה זלוף עורקים הכליליים מדרדר היא הוקמה על ידי השקה של עורק התרדמה של הנמען לאב העורקים העולה של גראחורי. ניקוז ורידי הדם באמצעות סינוס כלילית לעלייה ימנית, החדר ממני והוא נפלט דרך עורק הריאה לוריד הנמען החיצוני הצוואר (איור 1). בהשוואה להשתלת שתל בטן מודל צוואר הרחם הוא פחות פולשנית והמיקום השטחי של השתל מאפשר נגישות קלה מאוד לבדיקות מעקב נוספות (למשל מישוש, אקו, מיקרוסקופ פלואורסצנטי intravital) 3,4. למרות שיפורים טכניים 5,6, שימוש נרחב יותר של מודל זה הוגבל בשל קשיים טכניים לבצע anastomoses נתפר של כלי דם קטנים עם שכיחות גבוהה של דליפת השקה ופקקת. בשינה 1991, Matsuura et al. הציג את טכניקת השרוול שבקיר הכלי הוא everted מעל גליל סינטטי, אשר מאוד מקל המודל של לב צוואר רחם השתלה 7. הטכניקה הייתה פוrther אימץ למודלים השתלה ניסיוניים שונים, כוללים כליות 8, 9 לבלב, איבר 10, 11,12 בכבד, ריאות וכלי דם והשתלות 13,14 15. בהשוואה לטכניקת תפר הזמן הנדרש לanastomoses ו, ובכך, זמן איסכמיה החם הוא קצר יותר ויש סיבוכים משמעותי פחות כלי דם באמצעות טכניקת השרוול 16. יתר על כן, היא מאפשרת למנתחים עם קצת אימון במייקרו כדי לבצע את הפעולה עם שיעור הצלחה גבוה. חסרון של טכניקת השרוול הוא קשירת התנאי של עורק התרדמה המשותפת, אשר עשוי לשנות זלוף המוחין. במאמר זה אנו מציגים וידאו טכניקת שרוול משופרת ופשוטה להשתלת לב בצוואר הרחם בעכברים.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Forceps JFC-7.2</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>P-00036</td>
			<td>Curved tip 0.20 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel dilatator D-5a</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventita scissor</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp B-1V</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>S-00396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yasargil Clip</td>
			<td>Peter Lazic</td>
			<td>65,097</td>
			<td>3.5 mm lenght</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar forceps</td>
			<td>Micromed</td>
			<td>148-100-011</td>
			<td>tip 0.25 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide tubes</td>
			<td>River Tech Medical</td>
			<td></td>
			<td>19-24 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8.0 silk ligatures</td>
			<td>Catgut</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custodiol HTK solution</td>
			<td>Essential Pharmaceuticals</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

heterotopic cervical heart transplantation in mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

צוות שלנו בהצלחה יכול לבצע את הטכניקה שתוארה לאחר כ -20 ניתוחי אימונים. החלק המאתגר ביותר הוא אוורט קיר הכלי של עורק התרדמה על השרוול, כי זה בקלות מעיף אחורה וניסיונות מרובים עלולים להוביל לקריעה של הקיר. לאחר תקופת ההכשרה, זמן הניתוח הכולל הממוצע היה 60 ± 8 דקות. בסביבות ...

Watch this Scientific Journal Video about Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

heterotopic-cervical-heart-transplantation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

11.0K Views.  German Heart Center Munich, Technische Universität München. The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Video: Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

פגיעה קריעת צוואר הרחם מבוקרת בעכברים

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

שיטה שונה לHeterotopic מאוס לב Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

עכברוש Heterotopic בטן לב / השתלת ריאה בודדת בתצורה טעונה נפח

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...