אנו להכיר כספי תמיכה מהמועצה מחקר אוסטרלי (מענקים DP130103813 ו- LP140100832 כדי G.F.K., DECRA DE160101142 אחוות כדי EABU), את הבריאות הלאומית האוסטרלית & המועצה למחקר רפואי (מחקר המנהל לאגודה APP1044414 אל G.F.K.), ואת באוניברסיטת קווינסלנד (בתר כדי A.A.W.).

פרוטוקול זה תואם מדיניות של אוניברסיטת קווינסלנד שנקבעו טיפול אחראי ובעלי חיים להשתמש של הוראה ומחקר (PPL 4.20.11) וכן הבריאות הלאומיים למחקר רפואי של המועצה קוד אוסטרלי על הטיפול ואת השימוש בעלי חיים למטרות מדעיות (8th מהדורה 2013).
התראה: להקפיד כדי לא להיות envenomated בעת טיפול חרקים טורפים. לטפל כדי להגן על העיניים בעת טיפול מינים יורק ארס באופן הגנתי. . שמור על עצמך בכל רחבי לא לפגוע החיות ניסיוני. זה כולל ניטור לחץ על ריסון כגון גומיות ולהבטיח כי החדק אינה שבורה.
הערה: לחלופין, להרדים בעלי חיים על ידי חשיפה CO2 ב 0.5-2 דקות או קירור ל- 4-10 ° C לפני ארס קציר ב שואף 1-3 כדי להקל על העברה בטוחה ואיפוק. Anaesthetization לא נדרשת בקפדנות אך עשוי להקל על איפוק בטוח של דגימות זריז או חזק. עם זאת, בעלי חיים חייב להיות ער כדי לאפשר ארס קציר. כאשר אתה מחליט אם ברצונו להוסיף מעכבי פרוטאז, זכור יישומים במורד הזרם.
1. קצירת ארס רעלים על ידי Electrostimulation
<ol><li>להשיג דגימות בשידור חי כדי לקצור רעלים.</li>
	<li>פינצטה פלסטיק מוכן מראש לשימוש עם אלקטרודות חיוביים ושליליים רכוב על או עצה. להתחבר פינצטה חשמלית של electrostimulator או מקור מתח קבוע המאפשר התאמה של המתח.<ol>
<li>קטן (~ 10 מ מ), חרקים טורפים גדולים (~ 25 מ מ), השתמש מתח שיא של 15 ו-25 V בהתאמה.</li>
		<li>לשימוש heteropterans גדולים יותר כגון חרקים מים ענק, עד 40 V.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לרסן חרקים חיים על ידי חסון אותם כדי פלטפורמה, באמצעות גומייה על פני בית החזה.</li>
	<li>מניחים בקצה החדק בעצה איסוף מתאימים. לשימוש חרקים טורפים, טיפ פיפטה P200. מחרקים מים ענק, חותכים את הגפיים טיפ P200 כדי להגדיל את גודל הצמצם.<ol>
<li>בעדינות להרים את חוטם עם זוג מלקחיים נקי סגור ודחף את הצמצם פתוח של קצה אוסף מעל לקצה של החדק.</li>
		<li>אם רצונך בכך, ספיגת ~ 5 µL מים הנדסה גנטית לפני הצבת החדק לתוך איסוף עצה. זה מפחית הפסדים של ארס שנותרו בתוך הטיפ, למרות ארס שנקטפו להיות מדולל.</li>
	</ol>
</li>
	<li>החל electrostimulation. טובלים את האלקטרודות מגרה בג'ל מוליך, כגון גליצרול NaCl/50% 2.5 מטר. האלקטרודות חלות על בית החזה. עבור belostomatids, להחיל את שתי אלקטרודות על המשטח הגבי האחורי. של הראש.</li>
	<li>חנות ארס כדי למנוע autodegradation. לאחר ארס הנמתח, במהירות להעביר אותו צינור ב-20 ° C או C º 60, או שפופרת המכילה קוקטייל מעכב פרוטאז.</li>
	<li>חזור על שלבים 1.5 ו- 1.6 עד ארס מספיק נרכשת או ארס נוסף הוא המתקרב.</li>
</ol>2. קצירת מרעלים ארס על ידי הטרדה
<ol><li>להכין חיות ארס קציר, מניחים בקצה החדק פרוזדור אוסף, כפי שמתואר בסעיפים 1.1 ו- 1.3-1.4.</li>
	<li>אם ארס הנמתח באופן ספונטני, עבור לשלב 2.3. אם לא, להטריד את בעלי החיים על ידי בעדינות לגעת בה על הרגליים, הבטן אנטנות עם פינצטה עד ארס הוא מיוצר.</li>
	<li>במהירות העברת ארס צינור ב-20 ° C עד C º 60 או שפופרת המכילה פרוטאז מעכב קוקטייל, אם רצונך בכך.</li>
</ol>3. קצירת מרעלים ארס על ידי הטרדה של ארס "יריקה" מינים
<ol><li>להרדים, או חלקית להרדים, החרק לפני הסרתו של מארז שלה כדי למנוע כל יריקה הגנתית מוקדמת.</li>
	<li>לעורר ארס יריקה התנהגות. מכילים ולמקם מחדש את החרק באמצעות המכסה עמוק של תקן 90 x 16 מ מ פטרי. החזק את המכסה האחורי מעט ו- 1-4 ס מ מעל החרק כדי למנוע הטיסה. חרקים ברוב יורק מספר פעמים, לעתים קרובות ברצף מהיר. ודא שכל הארס נאסף על החלק התחתון של המנה.</li>
	<li>לאסוף את הארס בצד התחתון של הפטרי על ידי שטיפה עם 10 µL של מים הנדסה גנטית. במהירות להעביר אותו צינור ב-20 ° C או C º 60, או שפופרת המכילה קוקטייל מעכב פרוטאז.</li>
</ol>4. קצירת ארס רעלים על ידי ניתוח בלוטת
<ol><li>להקריב את בעלי החיים. בכבדות להרדים או להרוג בעלי חיים באמצעות > 5 דקות חשיפה CO2. צינור CO טהור2 ישירות לתוך החורים-האוויר של מארז דיור של החיה.</li>
	<li>חרק pin למגש לנתיחה. עבור חרקים טורפים, לנתח דרך השטח הגחון (4.3). מחרקים מים ענק, לנתח דרך המשטח הגבי (4.4).</li>
	<li>דיסקציה הגחון<ol>
<li>הכנס שלושה פינים לתוך הבטן האחורי להחזיק את החרק ללא תקר בלוטות ארס.</li>
		<li>חותכים חתך קצר קו האמצע (גחוני) של הבטן בעזרת אזמל מיניאטורי. להשתמש במספריים מיניאטורי להרחיב את החתך קו האמצע anteriorly לראש, מקפיד לא נזק למבנים פנימיים גזורה שלד חיצוני בלבד.</li>
		<li>כדי לחשוף את המבנים הפנימיים, להפוך מספר חתכים לרוחב המשתרעת החתך קו האמצע לצד של החרק. לאחר מכן, להצמיד בחזרה כל כנף של שלד הגחון כדי לחשוף את המבנים הפנימיים.</li>
		<li>עבור חרקים טורפים גדולים, להפוך ארבעה חתכים לרוחב הבטן הבטן התיכונה, קדמי, בין הרגליים הראשון והשני, ולפני השלב הראשון.</li>
	</ol>
</li>
	<li>דיסקציה הגבי<ol>
<li>הסר את הכנפיים בקרבת הבסיס. הכנס שלושה פינים לתוך הבטן האחורי להחזיק את החרק ללא תקר בלוטות ארס.</li>
		<li>חותכים חתך קו האמצע מהראש אל הבטן בעזרת מספריים זעירים ואזמל, מקפיד לא נזק למבנים פנימיים גזורה שלד חיצוני בלבד.</li>
		<li>לכפות בהפרש את שני החצאים של החרק. במקום מספר סיכות רוחבית לאורכו של החרק לעזוב את חלל פנימי חשוף.</li>
		<li>הסר את השרירים טיסה באמצעות פינצטה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להציף את המגש לנתיחה. הוסף PBS עד החרק שקוע כדי לאפשר המבנים הפנימיים לעוף ולהיות דמיינו בקלות רבה יותר.</li>
	<li>באמצעות פינצטה ומספריים מיקרו, הסר בזהירות החיבור ואת רקמות עצבים וקנה הנשימה. בלוטות ארס מופיעות מוארך, מבנים שקוף המשתרעת לאורך כל צד של הטבעת.<ol>
<li>לזהות בלוטת הראשי על פי מראהו האופייני, עם האחורי האונות הקדמיות, שני צינורות נפגשים? hilus.</li>
		<li>אם רצונך בכך, לזהות בלוטת אביזר ע י איתור את צינור מ- hilus. חינם בלוטת הראשי על ידי חיתוך צינוריות שני שמקורם hilus.</li>
	</ol>
</li>
	<li>הקציר לומן בלוטת הרצוי. להעביר את בלוטת microcentrifuge על קרח המכילה 30 µL של PBS או PBS פלוס מעכב פרוטאז קוקטייל. לאנס הבלוטות עם סיכה חדה נקייה.<ol>
<li>מערבולת עבור 10 s ו צנטריפוגה (1 דקות, 5,000 × g, 4 ° C) כדי לרוקן את לומן בלוטת. הסרת רקמת בלוטות באמצעות פינצטה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להבהיר את תמצית הרעלן. צנטריפוגה (5 דקות, 17,000 × g, 4° C) כדי להסיר את כל חלקיקי מוצק, שמירה על תגובת שיקוע ומחיקת בגדר. לאחסן ב-20 ° C או C º 60 כדי למנוע השפלה autoproteolytic.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Walker, A. A., Weirauch, C., Fry, B. G., King, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venoms+of+heteropteran+insects:+A+treasure+trove+of+diverse+pharmacological+toolkits.">Venoms of heteropteran insects: A treasure trove of diverse pharmacological toolkits.</a> Toxins. 8 (2), 43 (2016).</li><li>Ribeiro, J. M. C., Assump&#231;&#227;o, T. C., Francischetti, I. M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+insight+into+the+sialomes+of+bloodsucking+Heteroptera.">An insight into the sialomes of bloodsucking Heteroptera.</a> Psyche (Stuttg). 2012, 1-16 (2012).</li><li>Ambrose, D. P., Maran, S. P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+protein+content+and+paralytic+potential+of+saliva+of+fed+and+prey+deprived+reduviid+Acanthaspis+pedestris+St&#229;l+(Heteroptera:+Reduviidae:+Reduviinae).">Quantification protein content and paralytic potential of saliva of fed and prey deprived reduviid Acanthaspis pedestris St&#229;l (Heteroptera: Reduviidae: Reduviinae).</a> Indian Journal of Environmental Science. 3 (1), 11-16 (1999).</li><li>Edwards, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+action+and+compostion+of+the+saliva+of+an+assassin+bug+Platymeris+rhadamanthus+Gaerst.+(Hemiptera,+Reduviidae).">The action and compostion of the saliva of an assassin bug Platymeris rhadamanthus Gaerst. (Hemiptera, Reduviidae).</a> Journal of Experimental Biology. 38, 61-77 (1961).</li><li>Zerachia, T., Bergmann, F., Shulov, A., Kaiser, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Animal and Plant Toxins. , 143-146 (1973).</li><li>Walker, A. A., Hern&#225;ndez-Vargas, M. J., Corzo, G., Fry, B. G., King, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fish-killing+water+bug+reveals+ancient+and+dynamic+venom+evolution+in+Heteroptera.">Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera.</a> Cellular and Molecular Life Sciences. , (2018).</li><li>Walker, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fish-killing+water+bug+reveals+ancient+and+dynamic+venom+evolution+in+Heteroptera.">Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera.</a> Cell. Mol. Life Sci. , (2018).</li><li>Walker, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+assassin+bug+Pristhesancus+plagipennis+produces+two+distinct+venoms+in+separate+gland+lumens.">The assassin bug Pristhesancus plagipennis produces two distinct venoms in separate gland lumens.</a> Nature Communications. 9 (1), 755 (2018).</li><li>Hern&#225;ndez-Vargas, M. J., Santib&#225;&#241;ez-L&#243;pez, C. E., Corzo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+insight+into+the+triabin+protein+family+of+American+hematophagous+reduviids:+Functional,+structural+and+phylogenetic+analysis.">An insight into the triabin protein family of American hematophagous reduviids: Functional, structural and phylogenetic analysis.</a> Toxins. 8 (2), 44 (2016).</li><li>Dan, A., Pereira, M. H., Pesquero, J. L., Diotaiuti, L., Beirao, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Action+of+the+saliva+of+Triatoma+infestans+(Heteroptera:+Reduviidae)+on+sodium+channels.">Action of the saliva of Triatoma infestans (Heteroptera: Reduviidae) on sodium channels.</a> Journal of Medical Entomology. 36 (6), 875-879 (1999).</li><li>Corzo, G., Adachi-Akahane, S., Nagao, T., Kusui, Y., Nakajima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+peptides+from+assassin+bugs+(Hemiptera:+Reduviidae):+isolation,+chemical+and+biological+characterization.">Novel peptides from assassin bugs (Hemiptera: Reduviidae): isolation, chemical and biological characterization.</a> FEBS Letters. 499 (3), 256-261 (2001).</li><li>Sahayaraj, K., Kumar, S. M., Anandh, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+milking+and+electric+shocks+for+venom+collection+from+hunter+reduviids.">Evaluation of milking and electric shocks for venom collection from hunter reduviids.</a> Entomon. 31 (1), 65-68 (2006).</li><li>Silva-Cardoso, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paralytic+activity+of+lysophosphatidylcholine+from+saliva+of+the+waterbug+Belostoma+anurum.">Paralytic activity of lysophosphatidylcholine from saliva of the waterbug Belostoma anurum.</a> Journal of Experimental Biology. 213 (19), 3305-3310 (2010).</li><li>Noeske-Jungblut, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triabin,+a+highly+potent+exosite+inhibitor+of+Thrombin.">Triabin, a highly potent exosite inhibitor of Thrombin.</a> Journal of Biological Chemistry. 270 (48), 28629-28634 (1995).</li><li>Noeske-Jungblut, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inhibitor+of+collagen-induced+platelet+aggregation+from+the+saliva+of+Triatoma+pallidipennis.">An inhibitor of collagen-induced platelet aggregation from the saliva of Triatoma pallidipennis.</a> Journal of Biological Chemistry. 269 (7), 5050-5053 (1994).</li><li>Sahayaraj, K., Borgio, J. F., Muthukumar, S., Anandh, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibacterial+activity+of+Rhynocoris+marginatus+(Fab.)+and+Catamirus+brevipennis+(Servile)+(Hemiptera:+Reduviidae)+venoms+against+human+pathogens.">Antibacterial activity of Rhynocoris marginatus (Fab.) and Catamirus brevipennis (Servile) (Hemiptera: Reduviidae) venoms against human pathogens.</a> Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases. 12 (3), 487-496 (2006).</li><li>Haridass, E. T., Ananthakrishnan, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+morphology+of+the+salivary+system+in+some+reduviids+(Insecta-Heteroptera-Reduviidae).">Functional morphology of the salivary system in some reduviids (Insecta-Heteroptera-Reduviidae).</a> Proceedings of the Indian Academy of Sciences. Animal Sciences. 90 (2), 145-160 (1981).</li><li>Maran, S. P. M., Ambrose, D. P., Ignacimuth, A., Sen, A., Janarthanan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biotechnological Applications for Integrated Pest Management. , 125-131 (2000).</li><li>Maran, S. P. M., Selvamuthu, K., Rajan, K., Kiruba, D. A., Ambrose, D. P., Ambrose, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Insect Pest Management, A Current Scenario. , 346-361 (2011).</li><li>Pereira, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticoagulant+activity+of+Triatoma+infestans+and+Panstrongylus+megistus+saliva+(Hemiptera/Triatominae).">Anticoagulant activity of Triatoma infestans and Panstrongylus megistus saliva (Hemiptera/Triatominae).</a> Acta Tropica. 61, 255-261 (1996).</li><li>Ribeiro, J. M., Marinotti, O., Gonzales, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+salivary+vasodilator+in+the+blood-sucking+bug,+Rhodnius+prolixus.">A salivary vasodilator in the blood-sucking bug, Rhodnius prolixus.</a> British Journal of Pharmacology. 101 (4), 932-936 (1990).</li><li>Ribeiro, J. M., Schneider, M., Guimar&#227;es, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Purification+and+characterization+of+prolixin-S+(nitrophorin+2),+the+salivary+anticoagulant+of+the+blood-sucking+bug+Rhodnius+prolixus.">Purification and characterization of prolixin-S (nitrophorin 2), the salivary anticoagulant of the blood-sucking bug Rhodnius prolixus.</a> Biochem Journal. 308 (1), 243-249 (1995).</li><li>Swart, C. C., Deaton, L. E., Felgenhauer, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+salivary+gland+and+salivary+enzymes+of+the+giant+waterbugs+(Heteroptera;+Belostomatidae).">The salivary gland and salivary enzymes of the giant waterbugs (Heteroptera; Belostomatidae).</a> Comparative Biochemistry and Physiology A Molecular &amp; Integrative Physiology. 145 (1), 114-122 (2006).</li><li>Rasmussen, S., Young, B., Krimm, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+'spitting'+behaviour+in+cobras+(Serpentes:+Elapidae).">On the 'spitting' behaviour in cobras (Serpentes: Elapidae).</a> Journal of Zoology. 237 (1), 27-35 (1995).</li><li>Fink, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venom+spitting+by+the+green+lynx+spider,+Peucetia+viridans+(Araneae,+Oxyopidae).">Venom spitting by the green lynx spider, Peucetia viridans (Araneae, Oxyopidae).</a> Journal of Arachnology. 12, 372-373 (1984).</li><li>Herzig, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ontogenesis,+gender,+molting+influence+the+venom+yield+in+the+spider+Coremiocnemis+tropix+(Araneae,+Theraphosidae).">Ontogenesis, gender, molting influence the venom yield in the spider Coremiocnemis tropix (Araneae, Theraphosidae).</a> Journal of Venomous Research. 1, 76-83 (2010).</li><li>Sahayaraj, K., Subramanium, M., Rivers, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+electrophoretic+analyses+of+saliva+from+the+predatory+reduviid+species+Rhynocoris+marginatus+(Fab).">Biochemical and electrophoretic analyses of saliva from the predatory reduviid species Rhynocoris marginatus (Fab).</a> Acta Biochimica Polonica. 60 (1), 91-97 (2013).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

השלב הקריטי ביותר של קצירת מתנקש באג ארס הוא בחירת השיטה המתאימה בהתאם למטרת המחקר. בכל שלוש שיטות הציג קציר heteropteran venoms יש יתרונות וחסרונות בהתאם ליישומים במורד הזרם.
גרימת באגים לגרש את ארס של החדק (פרוטוקולים 1-3) מונע זיהום של ארס על ידי רקמות הבלוטות. בנוסף, שיטות אלה אינם ?...

Heteropteran venoms הם חומרים מנע בעוצמה ביו1. לדוגמה, ההפרשות ארס/רוק של מדם פשפשים באגים לנשק (Triatominae) ו באגים המיטה (Cimicidae) מקלה על האכלה באמצעות שיבוש hemostasis2. רעלנים אלה venoms יעד מרובים מסלולים כולל קרישת דם, הצטברות של vasoconstriction, כמו גם את הכאב, לגרד מסלולים. Venoms של רוב המינים heteropteran אחרים מותאמים כדי להקל על טריפה יותר מאשר האכלה דם. Venoms שלהם לגרום לשיתוק, מוות ניזול רקמות כאשר הוא מוזרק חסרי חוליות3,4. כאשר הוא מוזרק חולייתנים, הארס שלהם יכול להיות גם השפעות דרסטית. לדוגמה, הזרקה של ארס של הבאג מתנקש Holotrichius innesi לתוך חולייתנים גורם לשיתוק שרירים וכאב, דימום; עכברים envenomated בחיידק הזה למות במהירות עקב שיתוק נשימה5.
מחקרים Transcriptomic פרוטיאומיה מבנית נחשפו הרכב החלבון של כמה venoms heteropteran. Venoms של מינים בריתרן עשירים פרוטאזות, אחרים אנזימים, ופפטידים וחלבונים של המבנה לא ידוע של פונקציה-6,-7,-8. נשיקות באגים ארס הוא עשיר משפחת חלבון triabin, שחבריה להשפיע עמוקות על קרישת דם, הצטברות של טסיות דם,2,vasoconstriction9. עם זאת, לא ידוע איזה רעלים מושתתות רוב bioactivities של ארס. לדוגמה, ארס של באג נשיקות תפוחי האדמה Triatoma דווחה לעכב נתרן ערוצים10ולהיות שיכוך כאב, אבל הרכיבים אחראי להישאר להיות הובהר. כמו כן, לא ידוע איזה רכיבים של מתנקש באג ארס לגרום לשיתוק או כאב. תנאי הכרחי לזיהוי רעלים ממונה על שיועמדו bioactivities, ועל אפיון של מבנה ותפקוד של רעלים ארס הרומן, היא קבלת ארס.
ארס התקבל מ heteropterans על ידי electrostimulation5,6,7,8,11,12,13, פרובוקציה של ההגנה תגובות4,8, מכנית לסחוט את החזה12,14,15,16, לנתח את ארס בלוטות8,17 ,18,19,20,21,22, ויישום של אגוניסטים של קולטני אצטילכולין מוסקריניים23. אם לשפוט את פוטנציאל היתרונות והחסרונות של כל שיטה, זה מורכב על ידי המורפולוגיה של בלוטות ארס heteropteran, אשר מורכב בלוטה הראשי עם שני לומן נפרד, בלוטת הראשי הקדמי (AMG) ואת בלוטת הראשי האחורי (PMG), כמו גם בלוטת אביזר המשויך (AG). אלו תאי בלוטת שונים מייצרים חלבונים שונים הפרשות, אשר עשוי להיות מתמחה עבור תפקודים ביולוגיים שונים, לרבות לכידת הטרף, הגנה, עיכול אקסטרה אוראלי8,17. חרקים טורפים peiratine ו- ectrichodiine, AMG כבר קשור ללכידת טרף את PMG עם אקסטרה אוראלי עיכול17. עם זאת, ב- harpactorine באג Pristhesancus plagipennis PMG מתמחה עבור לכידת הטרף ועיכול ואילו AMG המשוערות להפריש ארס הגנתית8. היועץ המשפטי לממשלה תואר כבעל תפקוד הפרשה הקטנה ב חרקים טורפים8 או כאתר העיקרי של אחסון פרוטאז באגים מים ענק23. . בבירור, עבודה נוספת נדרשת כדי להבהיר את הפונקציה של כל תא בלוטת בין תת-קבוצות heteropteran שונים, וכן לקבוע את הפונקציה של רוב הרעלים ארס. בדו ח זה נתאר פרוטוקולים עבור קציר ארס רעלים מן heteropterans לקראת מטרה זו.

<table><tbody><tr><td>Electostimulator</td><td>Grass Technologies</td><td>S48 Square Pulse Stimulator</td><td>Electrostimulator allowing pulsed electrostimulation</td></tr><tr><td>Featherlight tweezers</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E122B</td><td>For handling live venomous insects</td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma</td><td>4693124001</td><td>For preventing autoproteolytic digestion of venom</td></tr><tr><td>Dissection equipment</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E152Micro</td><td>For fine dissections</td></tr><tr><td>Insect pins</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E162</td><td>For fine dissections</td></tr></tbody></table>

harvesting venom toxins from assassin bugs and other heteropteran insects

Heteropteran חרקים כגון חרקים טורפים (Reduviidae) ומים ענק באגים (Belostomatidae) צאצאי אב קדמון משותף של בריתרן, ארסי, ולשמר רוב heteropterans הקיימים אסטרטגיה זו עם מחלות. כמה heteropterans יש מעבר מיגדרי ליזון חוליות דם (כגון חרקים נשיקות, Triatominae; פשפשים, Cimicidae) בעוד אחרים יש להחזירה ליזון צמחים (רוב Pentatomomorpha). עם זאת, למעט בשימוש על ידי באגים לנשק כדי להקל על האכלה דם, קצת רוק ידוע על venoms heteropteran לעומת את venoms של עכבישים, עקרבים ונחשים.
מכשול אחד לאפיון מרעלים ארס heteropteran הוא המבנה והתפקוד של בלוטות ארס/שפתני, אשר הן מורכבות מורפולוגית ולבצע מספר תפקידים ביולוגי (ההגנה ללכוד טרף, עיכול אקסטרה אוראלי). במאמר זה, אנו מתארים שלוש שיטות שבהצלחה השתמשנו כדי לאסוף את heteropteran venoms. ראשית, אנו מציגים electrostimulation כמו טרף דרך נוחה כדי לאסוף את ארס כי היא לעיתים קרובות קטלני כאשר הוא מוזרק לבעלי חיים, אשר obviates זיהום על ידי רקמת הבלוטות. שנית, אנו מראים כי הטרדה עדין של בעלי חיים מספיקה לייצר ארס ההבלטה חוטם ו/או ארס יריקה בקבוצות מסוימות של heteropterans. שלישית, אנו מתארים שיטות כדי לקצור ארס רעלים על ידי ניתוח של מרדימים בעלי החיים כדי להשיג את בלוטות ארס. שיטה זו היא משלימה לשיטות אחרות, כפי שהוא יאפשר קציר של רעלים מן taxa בו electrostimulation והטרדה אינם יעילים. פרוטוקולים אלה תאפשר חוקרים לקצור רעלים מן heteropteran חרקים אפיון מבנה פונקציה ויישומים אפשרי רפואה וחקלאות.

מינים מסוימים של heteropteran, את harpactorine plagipennis פ ו reduviine את Platymeris ראדאמאנטיס, תשואה בצורה אמינה כמויות גדולות (5-20 µL) של ארס, בתגובה electrostimulation (טבלה 1). באופן כללי, רוב החרקים peiratine, reduviine ו- harpactorine תשואה ארס בתגובה בשיטה זו. בין חרקים stenopodaine, electrostimulation elicited ארס On...

Watch this Scientific Journal Video about Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects at JoVE.com

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

למרות חרקים רבים, המאפיין פשפשים (Insecta: פשפשאים) הם ארסיים, קומפוזיציה הארס שלהם, הפונקציות של רעלים הארס שלהם ידועות בעיקר. פרוטוקול זה מתאר שיטות למסוק heteropteran venoms עבור נוספות אפיון, באמצעות electrostimulation, הטרדה, ניתוח בלוטת.

קציר ארס מרעלים חרקים טורפים וחרקים אחרים Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

harvesting-venom-toxins-from-assassin-bugs-other-heteropteran

Research

JoVE Journal

Environment

13.0K Views.  The University of Queensland. למרות חרקים רבים, המאפיין פשפשים (Insecta: פשפשאים) הם ארסיים, קומפוזיציה הארס שלהם, הפונקציות של רעלים הארס שלהם ידועות בעיקר. פרוטוקול זה מתאר שיטות למסוק heteropteran venoms עבור נוספות אפיון, באמצעות electrostimulation, הטרדה, ניתוח בלוטת.

Video: Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), &#34;thorny-headed worms&#34; (acanthocephalans), &#34;flukes&#34; (trematodes), and &#34;tapeworms&#34; (cestodes). The optimum method for collecting helminths is to examine a host that has been dead less than 4-6 hr since most helminths will still be alive. A thorough necropsy should be conducted and all major organs examined. Organs are washed over a 106 &#956;m sieve under running water and contents examined under a stereo microscope. All helminths are counted and a representative number are fixed (either in 70% ethanol, 10% buffered formalin, or alcohol-formalin-acetic acid). For species identification, helminths are either cleared in lactophenol (nematodes and small acanthocephalans) or stained (trematodes, cestodes, and large acanthocephalans) using Harris&#39; hematoxylin or Semichon&#39;s carmine. Helminths are keyed to species by examining different structures (e.g. male spicules in nematodes or the rostellum in cestodes). The protocols outlined here can be applied to any vertebrate animal. They require some expertise on recognizing the different organs and being able to differentiate helminths from other tissue debris or gut contents. Collection, preservation, and staining are straightforward techniques that require minimal equipment and reagents. Taxonomic identification, especially to species, can be very time consuming and might require the submission of specimens to an expert or DNA analysis.

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths.&#160; The four major types of helminths are &#8220;roundworms&#8221; (nematodes), &#8220;thorny-headed worms&#8221; (acanthocephalans), &#8220;flukes&#8221; (trematodes), and &#8220;tapeworms&#8221; (cestodes).&#160; Here we describe how helminths are collected from a vertebrate animal and how they are preserved and taxonomically identified.&#160;

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages include high potential yield, use of non-arable land and integration with waste streams. The nutrient requirements of a large-scale microalgae production system will require the coupling of cultivation systems with industrial waste resources, such as carbon dioxide from flue gas and nutrients from wastewater. Inorganic contaminants present in these wastes can potentially lead to bioaccumulation in microalgal biomass negatively impact productivity and limiting end use. This study focuses on the experimental evaluation of the impact and the fate of 14 inorganic contaminants (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn) on Nannochloropsis salina growth. Microalgae were cultivated in photobioreactors illuminated at 984 &#181;mol m-2 sec-1 and maintained at pH 7 in a growth media polluted with inorganic contaminants at levels expected based on the composition found in commercial coal flue gas systems. Contaminants present in the biomass and the medium at the end of a 7 day growth period were analytically quantified through cold vapor atomic absorption spectrometry for Hg and through inductively coupled plasma mass spectrometry for As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn. Results show N. salina is a sensitive strain to the multi-metal environment with a statistical decrease in biomass yieldwith the introduction of these contaminants. The techniques presented here are adequate for quantifying algal growth and determining the fate of inorganic contaminants.

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

כימות של מתכות כבדות ומזהמים אורגניים אחרים בפרודוקטיביות של מייקרו

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Assaying הרגלי התזונה הם טורפים ב<em&gt; Pristionchus</em&gt; נמטודות אחרים

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

הפקת חומרי הדברה אורגנוכלורינים מפלסטיק וגלגול סוג פלסטיק

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

הפקת ואפיון של חומרים פעילי שטח מ אירוסולים באטמוספירה

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

טפילות פונדקאית מלאכותית על ידי Trichogramma dendrolimi ומיצוי ארס

Extracting Venom from the Parasitoid Wasp Trichogramma dendrolimi Using an Artificial Host

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, parasitoid wasps inject venom into their hosts to suppress their hosts&#39; immunity, modulate hosts&#39; development, metabolism, and even behavior. With over 600,000 estimated species, the diversity of parasitoid wasps surpasses that of other venomous animals, such as snakes, cone snails, and spiders. Parasitoid wasp venom is an underexplored source of bioactive molecules with potential applications in pest control and medicine. However, collecting parasitoid venom is challenging due to the inability to use direct or electrical stimulation and the difficulty in dissection because of their small size. Trichogramma is a genus of tiny (~0.5 mm) egg parasitoid wasps that are widely used for the biological control of lepidopteran pests in both agriculture and forests. Here, we report a method for extracting venom from T. dendrolimi using artificial hosts. These artificial hosts are created with polyethylene film and amino acid solutions and then inoculated with Trichogramma wasps for parasitism. The venom was subsequently collected and concentrated. This method enables the extraction of large amounts of Trichogramma venom while avoiding contamination from other tissues caused by dissection, a common issue in venom reservoir dissection protocols. This innovative approach facilitates the study of Trichogramma venom, paving the way for new research and potential applications.

מחבר זרקור: שיטת מיצוי ארס יעילה מצרעות טפיליות טריכוגרמה 

Here, we present a protocol for extracting venom from Trichogramma dendrolimi using an artificial host created with polyethylene film and amino acid solution.

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, ...

Biochemistry

Microdissection of Black Widow Spider Silk-producing Glands

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of developing offspring 1,2. Spiders accomplish these tasks by spinning several distinct fiber types that have diverse mechanical properties. Such specialization of fiber types has occurred through the evolution of different silk-producing glands, which function as small biofactories. These biofactories manufacture and store large quantities of silk proteins for fiber production. Through a complex series of biochemical events, these silk proteins are converted from a liquid into a solid material upon extrusion.
Mechanical studies have demonstrated that spider silks are stronger than high-tensile steel 3. Analyses to understand the relationship between the structure and function of spider silk threads have revealed that spider silk consists largely of proteins, or fibroins, that have block repeats within their protein sequences 4. Common molecular signatures that contribute to the incredible tensile strength and extensibility of spider silks are being unraveled through the analyses of translated silk cDNAs. Given the extraordinary material properties of spider silks, research labs across the globe are racing to understand and mimic the spinning process to produce synthetic silk fibers for commercial, military and industrial applications. One of the main challenges to spinning artificial spider silk in the research lab involves a complete understanding of the biochemical processes that occur during extrusion of the fibers from the silk-producing glands.
Here we present a method for the isolation of the seven different silk-producing glands from the cobweaving black widow spider, which includes the major and minor ampullate glands [manufactures dragline and scaffolding silk] 5,6, tubuliform [synthesizes egg case silk] 7,8, flagelliform [unknown function in cob-weavers], aggregate [makes glue silk], aciniform [synthesizes prey wrapping and egg case threads] 9 and pyriform [produces attachment disc silk] 10. This approach is based upon anesthetizing the spider with carbon dioxide gas, subsequent separation of the cephalothorax from the abdomen, and microdissection of the abdomen to obtain the silk-producing glands. Following the separation of the different silk-producing glands, these tissues can be used to retrieve different macromolecules for distinct biochemical analyses, including quantitative real-time PCR, northern- and western blotting, mass spectrometry (MS or MS/MS) analyses to identify new silk protein sequences, search for proteins that participate in the silk assembly pathway, or use the intact tissue for cell culture or histological experiments.

Here we describe an efficient strategy to remove the silk-producing glands from the abdomen of female black widow spiders. This procedure allows the rapid isolation of the seven distinct silk-producing glands in a highly purified fashion, an important process for investigators studying spider silk production and fiber assembly.

Microdissection של האלמנה השחורה עכביש המשי לייצור בלוטות

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of ...

Biology

Extraction of Venom and Venom Gland Microdissections from Spiders for Proteomic and Transcriptomic Analyses

Venoms are chemically complex secretions typically comprising numerous proteins and peptides with varied physiological activities. Functional characterization of venom proteins has important biomedical applications, including the identification of drug leads or probes for cellular receptors. Spiders are the most species rich clade of venomous organisms, but the venoms of only a few species are well-understood, in part due to the difficulty associated with collecting minute quantities of venom from small animals. This paper presents a protocol for the collection of venom from spiders using electrical stimulation, demonstrating the procedure on the Western black widow (Latrodectus hesperus). The collected venom is useful for varied downstream analyses including direct protein identification via mass spectrometry, functional assays, and stimulation of venom gene expression for transcriptomic studies. This technique has the advantage over protocols that isolate venom from whole gland homogenates, which do not separate genuine venom components from cellular proteins that are not secreted as part of the venom. Representative results demonstrate the detection of known venom peptides from the collected sample using mass spectrometry. The venom collection procedure is followed by a protocol for dissecting spider venom glands, with results demonstrating that this leads to the characterization of venom-expressed proteins and peptides at the sequence level.

This article provides a protocol for the extraction of venom from spiders using electrical stimulation in order to 1) conduct proteomic characterization, 2) stimulate venom gland gene expression, and 3) perform functional studies of venoms. This is followed by a description of venom gland microdissections for gene expression studies.

קציר ארס מרעלים חרקים טורפים וחרקים אחרים Heteropteran

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Helminth Collection and Identification from Wildlife

כימות של מתכות כבדות ומזהמים אורגניים אחרים בפרודוקטיביות של מייקרו

Assaying הרגלי התזונה הם טורפים ב

הפקת חומרי הדברה אורגנוכלורינים מפלסטיק וגלגול סוג פלסטיק

הפקת ואפיון של חומרים פעילי שטח מ אירוסולים באטמוספירה

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

הפקת ארס מהצרעה הטפילית Trichogramma dendrolimi באמצעות פונדקאי מלאכותי

Microdissection של האלמנה השחורה עכביש המשי לייצור בלוטות

הפקה של ארס וארס בלוטת Microdissections מהעכבישים לproteomic וניתוח transcriptomic