Reconhecemos financeiras suporte do Conselho australiano de pesquisa (bolsas DP130103813 e LP140100832 para G.F.K., DECRA Fellowship DE160101142 para EABU), o Australian National Health & Medical Research Council (bolsa de pesquisa Principal APP1044414 para G.F.K.) e a Universidade de Queensland (Postdoctoral Fellowship para A.A.W.).

Este protocolo está em conformidade com a política da Universidade de Queensland estabelecida no cuidado responsável e uso de animais em ensino e pesquisa (PPL 4.20.11), bem como a saúde nacional e do Medical Research Council código australiano para o cuidado e uso de animais para fins científicos (8th edição 2013).
Atenção: Tome cuidado para não ser envenomated quando estiver manipulando barbeiros. Tome cuidado para proteger os olhos ao manusear espécies que cuspir veneno defensivamente. Tome cuidado ao longo para não machucar os animais experimentais. Isso inclui monitoramento de pressão às restrições tais como elásticos e garantindo que o narigudo não está quebrado.
Nota: Opcionalmente, anestesiar animais pela exposição ao CO2 para 0,5-2 min ou resfriamento de 4-10 ° C antes da colheita de veneno em visa 1-3 para facilitar a transferência segura e contenção. Anaesthetization não é estritamente necessário, mas pode facilitar a contenção segura de espécimes ágil ou fortes. No entanto, os animais devem ser acordados para permitir que o veneno da colheita. Lembre-se aplicações a jusante ao decidir se deve ou não adicionar inibidores de protease.
1. colheita de toxinas de veneno por eletroestimulação
<ol><li>Obter espécimes vivos de que a colheita de toxinas.</li>
	<li>Pinça de plástico pré-preparadas uso com eletrodos positivos e negativos montado em qualquer dica. Ligue pinça eletrificada a uma Chatta ou uma fonte de tensão constante, o que permite o ajuste da tensão.<ol>
<li>Para as pequenas (~ 10 mm) e grande (~ 25mm) barbeiros, use tensões de pico de 15 e 25 V respectivamente.</li>
		<li>Para maiores heteropterans como bugs de água gigante, use até 40 V.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Contenha erros ao vivo amarrando-os para uma plataforma, usando uma faixa de borracha sobre o tórax.</li>
	<li>Coloque a ponta do probóscide em uma dica de recolha apropriada. Para barbeiros, use uma ponta de pipeta P200. Para bugs de água gigante, corte a extremidade uma ponta de P200 para aumentar o tamanho da abertura.<ol>
<li>Delicadamente levante a tromba com um par fechado de uma pinça limpa e empurre a abertura da ponta da coleção sobre o fim do probóscide.</li>
		<li>Se desejar, água ultrapura de captação ~ 5 µ l antes de colocar a tromba para a coleta de uma dica. Isto reduz perdas de veneno, permanecendo dentro da ponta, apesar do veneno colhido será diluído.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aplica a eletroestimulação. Mergulhe os eléctrodos estimulantes em gel condutor, tais como 2,5 M NaCl/50% de glicerol. Aplica os eléctrodos no tórax. Para belostomatids, aplicam-se os dois eletrodos de superfície dorsal posterior da cabeça.</li>
	<li>Armazenar o veneno para evitar autodegradation. Depois de veneno é extrudado, transferi-lo rapidamente para um tubo a-20 ° C ou -60 ° C, ou um tubo contendo coquetel de inibidor de protease.</li>
	<li>Repita as etapas de 1.5 e 1.6 até veneno suficiente é adquirido ou sem veneno mais próximo.</li>
</ol>2. a colheita de toxinas de veneno por assédio
<ol><li>Preparar os animais para colheita de veneno e colocar a ponta da probóscide em um vestíbulo de coleção, conforme descrito nas subseções 1.1 e 1.3-1.4.</li>
	<li>Se o veneno é expulso espontaneamente, vá para o passo 2.3. Se não, assediar os animais tocando isso nas pernas, abdômen e antenas com uma pinça até veneno é produzido.</li>
	<li>Rapidamente transferi veneno para um tubo de-20 ° C-60 ° C, ou um tubo contendo inibidor da protease cocktail, se desejado.</li>
</ol>3. a colheita de toxinas de veneno por assédio de "Cuspir" espécie de veneno
<ol><li>Anaesthetize, ou anaesthetize em parte, o inseto antes de removê-lo do seu gabinete para evitar qualquer prematuro cuspindo na defensiva.</li>
	<li>Provoca o veneno cuspindo o comportamento. Conter e reposicionar o inseto usando a tampa profunda de um padrão de 90 x 16 mm placa de Petri. Segure a tampa ligeiramente posterior e 1-4 cm acima do inseto para impedir o voo. A maioria dos insetos vão cuspir várias vezes, muitas vezes em sucessão rápida. Certifique-se de que todo veneno é coletado na parte inferior do prato.</li>
	<li>Colete o veneno na parte inferior da caixa de Petri enxaguando com 10 µ l de água ultrapura. Rapidamente transferi-lo para um tubo a-20 ° C ou -60 ° C, ou um tubo contendo coquetel de inibidor de protease.</li>
</ol>4. colheita de toxinas de veneno por dissecação da glândula
<ol><li>Sacrificar animais. Fortemente anestesiar ou matar animais usando > 5 min exposição ao CO2. Canalize o puro CO2 diretamente para os buracos de ar do compartimento de habitação do animal.</li>
	<li>Inseto de PIN para bandeja de dissecação. Para barbeiros, disse através da superfície ventral (4.3). Para bugs de água gigante, disse através da superfície dorsal (4.4).</li>
	<li>Ventral dissecação<ol>
<li>Inserir três pinos do abdômen posterior para segurar o inseto sem perfurar as glândulas de veneno.</li>
		<li>Corte uma pequena incisão na superfície ventral do abdômen com um bisturi em miniatura. Use tesoura miniatura para estender a incisão anterior para a cabeça, tendo o cuidado de cortar o exoesqueleto apenas e não danificar estruturas internas.</li>
		<li>Para expor as estruturas internas, fazer vários cortes laterais, estendendo-se desde a incisão mediana para o lado do inseto. Em seguida, pino volta cada retalho de exoesqueleto ventral para revelar as estruturas internas.</li>
		<li>Para grandes barbeiros, fazer quatro incisões laterais, no abdômen médio abdome, anterior, entre as pernas do primeiras e segunda e na frente da perna primeira.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dorsal-dissecação<ol>
<li>Retire as asas perto da base. Inserir três pinos do abdômen posterior para segurar o inseto sem perfurar as glândulas de veneno.</li>
		<li>Corte uma incisão mediana da cabeça, no abdômen usando miniatura tesouras e bisturi, tendo o cuidado de cortar o exoesqueleto apenas e não danificar estruturas internas.</li>
		<li>Força as duas metades do inseto. Coloque vários pinos lateralmente ao longo do comprimento do inseto para deixar a cavidade interna exposta.</li>
		<li>Remova os músculos de voo usando uma pinça.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inunde a bandeja de dissecação. Adicione PBS até que o bug está submersa para permitir que estruturas internas flutuam acima e ser mais facilmente visualizado.</li>
	<li>Usando uma pinça e microtesoura, cuidadosamente remova conjuntivo e o tecido nervoso e traqueia. As glândulas de veneno aparecem como alongado, estruturas translúcidas, estendendo-se ao longo de cada lado do canal alimentar.<ol>
<li>Identifica a principal glândula pelo seu aspecto característico, com lobos anteriores e posteriores e duas condutas de reunião para o Hilo.</li>
		<li>Se desejado, identifica a glândula acessória ao traçar a conduta do hilo. Livre a principal glândula cortando as duas condutas que emana o Hilo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Colha os lúmens glândula desejado. Transferir a glândula para microcentrifuga de gelo contendo 30 µ l de PBS ou PBS e coquetel de inibidor de protease. Lance as glândulas com um pino afiada limpa.<ol>
<li>Vórtice de 10 s e centrífuga (1 min, 5.000 × g, 4 ° C) para esvaziar os lúmens da glândula. Remova o tecido glandular, usando uma pinça.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Clarificar o extrato de toxina. Centrífuga (5 min, 17.000 × g, 4° C) para remover quaisquer partículas sólidas, retendo o sobrenadante e descartando a pelota. Armazenar a-20 ° C ou -60 ° C para evitar a degradação de autoproteolytic.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Walker, A. A., Weirauch, C., Fry, B. G., King, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venoms+of+heteropteran+insects:+A+treasure+trove+of+diverse+pharmacological+toolkits.">Venoms of heteropteran insects: A treasure trove of diverse pharmacological toolkits.</a> Toxins. 8 (2), 43 (2016).</li><li>Ribeiro, J. M. C., Assump&#231;&#227;o, T. C., Francischetti, I. M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+insight+into+the+sialomes+of+bloodsucking+Heteroptera.">An insight into the sialomes of bloodsucking Heteroptera.</a> Psyche (Stuttg). 2012, 1-16 (2012).</li><li>Ambrose, D. P., Maran, S. P. 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Os autores não têm nada para divulgar.

O passo mais crítico na colheita veneno de inseto assassino está selecionando o método apropriado dependendo os propósitos do estudo. Cada um dos três métodos apresentados para colheita heteropteran venenos tem vantagens e desvantagens dependendo de aplicações a jusante.
Indução de bugs para expelir o veneno de probóscide (protocolos de 1-3) evita a contaminação de veneno por tecidos glandulares. Além disso, esses métodos são não-letal e podem ser repetidos muitas vezes ao lon...

Heteropteran venenos são substâncias bioativas potente1. Por exemplo, a secreção de veneno/saliva de sangue-alimentação Heteroptera como kissing bugs (Triatominae) e percevejos (Cimicidae) facilita a alimentação por perturbar a hemostasia2. Toxinas nestes venenos alvo de múltiplas vias, incluindo a coagulação, agregação plaquetária e vasoconstrição, bem como a dor e coceira caminhos. Venenos da maioria das outras espécies de heteropteran são adaptados para facilitar a predação, ao invés de sangue-alimentação. Seus venenos de causam paralisia, morte e liquefação do tecido quando injetado em invertebrados3,4. Quando injetado em animais vertebrados, seu veneno também pode ter efeitos drásticos. Por exemplo, injeção de veneno do inseto assassino Holotrichius innesi em vertebrados causa dor, paralisia muscular e hemorragia; envenomated de ratos por este bug morrer rapidamente devido a paralisia respiratória5.
Transcriptomic e proteomic estudos revelaram a composição de proteína de alguns venenos de heteropteran. Venenos de espécies de predadores são ricos em proteases, outras enzimas e peptídeos e proteínas de estrutura desconhecida e função6,7,8. Kissing bug veneno é rico em triabin proteína da família, cujos membros afetam profundamente a coagulação, agregação plaquetária e vasoconstrição2,9. No entanto, não se sabe quais toxinas subjazem a maioria dos bioactivities de veneno. Por exemplo, o veneno do kissing bug Triatoma infestans foi relatado para ser analgésico e inibe canais de sódio10, mas os componentes responsáveis continuam a ser elucidado. Da mesma forma, não se sabe qual componente ou componentes do veneno de inseto assassino causam paralisia ou dor. Um pré-requisito para identificar as responsável pela bioactivities de veneno especial e para caracterizar a estrutura e função de toxinas de veneno de romance, de toxinas é a obtenção de veneno.
Veneno foi obtido de heteropterans por eletroestimulação5,6,7,8,11,12,13, provocação de defensiva respostas4,8, mecanicamente, apertando o tórax12,14,15,16, dissecando fora as glândulas de veneno8,17 ,18,19,20,21,22e aplicação dos agonistas dos receptores de acetilcolina muscarínicos23. Julgar as potenciais vantagens e desvantagens de qualquer método é complicada pela morfologia das glândulas de veneno heteropteran, que consistem de uma glândula principal com dois lúmens separadas, a glândula principal anterior (AMG) e posterior principal glândula (PMG), bem como um associado a glândula acessória (AG). Esses compartimentos diferentes glândulas produzem secreção de proteínas diferentes, que pode ser especializada para diferentes funções biológicas, incluindo a captura de presas, defesa e digestão extra oral8,17. Em peiratine e ectrichodiine barbeiros, a AMG tem sido associada com a captura de presas e a PMG com digestão extra oral17. No entanto, no harpactorine bug Pristhesancus plagipennis o PMG é especializado para captura de presas e digestão Considerando que a AMG é a hipótese da secretar veneno defensivo8. A AG tem sido descrito como tendo pouca função secretora em barbeiros8 ou como um importante local de armazenamento de protease em bugs de água gigante23. Claramente, mais trabalho é necessário para esclarecer a função de cada compartimento de glândula entre vários subgrupos de heteropteran e para determinar a função da maioria das toxinas do veneno. Neste relatório, descrevemos protocolos para colheita de toxinas de veneno de heteropterans em direção a esse objetivo.

<table><tbody><tr><td>Electostimulator</td><td>Grass Technologies</td><td>S48 Square Pulse Stimulator</td><td>Electrostimulator allowing pulsed electrostimulation</td></tr><tr><td>Featherlight tweezers</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E122B</td><td>For handling live venomous insects</td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma</td><td>4693124001</td><td>For preventing autoproteolytic digestion of venom</td></tr><tr><td>Dissection equipment</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E152Micro</td><td>For fine dissections</td></tr><tr><td>Insect pins</td><td>Australian Entomological Supplies</td><td>E162</td><td>For fine dissections</td></tr></tbody></table>

harvesting venom toxins from assassin bugs and other heteropteran insects

Heteropteran insetos como barbeiros (Reduviidae) e bugs de água gigante (Belostomatidae) descendem de um ancestral comum de predadores e venenoso, e a maioria dos heteropterans existentes manter esta estratégia trófica. Alguns heteropterans ter transferida para alimentando-se de sangue de vertebrados (como os kissing bugs, triatomíneos; e percevejos, Cimicidae) enquanto outros foram revertidos para a alimentação das plantas (mais Pentatomomorpha). No entanto, com exceção de saliva usada por kissing bugs para facilitar a alimentação de sangue, pouco é conhecido sobre venenos de heteropteran em comparação com os venenos de aranhas, escorpiões e cobras.
Um obstáculo para a caracterização de toxinas de veneno de heteropteran é a estrutura e função das glândulas de veneno/labial, que são ambos morfologicamente complexos e executar várias funções biológicas (defesa, captura de presas e digestão extra oral). Neste artigo, descrevemos três métodos que usamos com sucesso para coletar heteropteran venenos. Primeiro, apresentamos a eletroestimulação como uma maneira conveniente para coletar o veneno que muitas vezes é letal quando injetado em animais de rapina, e que elimina a contaminação por tecido glandular. Em segundo lugar, nós mostramos que o assédio suave dos animais é suficiente para produzir a extrusão do veneno do narigudo e/ou veneno cuspir em alguns grupos de heteropterans. Em terceiro lugar, descrevemos os métodos para recolher as toxinas de veneno por dissecação de animais anestesiados para obter as glândulas de veneno. Este método é complementar a outros métodos, como podem permitir colheita de toxinas de táxons em que a eletroestimulação e assédio são ineficazes. Estes protocolos permitirá que pesquisadores colher as toxinas do heteropteran insetos para caracterização de estrutura-função e possíveis aplicações na medicina e na agricultura.

Algumas espécies de heteropteran, como o harpactorine p. plagipennis e o reduviine Platymeris Radamanto, confiantemente produzem grandes quantidades (5-20 µ l) de veneno em resposta a eletroestimulação (tabela 1). Em geral, a maioria dos erros de peiratine, reduviine e harpactorine produzem veneno em resposta a esse método. Entre stenopodaine bugs, eletroestimulação suscitou veneno de Oncocephalus SP. mas não Thodelmus sp. Os er...

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Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Embora muitos insetos da subordem Heteroptera (Insecta: Hemiptera) são venenosa, sua composição de veneno e as funções das suas toxinas de veneno em sua maioria são desconhecidas. Este protocolo descreve métodos para colher heteropteran venenos para mais de caracterização, utilizando a eletroestimulação, assédio e dissecação da glândula.

Colheita de toxinas de veneno de barbeiros e outros insetos Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

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Research

JoVE Journal

Environment

13.0K visualizações.  The University of Queensland. Embora muitos insetos da subordem Heteroptera (Insecta: Hemiptera) são venenosa, sua composição de veneno e as funções das suas toxinas de veneno em sua maioria são desconhecidas. Este protocolo descreve métodos para colher heteropteran venenos para mais de caracterização, utilizando a eletroestimulação, assédio e dissecação da glândula.

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Helminth Collection and Identification from Wildlife

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), &#34;thorny-headed worms&#34; (acanthocephalans), &#34;flukes&#34; (trematodes), and &#34;tapeworms&#34; (cestodes). The optimum method for collecting helminths is to examine a host that has been dead less than 4-6 hr since most helminths will still be alive. A thorough necropsy should be conducted and all major organs examined. Organs are washed over a 106 &#956;m sieve under running water and contents examined under a stereo microscope. All helminths are counted and a representative number are fixed (either in 70% ethanol, 10% buffered formalin, or alcohol-formalin-acetic acid). For species identification, helminths are either cleared in lactophenol (nematodes and small acanthocephalans) or stained (trematodes, cestodes, and large acanthocephalans) using Harris&#39; hematoxylin or Semichon&#39;s carmine. Helminths are keyed to species by examining different structures (e.g. male spicules in nematodes or the rostellum in cestodes). The protocols outlined here can be applied to any vertebrate animal. They require some expertise on recognizing the different organs and being able to differentiate helminths from other tissue debris or gut contents. Collection, preservation, and staining are straightforward techniques that require minimal equipment and reagents. Taxonomic identification, especially to species, can be very time consuming and might require the submission of specimens to an expert or DNA analysis.

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths.&#160; The four major types of helminths are &#8220;roundworms&#8221; (nematodes), &#8220;thorny-headed worms&#8221; (acanthocephalans), &#8220;flukes&#8221; (trematodes), and &#8220;tapeworms&#8221; (cestodes).&#160; Here we describe how helminths are collected from a vertebrate animal and how they are preserved and taxonomically identified.&#160;

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

Ambiente

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages include high potential yield, use of non-arable land and integration with waste streams. The nutrient requirements of a large-scale microalgae production system will require the coupling of cultivation systems with industrial waste resources, such as carbon dioxide from flue gas and nutrients from wastewater. Inorganic contaminants present in these wastes can potentially lead to bioaccumulation in microalgal biomass negatively impact productivity and limiting end use. This study focuses on the experimental evaluation of the impact and the fate of 14 inorganic contaminants (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn) on Nannochloropsis salina growth. Microalgae were cultivated in photobioreactors illuminated at 984 &#181;mol m-2 sec-1 and maintained at pH 7 in a growth media polluted with inorganic contaminants at levels expected based on the composition found in commercial coal flue gas systems. Contaminants present in the biomass and the medium at the end of a 7 day growth period were analytically quantified through cold vapor atomic absorption spectrometry for Hg and through inductively coupled plasma mass spectrometry for As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn. Results show N. salina is a sensitive strain to the multi-metal environment with a statistical decrease in biomass yieldwith the introduction of these contaminants. The techniques presented here are adequate for quantifying algal growth and determining the fate of inorganic contaminants.

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

Quantificação de Metais Pesados ​​e outros contaminantes inorgânicos sobre a produtividade de Microalgas

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Ensaiar comportamentos alimentares predadores em<em&gt; Pristionchus</em&gt; E outros nematóides

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

Extração e caracterização de surfactantes de aerossóis atmosféricos

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

Parasitização artificial do hospedeiro por Trichogramma dendrolimi e extração de veneno

Extracting Venom from the Parasitoid Wasp Trichogramma dendrolimi Using an Artificial Host

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, parasitoid wasps inject venom into their hosts to suppress their hosts&#39; immunity, modulate hosts&#39; development, metabolism, and even behavior. With over 600,000 estimated species, the diversity of parasitoid wasps surpasses that of other venomous animals, such as snakes, cone snails, and spiders. Parasitoid wasp venom is an underexplored source of bioactive molecules with potential applications in pest control and medicine. However, collecting parasitoid venom is challenging due to the inability to use direct or electrical stimulation and the difficulty in dissection because of their small size. Trichogramma is a genus of tiny (~0.5 mm) egg parasitoid wasps that are widely used for the biological control of lepidopteran pests in both agriculture and forests. Here, we report a method for extracting venom from T. dendrolimi using artificial hosts. These artificial hosts are created with polyethylene film and amino acid solutions and then inoculated with Trichogramma wasps for parasitism. The venom was subsequently collected and concentrated. This method enables the extraction of large amounts of Trichogramma venom while avoiding contamination from other tissues caused by dissection, a common issue in venom reservoir dissection protocols. This innovative approach facilitates the study of Trichogramma venom, paving the way for new research and potential applications.

Autor em destaque: Método eficiente de extração de veneno de vespas parasitóides Trichogramma 

Here, we present a protocol for extracting venom from Trichogramma dendrolimi using an artificial host created with polyethylene film and amino acid solution.

Extração de veneno da vespa parasitoide Trichogramma dendrolimi usando um hospedeiro artificial

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, ...

Bioquímica

Microdissection of Black Widow Spider Silk-producing Glands

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of developing offspring 1,2. Spiders accomplish these tasks by spinning several distinct fiber types that have diverse mechanical properties. Such specialization of fiber types has occurred through the evolution of different silk-producing glands, which function as small biofactories. These biofactories manufacture and store large quantities of silk proteins for fiber production. Through a complex series of biochemical events, these silk proteins are converted from a liquid into a solid material upon extrusion.
Mechanical studies have demonstrated that spider silks are stronger than high-tensile steel 3. Analyses to understand the relationship between the structure and function of spider silk threads have revealed that spider silk consists largely of proteins, or fibroins, that have block repeats within their protein sequences 4. Common molecular signatures that contribute to the incredible tensile strength and extensibility of spider silks are being unraveled through the analyses of translated silk cDNAs. Given the extraordinary material properties of spider silks, research labs across the globe are racing to understand and mimic the spinning process to produce synthetic silk fibers for commercial, military and industrial applications. One of the main challenges to spinning artificial spider silk in the research lab involves a complete understanding of the biochemical processes that occur during extrusion of the fibers from the silk-producing glands.
Here we present a method for the isolation of the seven different silk-producing glands from the cobweaving black widow spider, which includes the major and minor ampullate glands [manufactures dragline and scaffolding silk] 5,6, tubuliform [synthesizes egg case silk] 7,8, flagelliform [unknown function in cob-weavers], aggregate [makes glue silk], aciniform [synthesizes prey wrapping and egg case threads] 9 and pyriform [produces attachment disc silk] 10. This approach is based upon anesthetizing the spider with carbon dioxide gas, subsequent separation of the cephalothorax from the abdomen, and microdissection of the abdomen to obtain the silk-producing glands. Following the separation of the different silk-producing glands, these tissues can be used to retrieve different macromolecules for distinct biochemical analyses, including quantitative real-time PCR, northern- and western blotting, mass spectrometry (MS or MS/MS) analyses to identify new silk protein sequences, search for proteins that participate in the silk assembly pathway, or use the intact tissue for cell culture or histological experiments.

Here we describe an efficient strategy to remove the silk-producing glands from the abdomen of female black widow spiders. This procedure allows the rapid isolation of the seven distinct silk-producing glands in a highly purified fashion, an important process for investigators studying spider silk production and fiber assembly.

Microdissecção de Black Widow Aranha Silk glândulas produtoras de

Modern spiders spin high-performance silk fibers with a broad range of biological functions, including locomotion, prey capture and protection of ...

Biologia

Extraction of Venom and Venom Gland Microdissections from Spiders for Proteomic and Transcriptomic Analyses

Venoms are chemically complex secretions typically comprising numerous proteins and peptides with varied physiological activities. Functional characterization of venom proteins has important biomedical applications, including the identification of drug leads or probes for cellular receptors. Spiders are the most species rich clade of venomous organisms, but the venoms of only a few species are well-understood, in part due to the difficulty associated with collecting minute quantities of venom from small animals. This paper presents a protocol for the collection of venom from spiders using electrical stimulation, demonstrating the procedure on the Western black widow (Latrodectus hesperus). The collected venom is useful for varied downstream analyses including direct protein identification via mass spectrometry, functional assays, and stimulation of venom gene expression for transcriptomic studies. This technique has the advantage over protocols that isolate venom from whole gland homogenates, which do not separate genuine venom components from cellular proteins that are not secreted as part of the venom. Representative results demonstrate the detection of known venom peptides from the collected sample using mass spectrometry. The venom collection procedure is followed by a protocol for dissecting spider venom glands, with results demonstrating that this leads to the characterization of venom-expressed proteins and peptides at the sequence level.

This article provides a protocol for the extraction of venom from spiders using electrical stimulation in order to 1) conduct proteomic characterization, 2) stimulate venom gland gene expression, and 3) perform functional studies of venoms. This is followed by a description of venom gland microdissections for gene expression studies.

Colheita de toxinas de veneno de barbeiros e outros insetos Heteropteran

Resumo

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Helminth Collection and Identification from Wildlife

Quantificação de Metais Pesados e outros contaminantes inorgânicos sobre a produtividade de Microalgas

Ensaiar comportamentos alimentares predadores em

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

Extração e caracterização de surfactantes de aerossóis atmosféricos

Extração de veneno da vespa parasitoide Trichogramma dendrolimi usando um hospedeiro artificial

Extração de veneno da vespa parasitoide Trichogramma dendrolimi usando um hospedeiro artificial

Extração de veneno da vespa parasitoide Trichogramma dendrolimi usando um hospedeiro artificial

Microdissecção de Black Widow Aranha Silk glândulas produtoras de

Extração de Venom e Venom Gland microdissecações de Aranhas para proteômica e análise do transcriptoma

Colheita de toxinas de veneno de barbeiros e outros insetos Heteropteran

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Quantificação de Metais Pesados ​​e outros contaminantes inorgânicos sobre a produtividade de Microalgas

Ensaiar comportamentos alimentares predadores em

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

Extração e caracterização de surfactantes de aerossóis atmosféricos

Extração de veneno da vespa parasitoide Trichogramma dendrolimi usando um hospedeiro artificial

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Microdissecção de Black Widow Aranha Silk glândulas produtoras de

Extração de Venom e Venom Gland microdissecações de Aranhas para proteômica e análise do transcriptoma

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