Raccolta, inclusione e coltura dei gangli della radice dorsale in dispositivi multicompartimentali per studiare le caratteristiche neuronali periferiche

Riepilogo

Questo protocollo fornisce una tecnica per raccogliere e coltivare il ganglio radicale dorsale (DRG) espiantato da ratti Sprague Dawley adulti in un dispositivo multicompartimentale (MC).

Abstract

La caratteristica neuronale periferica più comune del dolore è una soglia di stimolazione abbassata o ipersensibilità dei nervi terminali dai gangli della radice dorsale (DRG). Una delle cause proposte di questa ipersensibilità è associata all'interazione tra le cellule immunitarie nel tessuto periferico e i neuroni. I modelli in vitro hanno fornito conoscenze fondamentali per comprendere come questi meccanismi determinano l'ipersensibilità ai nocicettori. Tuttavia, i modelli in vitro devono affrontare la sfida di tradurre l'efficacia nell'uomo. Per affrontare questa sfida, è stato sviluppato un modello in vitro fisiologicamente e anatomicamente rilevante per la coltura di gangli della radice dorsale intatti (DRG) in tre compartimenti isolati in una piastra a 48 pozzetti. I DRG primari vengono raccolti da ratti Sprague Dawley adulti dopo l'eutanasia umana. Le radici nervose in eccesso vengono tagliate e il DRG viene tagliato in dimensioni appropriate per la coltura. I DRG vengono poi coltivati in idrogel naturali, consentendo una crescita robusta in tutti i compartimenti. Questo sistema multicompartimentale offre un isolamento anatomicamente rilevante dei corpi cellulari DRG dai neuriti, tipi di cellule fisiologicamente rilevanti e proprietà meccaniche per studiare le interazioni tra cellule neurali e immunitarie. Pertanto, questa piattaforma di coltura fornisce uno strumento prezioso per studiare le strategie di isolamento del trattamento, portando in ultima analisi a un migliore approccio di screening per la previsione del dolore.

Introduzione

Il dolore cronico è la principale causa di disabilità e perdita del lavoro a livello globale¹. Il dolore cronico colpisce circa il 20% degli adulti a livello globale e impone un onere sociale ed economico significativo², con costi totali stimati tra i 560 e i 635 miliardi di dollari ogni anno negli Stati Uniti³.

La principale caratteristica periferica esibita dai pazienti con dolore cronico è una soglia di stimolazione dei nervi abbassata, che porta il sistema nervoso ad essere più reattivo agli stimoli ^4,5. L'abbassamento della soglia di stimolazione può provocare una risposta dolorosa a uno stimolo precedentemente non doloroso (allodinia) o una risposta aumentata a uno stimolo doloroso (iperalgesia)⁶. Gli attuali trattamenti per il dolore cronico hanno un'efficacia limitata e i trattamenti che hanno successo nei modelli animali spesso falliscono negli studi sull'uomo a causa delle differenze meccanicistiche nella manifestazione del dolore⁷. I modelli in vitro in grado di imitare più accuratamente i meccanismi di sensibilizzazione periferica hanno il potenziale per aumentare la traduzione di nuove terapie ^8,9. Inoltre, modellando gli aspetti chiave dei nervi sensibilizzati in un sistema di coltura, i ricercatori potrebbero sviluppare una comprensione più profonda dei meccanismi che guidano le soglie abbassate e identificare nuovi bersagli terapeutici^{che le} invertono.

Le piattaforme in vitro ideali o i sistemi microfisiologici incorporerebbero la separazione fisica dei neuriti distali e del corpo cellulare dei gangli della radice dorsale (DRG), un ambiente cellulare tridimensionale (3D) e la presenza di cellule di supporto native per imitare da vicino le condizioni in vivo . Tuttavia, un recente articolo di Caparaso et ^al.11 mostra che le attuali piattaforme di coltura DRG mancano di una o più di queste caratteristiche chiave, il che le rende insufficienti nel replicare le condizioni in vivo . Anche se queste piattaforme sono facili da configurare, non imitano le basi biologiche della sensibilizzazione periferica e quindi potrebbero non tradursi in efficacia in vivo . Per affrontare questa limitazione, è stato sviluppato un modello in vitro fisiologicamente rilevante per la coltura dei gangli delle radici dorsali (DRG) all'interno di una matrice di idrogel con tre compartimenti isolati per consentire l'isolamento fluidico temporale dei neuriti e dei corpi cellulari DRG¹¹. Questo modello offre rilevanza sia fisiologica che anatomica, che ha il potenziale per studiare la sensibilizzazione periferica dei neuroni in vitro.

Il crescente interesse per l'uso di espianti di DRG in una coltura 3D è dovuto alla loro capacità di facilitare una robusta crescita dei neuriti, che funge da indicatore indiretto della vitalità dei DRG¹². Mentre gli espianti primari di DRG neonatali o embrionali sono prevalentemente utilizzati nelle attuali piattaforme di coltura in vitro ^13,14, l'utilizzo di espianti da roditori adulti fornisce un modello migliore di fisiologia neuronale matura, che imita da vicino la fisiologia umana del DRG rispetto agli espianti da roditori neonatali o embrionali¹⁵. I DRG di espiantazione si riferiscono alla conservazione del tessuto cellulare e molecolare del tessuto DRG nativo, principalmente mantenendo le cellule di supporto non neuronali native. In questo documento, questo protocollo descrive la metodologia per raccogliere e coltivare espianti di DRG da ratti adulti Sprague Dawley in un dispositivo multicompartimento (MC) (Figura 1).

L'efficacia è stata dimostrata nella coltura di DRG dalla colonna cervicale, toracica e lombare senza differenze osservabili nella crescita dei neuriti. Per questa applicazione, l'obiettivo era quello di suscitare la crescita di neuriti nei compartimenti esterni del dispositivo; pertanto, questo articolo non ha discriminato tra i livelli di DRG. Tuttavia, se necessario per un esperimento specifico, il livello DRG può essere personalizzato per soddisfare le esigenze degli sperimentatori. Attualmente esistono altri modelli di coltura compartimentati per la coltura 3D di DRGs¹⁶, tuttavia, questi dispositivi non contengono cellule di supporto non neuronali native conservate, il che può limitare la traduzione. Preservare la struttura nativa dei DRG raccolti è importante perché garantisce la ritenzione delle cellule di supporto non neuronali, le cui interazioni con i neuroni DRG sono essenziali per mantenere le proprietà funzionali di questi neuroni. Diversi studi hanno co-coltivato DRG dissociati con cellule neuronali non native come le cellule di Schwann per promuovere la mielinizzazione dei neuroni 17,18,19.

Protocollo

La raccolta del DRG è stata eseguita in conformità con l'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università del Nebraska-Lincoln. Per lo studio sono state utilizzate femmine di ratti Sprague Dawley di 12 settimane (~250 g). I dettagli degli animali, dei reagenti e delle attrezzature utilizzate nello studio sono elencati nella Tabella dei materiali.

1. Fabbricazione e assemblaggio di dispositivi multiscomparto

1. Progettazione assistita da computer e stampa 3D del dispositivo multiscomparto
   NOTA: Il dispositivo MC è costituito da tre compartimenti per l'isolamento dei corpi cellulari DRG e dei neuriti (Figura 2A). Il dispositivo MC non è disponibile in commercio; tuttavia, il file STL è fornito qui (File di codifica supplementare 1) per consentire la stampa 3D. La stampa del MC richiede un (1) giorno per essere completata.
2. Carica il file STL dell'MC su una stampante 3D in resina utilizzando un software compatibile.
   NOTA: Il materiale ideale per la stampa è una resina per alte temperature. Un vantaggio chiave dell'utilizzo di resina ad alta temperatura è che è biocompatibile e può essere sterilizzata in autoclave e riutilizzata. Per stampare il dispositivo è possibile utilizzare anche una stampante 3D DLP (Digital Light Processing) o altre stampanti 3D.
3. Trasferire i dispositivi stampati in una soluzione di lavaggio per 30 minuti in isopropanolo (>96%) per rimuovere la resina residua dalla superficie del dispositivo MC stampato.
4. Polimerizzare i dispositivi a 80 °C per 120 minuti utilizzando un agente indurente disponibile in commercio (vedere la tabella dei materiali). L'agente indurente migliora le proprietà meccaniche del dispositivo MC stampato esponendolo alla temperatura e ai raggi UV.
5. Polimerizzare termicamente i dispositivi MC in forno a 160 °C per 180 min.
6. Sterilizzare i dispositivi in autoclave per 45 minuti con ciclo a gravità.

2. Preparazione dell'idrogel

1. Sintetizzare l'acido ialuronico metacrilato (MAHA, 85%-115% metacrilazione) e caratterizzare utilizzando un protocollo descritto da Seidlits et ^al.20.
   NOTA: Per supportare la crescita dei DRG, vengono comunemente utilizzati idrogel tripli composti da acido ialuronico metacrilato, collagene di tipo I e laminina. I risultati indicano che i DRG crescono comunemente nel MAHA, variando da 1,25 a 2,5 mg/mL e il collagene da 2,0 a 4,5 mg/mL. Per la laminina, si è riscontrato che 0,75 mg/mL è sufficiente per garantire una robusta crescita dei DRG. Qui, vengono descritti in dettaglio i metodi per creare un triplo gel con 1,25 mg/mL di MAHA, 4,5 mg/mL di collagene e 0,75 mg/mL di laminina. La preparazione dell'idrogel deve essere eseguita in una cappa a flusso laminare per fornire uno spazio di lavoro asettico.

3. Preparazione della soluzione fotoiniziatrice

NOTA: È necessario un fotoiniziatore per reticolare il MAHA sotto luce UV. È comunemente usato in percentuali dallo 0,3% allo 0,6%.

1. Preparare la soluzione del fotoiniziatore 3 giorni prima della raccolta del DRG.
2. Preriscaldare il bagno d'acqua sonicante a 37 °C prima di preparare la soluzione fotoiniziatrice.
3. Lavorando con la tecnica sterile in una cappa a flusso, preparare una soluzione di bicarbonato di sodio (NaHCO₃) da 23,125 mg/mL sciogliendo NaHCO₃ in 5 soluzioni Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)-HEPES.
4. In una fiala di vetro, miscelare il fotoiniziatore allo 0,6% peso/volume (p/v) in una soluzione salina sterile tamponata con fosfato (PBS) al 20% vol/vol e 5X DMEM/HEPES all'80% vol/vol.
5. Per proteggerlo dalla luce, avvolgere la fiala di vetro in un foglio di alluminio. Tuttavia, assicurarsi di rimuovere il foglio di alluminio prima di trasferire la fiala nel bagno d'acqua sonicante riscaldato a 37 °C con sonicazione tra 30-40 minuti.
   NOTA: La soluzione del fotoiniziatore deve essere protetta dalla luce perché può scomporsi in radicali e avviare il processo di polimerizzazione se esposta alla luce²¹.
6. Filtrare sterile la soluzione con un filtro per siringa da 0,22 μm in una nuova fiala di vetro sterile.

4. Dissoluzione dell'acido ialuronico metacrilato

1. Sciogliere l'acido ialuronico metacrilato (preparato nella fase 2) lo stesso giorno in cui viene preparata la soluzione fotoiniziatrice (fase 3).
2. Mettere il MAHA liofilizzato congelato in un essiccatore per 15 minuti fino a raggiungere la temperatura ambiente.
3. Lavorando in una cappa a flusso laminare e utilizzando la tecnica di pesatura sterile, pesare il MAHA liofilizzato in una fiala di vetro.
4. Aggiungere il volume necessario di soluzione filtrata del fotoiniziatore al MAHA per raggiungere la concentrazione di MAHA desiderata. La concentrazione finale comune di gel è di 1,25 mg/mL di MAHA e 4,5 mg/mL di collagene.
5. Sigillare il tappo con una pellicola sigillante da laboratorio, avvolgere la fiala di vetro con un foglio di alluminio e posizionarla su una piastra agitatrice orbitale a temperatura ambiente fino a completa dissoluzione (di solito 3 giorni). Di tanto in tanto, agitare la soluzione per rompere grandi grumi di MAHA per garantire una dissoluzione uniforme del MAHA.

5. Assemblaggio del dispositivo

1. Posizionare il dispositivo MC in una piastra a 48 pozzetti un giorno prima del raccolto DRG.
2. Applicare una linea sottile di gel di silicone nella scanalatura sotto il dispositivo MC (Figura 2B) utilizzando una siringa da 3 ml. Ciò aiuterà il dispositivo a fissarsi saldamente alla piastra del pozzetto.
3. Con l'aiuto di una pinza #3, posizionare delicatamente il dispositivo MC nel pozzetto di una piastra a 48 pozzetti, come mostrato nella Figura 2C.
   NOTA: Le dimensioni del dispositivo possono essere modificate per adattarle all'applicazione prevista e, se lo si desidera, è possibile utilizzare una piastra di dimensioni diverse. I dispositivi possono essere riutilizzati. Per riutilizzarlo, l'idrogel deve essere lavato delicatamente da tutti i tunnel e la scanalatura di caricamento sotto il dispositivo deve essere utilizzata con etanolo al 70% con una leggera agitazione. Al termine, i dispositivi possono essere nuovamente sterilizzati in autoclave prima dell'uso.

6. Preparazione degli animali

1. Autoclavare in autoclave tutti gli strumenti di dissezione necessari prima dell'inizio della raccolta.
2. Ottieni un maschio adulto o una femmina di ratto Sprague Dawley di età compresa tra 12 e 20 settimane. Il sesso del ratto non influisce sulla crescita dei DRG.
3. Eutanasia del ratto secondo il protocollo IACUC approvato utilizzando il sovradosaggio di CO₂ come metodo primario di eutanasia e la puntura bilaterale dello pneumotorace come metodo secondario di eutanasia secondo le linee guida dell'American Veterinary Medical Association²².
4. Posizionare il ratto su un sottopiede sterile su un tavolo da dissezione con il lato ventrale rivolto verso il basso. Spruzzare il piumino di pelliccia con etanolo al 70%.

7. Raccolta dei gangli della radice dorsale (DRG)

1. Preparare i terreni di rifilatura contenenti l'86% di terreno Neurobasal A, il 10% di siero fetale bovino (FBS), l'1% di penicillina-streptomicina (PS), l'1% di glutammina e il 2% di B27 più 50x e trasferirli in una piastra a 24 pozzetti. Questo terreno e la piastra a pozzetti saranno utilizzati per lo stoccaggio temporaneo dei DRG raccolti prima di incorporarli nell'idrogel.
2. Indossare un camice da laboratorio, una maschera chirurgica, una cuffia, occhiali di sicurezza e guanti.
3. Usando grandi forbici a naso smussato, taglia la pelle alla base del rachide cervicale e poi lungo la lunghezza della colonna vertebrale.
4. Per drenare ulteriormente il sangue dal canale spinale, tagliare sotto le scapole e verso il basso attraverso il muscolo per recidere i principali vasi sanguigni.
5. Usa forbici grandi e affilate per tagliare il muscolo lontano dalla colonna vertebrale. Libera quanto più muscolo possibile per visualizzare la colonna vertebrale.
6. Rimuovere i segmenti dorsale e laterale delle vertebre. Usa un Rongeur dritto e forbici dal naso affilato per rimuovere i processi spinosi e trasversali delle vertebre, iniziando dall'estremità cervicale e spostandoti verso l'estremità lombare.
7. Rimuovere il midollo spinale. Usa piccole forbici affilate per tagliare con cura le radici nervose collegate ai DRG lungo entrambi i lati del midollo spinale. Tagliare l'estremità cervicale del midollo spinale e sollevarla con cautela dal canale spinale gradualmente, tagliando tutte le radici nervose rimanenti collegate ai DRG.
   NOTA: Le capacità motorie sono essenziali per garantire che il corpo DRG non venga reciso durante il processo.
8. Per esporre i DRG, utilizzare il Rongeur curvo per rimuovere più parti laterali delle vertebre. Tirare verso l'esterno dalla linea mediana, alternando i lati. Fare attenzione a non tagliare il corpo DRG poiché potrebbe causare danni ai corpi cellulari e agli assoni.
9. Usando la pinza #3 e le forbici a molla a lama dritta, rimuovi i DRG tra ogni livello delle vertebre. Afferrare le radici del nervo spinale dal DRG, estrarle con cautela dalla tasca e tagliare l'altra estremità del nervo spinale. Fare attenzione a non afferrare direttamente il corpo DRG.
10. Posizionare i DRG nei pozzetti di una piastra a 24 pozzetti (contenente il mezzo di rifilatura, passaggio 7.1) su ghiaccio.
11. Dopo aver raccolto tutti i DRG, ripulire l'area di lavoro, posizionare la carcassa in un sacchetto per autoclave e conservarla/smaltirla in modo appropriato secondo il protocollo IACUC.

8. Rifilatura e taglio DRG

1. Riempire una piastra di Petri da 60 mm su un banco pulito con il mezzo di rifilatura (passaggio 7.1). Installa il cannocchiale da dissezione e lo sterilizzatore a microsfere di vetro e posiziona una cassetta degli attrezzi autoclavata con strumenti di rifinitura (pinze #3 e forbici a molla a lama dritta) vicino al cannocchiale.
2. Sotto l'endoscopio da dissezione, rimuovere il tessuto in eccesso attorno al DRG e tagliare le radici nervose vicino al corpo DRG (in genere leggermente più scure dei nervi circostanti).
3. Riempire una seconda piastra Petri da 60 mm con terreno fresco. Sotto il cannocchiale da dissezione, tagliare i DRG tagliati a circa 0,5 mm (o tra 0,5 mm e 0,8 mm). Un righello viene posizionato sotto la piastra di Petri durante il taglio per avere la corretta dimensione stimata dei DRG tagliati.
4. Trasferire i DRG tagliati in una piastra fresca a 24 pozzetti con il terreno su ghiaccio.
   NOTA: Il taglio, il taglio e l'inclusione DRG devono essere eseguiti in una cappa a flusso laminare per fornire uno spazio di lavoro asettico. In assenza di una cappa a flusso laminare, devono essere osservate tecniche asettiche, raccomandando un minimo di dispositivi di protezione individuale (DPI) appropriati (camice da laboratorio, mascherine, occhiali e guanti) e tutti gli strumenti sterilizzati durante il processo per mitigare la potenziale contaminazione.

9. Neutralizzazione del collagene

1. Neutralizzare il collagene lo stesso giorno del raccolto DRG dopo aver tagliato e tagliato i DRG.
2. Lavorando sul ghiaccio, pipettare ~8,16% di acqua ultrapura, ~1,84% di idrossido di sodio (NaOH) 1 M, ~10% 10x PBS e ~80% di collagene del volume totale della soluzione in una fiala di vetro.
3. Mescolare lentamente utilizzando una punta di pipetta sterile a bassa ritenzione per pipettare il collagene (solitamente aggiunto per ultimo) nella miscela. Assicurarsi di mantenere il puntale della pipetta nella soluzione durante la miscelazione per evitare la formazione di bolle. Controlla il pH del collagene neutralizzato utilizzando strisce di pH per assicurarti che sia ~7.
   NOTA: Il collagene neutralizzato può essere conservato in ghiaccio per 2-3 ore senza gelificare; Pertanto, la fabbricazione dell'idrogel deve essere eseguita rapidamente una volta neutralizzato il collagene.

10. Fabbricazione di idrogel

1. Lavorando su ghiaccio, pipettare la laminina (fino a una concentrazione finale di 0,75 mg/mL) e 1x PBS in una fiala di vetro.
2. Utilizzando puntali sterili per pipette a bassa ritenzione, la pipetta ha neutralizzato il collagene e la soluzione MAHA nella miscela per ottenere la concentrazione desiderata.
3. Mescolare lentamente e controllare il pH dell'idrogel risultante (dovrebbe essere ~7).

11. Incorporamento DRG

1. Eseguire l'incorporamento multi-scomparto.
   1. Pipettare 65,1 μl e 52,8 μl di idrogel premiscelato rispettivamente nei compartimenti soma e neurite.
      NOTA: Ciò presuppone l'uso di dispositivi MC in una piastra a 48 pozzetti. Questi volumi possono essere modificati in base alle dimensioni del dispositivo MC utilizzato.
   2. Incorporare delicatamente i DRG tagliati nello scomparto soma (Figura 2A), assicurandosi che non graffino il fondo della piastra a pozzetti. Posiziona il DRG al centro in modo che i neuriti possano crescere nei compartimenti adiacenti attraverso i tunnel.
   3. Reticolazione termica dell'idrogel nell'incubatore a 37 °C per 30 min. Mentre ciò accade, accendi la lampada UV per riscaldarla.
   4. Dopo la reticolazione termica, reticolare UV l'idrogel per 90 s.
   5. Aggiungere il terreno di coltura DRG all'idrogel e al DRG ed eseguire un cambio completo del terreno dopo un'ora per eliminare le tracce non reagite o rimanenti di fotoiniziatore che persistono nel terreno.
   6. Eseguire un mezzo cambio del supporto ogni 3 giorni e monitorare la crescita dei DRG visualizzandoli al microscopio.
   7. Dopo ~4 settimane, quando i neuriti DRG iniziano a crescere (Figura 3A), acquisire immagini con l'imager a piastra fluorescente e quantificare la lunghezza dei neuriti utilizzando FIJI (ImageJ).

12. Controllare l'incorporamento di DRG

1. Pipettare 250 μl di idrogel in una piastra a 48 pozzetti (senza MC).
2. Posizionare delicatamente il DRG tagliato al centro del pozzetto e a metà nell'idrogel, assicurandosi che non graffi il fondo della piastra del pozzetto.
3. Reticolazione termica dell'idrogel nell'incubatore a 37 °C per 30 min.
4. Reticolazione UV dell'idrogel per 90 s.
5. Aggiungere il terreno di coltura DRG all'idrogel e al DRG ed eseguire un cambio completo del terreno dopo un'ora.
6. Esegui la sostituzione del mezzo supporto ogni 3 giorni e monitora la crescita del DRG visualizzandolo al microscopio.
7. Dopo ~4 settimane, quando i neuriti DRG iniziano a crescere (Figura 3B), catturare le immagini con l'imager a piastra fluorescente.
   NOTA: Qualsiasi microscopio a campo chiaro funzionerà per l'imaging. Un microscopio automatizzato a piastre rende questo processo più veloce. L'inclusione di controllo in gel semplici senza il dispositivo viene eseguita per confrontare la crescita dei neuriti DRG in multicompartimenti. Una volta che gli utenti hanno verificato che i DRG crescono in modo simile nei gel MC e di controllo, potrebbero non aver bisogno di ripetere i gel di controllo ogni volta.

13. Imaging DRG

1. Acquisisci immagini in campo chiaro con ingrandimento 4x utilizzando un imager a lastra fluorescente a una gamma di distanze focali per visualizzare l'intero dispositivo DRG e MC.
2. Regola la luminosità e il contrasto dell'immagine per facilitare la visualizzazione dei neuriti.
3. Salva l'immagine come file .tiff.

14. Quantificazione dei neuriti DRG

1. Scarica e installa FIJI (ImageJ).
2. Aprire ImageJ. Apri il file immagine e assicurati che il file sia monocromatico.
3. Migliora il contrasto in modo che i neuriti più piccoli siano visibili. Fallo aprendo l'opzione di luminosità e contrasto utilizzando la scorciatoia Ctrl+Maiusc+C.
4. Regola i cursori del controller secondo necessità per visualizzare i neuriti e fai clic su Applica per ottenere la luminosità e il contrasto desiderati.
5. Apri il tracciatore di neurite aprendo il menu Plugin , selezionando Segmentazione e facendo clic su Tracciante neurite semplice.
6. Avvia una nuova traccia facendo clic su un'estremità del neurite proprio contro il corpo DRG.
7. Fare clic su un altro punto lungo il neurite per aggiungere una traccia fino a quando il neurite non viene tracciato da un capo all'altro. Fare clic su Termina percorso dopo aver tracciato il neurite.
8. Converti la lunghezza tracciata in unità reali e salva i risultati copiandoli e incollandoli in Excel.
9. Usa lo strumento linea retta nelle FIJI per disegnare una linea della stessa lunghezza della barra della scala (senza lasciare andare la fine della linea) e guarda il valore della lunghezza visibile sotto la barra degli strumenti. Il valore della lunghezza viene utilizzato per la conversione.
10. Misurare la lunghezza di sei neuriti lunghi che si estendono da entrambi i lati del DRG (Figura 3C, D) e calcolare la lunghezza media di questi neuriti per ottenere una lunghezza media rappresentativa del DRG, come mostrato nella Figura 4.
    NOTA: L'immunocolorazione è stata testata su espianti di DRG in gel semplici per mostrare la presenza di cellule di supporto non neuronali⁷. I DRG sono fissati in paraformaldeide al 4% (PFA) a temperatura ambiente, lavati tre volte con 1x PBS per 15 minuti e conservati in 1x PBS a 4 °C fino all'immunocolorazione.
11. Per gli espianti nei dispositivi MC, rimuovere il dispositivo MC e seguire la stessa procedura descritta sopra⁷.

Risultati

Il presente protocollo descrive una tecnica per raccogliere e coltivare DRG da ratti adulti Sprague Dawley in un dispositivo multicompartimentale (MC). Come mostrato nella Figura 1, il DRG raccolto da ratti adulti è stato tagliato e tagliato in ~0,5 mm. I DRG tagliati e tagliati sono stati quindi incorporati in un idrogel nella regione soma del dispositivo MC (Figura 2) e coltivati per 27 giorni prima della quantificazione dei neuriti. Il DRG ?...

Discussione

Questo protocollo delinea un metodo per raccogliere i DRG Sprague Dawley adulti e coltivarli in idrogel naturali 3D. A differenza di questo metodo, altri approcci alla raccolta di DRG da topi e ratti prevedono l'isolamento della colonna vertebrale. La colonna vertebrale asportata viene dimezzata e il midollo spinale viene rimosso per esporre i DRG 23,24,25. Il danno al midollo spinale limita l'afflusso di sangue, che colpisce i ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
#5 forceps	Fine Science Tools	11252-00	For trimming and cutting DRG
10x DMEM	MilliporeSigma	D2429
1x PBS (autoclaved)	Prepared in lab		7.3 - 7.5 pH
24 well plates	VWR	82050-892	To temporarily store harvested and cut DRGs
3 mL Syringe sterile, single use	BD	309657
48 well plates	Greiner Bio-One	677180
60 mm Petri dish	Fisher Scientific	FB0875713A	To hold media for trimming and cutting
Aluminium foil	Fisherbrand	01-213-104
B27 Plus 50x	ThermoFisher	17504044	For DRG media
Collagen type I	Ibidi	50205
Curved cup Friedman Pearson Rongeur	Fine Science Tools	16221-14	For dissection
Dumont #3 forceps	Fine Science Tools	11293-00	For dissection
Fetal Bovine Serum (FBS)	ThermoFisher	16000044	For DRG media
Form cure	Form Labs		curing agent
Form wash	Form Labs		To wash excess resins off MC
Glass bead sterilizer	Fisher Scientific	NC9531961
Glass vials (8 mL)	DWK Life Sciences (Wheaton)	224724
GlutaMax	ThermoFisher	35050-061	For DRG media
HEPES (1M)	Millipore Sigma	H0887
High temp V2 resin	FormLabs	FLHTAM02
Hyaluronic Acid Sodium Salt	MilliporeSigma	53747	Used to make MAHA
Irgacure	MilliporeSigma	410896
Laminin	R&D Systems	344600501
Large blunt-nose scissors	Militex	EG5-26	For dissection
Large forceps (serrated tips)	Militex	9538797	For dissection
Large sharp-nosed scissors	Fine Science Tools	14010-15	For dissection
Low Retention pipette tips	Fisher Scientific	02-707-017	For pipetting collagen and MAHA
Methacrylated hyaluronic acid (MAHA)	Prepared in lab	N/A	85 - 115 % methacrylation
Nerve Growth Factor (NGF)	R&D Systems	556-NG-100	For DRG media
Neurobasal A Media	ThermoFisher	10888022	For DRG media
Parafilm	Bemis	PM996
Parafilm	Bemis	PM996
Penicillin/Streptomycin (PS)	EMD Millipore	516106	For DRG media
pH test strips	VWR International	BDH35309.606
Pipette tips (1000 µL)	USA Scientific	1111-2021
Preform 3.23.1 software	Formslab		To upload STL file
Rat	Charles River
Resin 3D printer	Form Labs	Form 3L	3D printing MC device
Small sharp-nosed scissors	Fine Science Tools	14094-11	For dissection
Sodium bicarbonate	MilliporeSigma	S6014
Straight cup rongeur	Fine Science Tools	16004-16	For dissection
Straight edge spring scissors	Fine Science Tools	15024-10	For dissection
Surgical Scaplel blade (No. 10)	Fisher Scientific	22-079-690
Syring filters, PES (0.22 µm)	Celltreat	229747
Tiny spring scissors	World Precision Instruments	14003	For trimming and cutting DRG
UV lamp	Analytik Jena US		To photocrosslink hydrogel (15 - 18 mW/cm2)