Nessun finanziamento da dichiarare.

La procedura muscolo scheletrico come descritto segue le linee guida della Appalachian State University Institutional Review Board. NOTA: Il gruppo è costituito da un operatore (dottorato o MD addestrato nella tecnica biopsia), e almeno uno, ma idealmente, tre o più tecnici. L&#39;operatore è responsabile della conduzione e supervisione di tutti gli aspetti della procedura di biopsia muscolare scheletrico. Un tecnico (tecnico # 1) è immediatamente incaricato di assistere l&#39;operatore, con tutti gli aspetti di estrazione muscolare. Questo include l&#39;essere &quot;mani non sterili&quot; e l&#39;applicazione di aspirazione con una siringa sterile. Un secondo tecnico (tecnico # 2) si impegna in una conversazione con il soggetto e massaggi gamba opposta del soggetto durante la procedura per ridurre al minimo l&#39;ansia del soggetto. Il terzo tecnico (tecnico 3 #) è responsabile per la gestione e l&#39;elaborazione del campione di muscolo scheletrico. Misure analitiche a valle dettare quanti Additionale tecnici sono necessari per la lavorazione / preparazione del campione di muscolo scheletrico. 1 Oggetto Preparazione <ol><li> Raccogliere, preparare e organizzare i materiali specificati per la procedura di biopsia muscolare (Tabella 1). Decontaminare e sterilizzare l&#39;ago Bergström (cannula esterna e trequarti interno) e lo stantuffo secondo la pratica standard 16. </li><li> Esaminare il modulo di consenso con il soggetto. La biopsia muscolare scheletrico parte del consenso a partecipare forma usata alla Appalachian State University è fornito in supplemento linea 1. <ol><li> Parlate con il soggetto sugli aspetti generali della procedura di biopsia muscolare con un focus sui possibili rischi della procedura, preparazione della cute, l&#39;applicazione dell&#39;anestetico, sensazioni tipiche. Chiedere al soggetto di leggere attentamente il consenso a partecipare forma e firmare per confermare che la progettazione e le procedure di studio sono comprese. </li></ol></li><li> Verificare che le salve non è allergico a &quot;___ Caine&quot; farmaci di tipo (ad esempio, lidocaina). </li><li> Istruire il soggetto a giacere supino su un tavolo imbottito con la coscia esposta. Posizionare due traverse assorbenti usa e getta in plastica con supporto sotto la gamba del soggetto. Posizionare la gamba in modo rilassato con un piccolo rullo asciugamano sotto il tallone, in modo che il ginocchio è completamente estesa (elevata ~ 1 cm), ponendo così vasto laterale in posizione accorciata. </li><li> Avere l&#39;operatore istruire il soggetto di contrarre momentaneamente il muscolo della coscia esposta in modo che il sito biopsia può essere visualizzato. Nota: Il vasto laterale sito biopsia è solo anteriore alla fascia lata (banda illiotibial), circa un terzo della distanza tra la parte superiore della rotula e il grande trocantere 7. </li><li> Hanno il marchio operatore appena sotto (~ 0.5 cm) il sito di incisione con una punta sottile pennarello indelebile. </li><li> Hanno l&#39;operatore determinare lo spessore delle pliche cutanee approssimativa pinching la plica. </li><li> Avere l&#39;operatore ei tecnici lavarsi le mani con acqua calda e sapone e indossare guanti monouso. </li><li> Avere l&#39;operatore rimuovere i capelli da una regione ~ 15 centimetri x 15 cm intorno al sito biopsia (via Clippers). Nota: ritaglio i capelli dal sito biopsia impedisce i capelli di entrare nella incisione durante la procedura e in chiusura, e la rimozione dei capelli permette un migliore contatto tra le chiusure nastro e la pelle (vedi 3.4). </li><li> Avere l&#39;operatore sterilizzare la zona con tamponi pre-imbevuto con un antisettico topico, (come il povidone-iodio o clorexidina gluconato per i soggetti allergici allo iodio / frutti di mare). Iniziare al centro e lavorare in cerchi concentrici verso il bordo esterno dell&#39;area ritagliata. Come minimo, ripetere due volte di più con un nuovo tampone pre-bagnato ogni volta. </li></ol> 2 Biopsia Procedura <ol><li> Avere l&#39;operatore togliere guanti, lavarsi le mani con acqua calda e sapone, e don sterile gl chirurgicaOves utilizzando una tecnica asettica. </li><li> Avere tecnico # 1 presente il telo fenestrato sterile per l&#39;operatore. Avere l&#39;operatore, utilizzando una tecnica asettica, inserire il drappo sopra il sito biopsia per mantenere un campo sterile. </li><li> Avere tecnico # 1 presente all&#39;operatore una siringa da 5 ml munito di un ago 21 G, pur mantenendo una tecnica asettica. Pulire la parte superiore del flaconcino lidocaina con un batuffolo imbevuto di alcool. <ol><li> Avere l&#39;operatore di ritirare immediatamente 5 ml di lidocaina. Rimuovere il G 21 ago dalla siringa e gettare l&#39;ago in un apposito contenitore. </li><li> Avere tecnico # 1 presente l&#39;operatore con un ago G-1 ½ pollice 25, pur mantenendo una tecnica asettica. Avere il posto operatore il pollice ago-1 ½ sulla siringa ed evacuare le bolle d&#39;aria dalla siringa. </li></ol></li><li> Avere tecnico 1 # spruzzo cloruro di etile sul sito di incisione (~ 0.5 cm sopra il segno di inchiostro indelebile sulla pelle) fino a visualizzare la pelle a &quot;sbiancare&quot;. <ol><li> Ahve inserire l&#39;operatore l&#39;ago di circa orizzontale per la pelle nel derma, aspirare l&#39;ago, e poi infiltrarsi con ~ 100 ml di lidocaina per produrre una &quot;bozza&quot; 2-4 mm di diametro. <ol><li> Avere l&#39;operatore l&#39;ago aspirato (leggermente ritirare lo stantuffo della siringa) per confermare che l&#39;ago non è stato inserito in un vaso sanguigno. Se il sangue compare nella siringa, togliere l&#39;ago, gettare in un apposito contenitore, e ricominciare a 2.3. </li><li> Avere l&#39;anticipo all&#39;operatore l&#39;ago nel tessuto sottocutaneo, aspirare l&#39;ago, e poi infiltrare il tessuto con ~ 1 ml di lidocaina per formare una bozza. Una volta che la bozza è placata, inserire l&#39;ago da 1 ½ pollice sulla siringa lidocaina-caricati verticalmente nel sito di incisione, fermandosi superficiale alla fascia. Nota: Il soggetto può avvertire una leggera sensazione di bruciore momentaneo sulla prima iniezione di lidocaina (simile a una puntura d&#39;ape). </li></ol></li><li> Assicurarsi che la operato non infiltrare il muscolo con lidocoine perché è miotossico 17-19. </li><li> Avere l&#39;operatore l&#39;ago aspirato e poi iniettare lentamente i restanti 4 ml di lidocaina mentre si ritira l&#39;ago dalla coscia. Posizionare una garza sterile su sito di iniezione e consentire al soggetto di rilassarsi mentre l&#39;anestetico locale ha effetto. </li></ol></li><li> Dopo 2-3 minuti, disporre tecnico # 1 presente all&#39;operatore un bisturi pur mantenendo una tecnica asettica. <ol><li> Avere l&#39;operatore leggermente sondare il sito biopsia con la punta del bisturi per confermare che l&#39;area è anestetizzato. Se necessario, iniettare altri 3-4 ml di lidocaina al sito di incisione, vedi 2.4.1.2. </li></ol></li><li> Avere l&#39;operatore fa un rettilineo di 1 cm di incisione attraverso la pelle ed i tessuti sottocutanei (~ 2-3 mm sopra il segno di inchiostro) parallelamente al femore. <ol><li> Avere inserire l&#39;operatore il bisturi più profondo di fare un&#39;incisione attraverso la fascia nel muscolo. Fate questo una volta in ogni direzione<html> . Nota: Il soggetto può sentire una fitta di pressione o con il taglio più profondo se la lama del bisturi nel muscolo. </li><li> Avere tecnico 2 # impegnare il soggetto in una conversazione e massaggiare la gamba opposta. </li></ol></li><li> Avere il posto operatore una quantità generosa di garza sterile sul sito di incisione e la biopsia e applicare pressione diretta per l&#39;incisione per ridurre il sanguinamento. <ol><li> Avere tecnico # 1 collegare il metallo rubinetto a 3 vie per la siringa monouso da 60 ml e il tubo di prolunga 30 cm (Figura 1). </li><li> Avere tecnico # 1 Collegare un&#39;estremità del tubo di plastica connettore conico nella estremità libera del tubo di estensione e saldamente inserire l&#39;altra estremità del tubo di plastica connettore conico nella grande finale di una punta di pipetta 200 microlitri con ~ 15-18 mm di la punta tagliata. </li></ol></li></ol>.jpg &quot;width =&quot; 500 &quot;/&gt; Figura 1 L&#39;ago Bergström. (A) L&#39;ago Bergström (5 mm) è composto dal (a) cannula esterna e (b) trocar interno, i componenti associati sono (c) pistone, (d) 200 microlitri punta della pipetta con ~ 15-18 mm tagliato , (e) conico connettore di plastica, (f) 3-way rubinetto in metallo, (g) tubo di prolunga 30 centimetri, e (h) monouso siringa da 60 ml. (B) L&#39;ago Bergström (5 mm) e relativi componenti assemblati. ( C) Il trequarti interno dell&#39;ago Bergström (5 mm) ritirato 1 cm circa apre la finestra della cannula esterna. <ol start="9"><li> Dopo che l&#39;emorragia si è placata, avere tecnico # 1 aprire il sacchetto sterilizzato in autoclave e presentare l&#39;ago biopsia 5 mm e trequarti interno (Figura 1) per l&#39;operatore, pur mantenendo una tecnica asettica. <ol><li> Hanno l&#39;operatore montare l&#39;ago (cannula esterna e interna trocar), controllare l&#39;allineamento e la scorrevolezza. </li> &lt;/ Ol&gt; </li><li> Avere l&#39;operatore tenere saldamente il gruppo ago (cannula esterna e trequarti interno) con entrambe le mani per evitare che il trocar interiore rotazione. Avete tecnico # 1 inserire con fermezza la punta della pipetta taglio nella parte superiore della porzione trocar interna della biopsia con un leggero movimento rotatorio verso il basso. Assicurarsi che tecnico # 1 non tocca l&#39;operatore o l&#39;ago biopsia, solo la punta della pipetta. </li><li> Avere l&#39;operatore introduce l&#39;ago biopsia nel tessuto attraverso l&#39;incisione. Individuare l&#39;incisione nella fascia (un &quot;feel&quot; acquisita) con la punta di un ago da biopsia. Avanzare l&#39;ago appena passato l&#39;angolo di fascia e quindi l&#39;ago verso il basso verso il pavimento come l&#39;ago viene fatto avanzare nel muscolo. Nota: I soggetti possono avvertire qualche lieve disagio (ad esempio, &quot;pressione profonda&quot;, o lieve sensazione di crampi), come l&#39;incisione attraverso la fascia si trova con la punta dell&#39;ago biopsia e l&#39;ago viene fatto avanzare nel muscolo. <ol> &lt;li&gt; Avere tecnico # 2 istruire il soggetto a restare &quot;rilassato&quot; e di non contrarre i muscoli della coscia mentre l&#39;operatore sta avanzando l&#39;ago nel muscolo. </li></ol></li><li> Una volta che l&#39;ago biopsia è in posizione, avere il segnale operatore tecnico # 1 per aprire la siringa monouso da 60 ml. <ol><li> Avere tecnico # 1 rapidamente tirare la siringa monouso da 60 ml aperto al marchio 40-50 cc per creare l&#39;aspirazione all&#39;interno l&#39;ago biopsia. </li><li> Avere l&#39;operatore tira il trequarti interno su circa 1 cm a aprire la finestra della cannula esterna mantenendo la posizione del trequarti esterno all&#39;interno del muscolo. Avere l&#39;operatore rapidamente chiudere il trocar interiore per tagliare (clip) e raccogliere il campione di muscolo. Avere il segnale di operatore tecnico # 1 per rilasciare aspirazione. </li><li> Avere tecnico # 1 aprire il rubinetto per la stanza per rilasciare l&#39;aspirazione. </li><li> Avere l&#39;operatore ruotare l&#39;ago biopsia di 90 ° e ripetere il processo. Se necessario, l&#39;operatore ha ripett la procedura di rotazione fino a 3 volte (per un totale di 4 clips). </li></ol></li><li> Avere l&#39;operatore applicare contro-pressione diretta al sito di incisione con garza sterile, mentre rimuovere l&#39;ago biopsia dalla coscia, facendo attenzione a non prendere fascia o pelle. Se si avverte resistenza significativa, ri-tagliare durante l&#39;applicazione di un movimento rotatorio al trocar interiore. </li><li> Alla rimozione dell&#39;ago bioptico dalla coscia, ha l&#39;operatore tira il trequarti interna posteriore 1 cm a ispezionare visivamente il lume della cannula esterna per stimare se una adeguata quantità di tessuto è stata raccolta. <ol><li> Avere la mano dell&#39;operatore l&#39;ago biopsia al tecnico 1 #. Per mantenere la tecnica asettica garantire che tecnico # 1 tocca solo l&#39;ago, non l&#39;operatore. Avere tecnico # 1 mano l&#39;ago biopsia al tecnico 3 #. </li></ol></li><li> Avere tecnico # 3 rimuovere il tessuto dal agobiopsia. <ol><li> Avere tecnico 3 # uso il pistone (figura 1) e un paio di pinze a punta fineper assicurare che tutto il tessuto muscolare viene rimosso dalla trequarti interno e cannula esterna. </li><li> Avere tecnico # 3 pesare rapidamente il campione per confermare che un&#39;adeguata quantità di tessuto muscolare è stato raccolto e posizionare i campioni su un blocco di dissezione ghiacciata. </li></ol></li><li> Avere tecnico # 3 sezionare con cura il tessuto connettivo e il grasso visibile dai campioni muscolari. Hanno tecnico # 3 preparare i campioni di muscolo per l&#39;archiviazione in base alle analisi a valle. Ad esempio, subito mettere i campioni in una provetta e il scatto congelamento in azoto liquido, montare e congelare per istologia, o posto in una provetta Microbank ™ con inibitore della RNasi, ecc </li><li> Se necessario, ripetere la procedura con un secondo ago biopsia sterilizzato, pur mantenendo una tecnica asettica. </li></ol> 3 Chiusura <ol><li> Avere l&#39;operatore applica una pressione diretta al sito biopsia con garza sterile e un impacco di ghiaccio per 10-15 minuti. </li><li> Una volta emostasi è raggiunto, l&#39;operatore ha l&#39;uso di alcol prpastiglie ep per rimuovere il sangue secco dalla zona intorno l&#39;incisione. </li><li> Avere tecnico # 1 presente un tubetto di colla chirurgica attualità e applicatore per l&#39;operatore. Avere l&#39;operatore assemblare il tubo di colla chirurgica e applicatore senza toccare la punta applicatore o la parte superiore del tubo. </li><li> Avere l&#39;operatore tira l&#39;incisione chiusa con una mano mentre l&#39;applicazione di un solo strato di adesivo chirurgico rispetto all&#39;inizio della incisione a secco con l&#39;altra mano. Dopo le cure adesivo (~ 90 sec), applicare del nastro closuresperpendicular per l&#39;incisione. In alternativa, chiudere l&#39;incisione con due sterili 4-0 punti di sutura. </li><li> Avere l&#39;operatore applicare pressione diretta mettendo Febbraio 03-04 &quot;x 2&quot; garze non sterili sul sito di incisione e fissare con della pellicola adesiva auto-aderente. </li><li> Avere l&#39;operatore fornisce il soggetto verbale e istruzioni scritte sulla cura delle ferite adeguata, reazioni normali e anormali, e le linee guida di attività per i seguenti da 1 a 4 giorni (vedi on line supplement 2). </li></ol>

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The authors have no conflicts of interest.

Questo video fornisce una sintesi step-by-step della procedura di biopsia muscolare scheletrico utilizzato alla Human Performance Laboratory ASU. Questa procedura, con piccole modifiche, è stato utilizzato per raccogliere circa 1.600 biopsie muscolari nel corso degli ultimi 13 anni. I campioni di biopsia muscolare hanno fornito dati importanti nelle indagini sulla base di nutrizione sportiva, portando a importanti scoperte della ricerca. Ci sono molte tecniche fondamentali per essere a cono...

La tecnica di biopsia percutanea o &#39;semi-aperto&#39; viene utilizzato per ottenere campioni di tessuto muscolare scheletrico di pazienti umani e soggetti di ricerca. Duchenne (1806-1875) è accreditato come il primo a costruire un ago con un trocar per ottenere muscolo scheletrico di soggetti viventi tramite biopsia percutanea 1. Nel 1960, Bergström ha introdotto un ago da biopsia percutanea simile a quella descritta da Duchenne 2-4. Venti anni più tardi, Evans et al. 5 modificato la tecnica applicando aspirazione attraverso il trocar taglio dell&#39;ago Bergström. Questa modifica può migliorare il rendimento del tessuto da 3 a 5 volte 6,7 e viene impiegato in contesti di ricerca clinica e biomedica. Questa tecnica ha e continuerà a promuovere la diagnosi di miopatie e la nostra comprensione della struttura e funzione del muscolo scheletrico. La tecnica di biopsia muscolare percutanea è straightforward. Se fatto correttamente, con la stretta aderenza alle tecniche asettiche, i rischi associati sono minimi. La procedura di biopsia muscolare è considerato come uno strumento di sperimentazione per progetti di ricerca. Alcune istituzioni accademiche permettono addestrati ricercatori docenti con un dottorato di ricerca, con la supervisione diretta del medico, per ottenere biopsie muscolari e altri richiedono un medico di bordo certificata per eseguire la tecnica. Il team biopsia ASU ha eseguito con successo oltre 1.600 biopsie muscolari nel corso degli ultimi 13 anni 8-15. Lo scopo di questo video è quello di descrivere l&#39;ago Bergström modificato muscolo tecnica di biopsia percutanea 5 per ottenere campioni di tessuto muscolare scheletrico dal vasto laterale di soggetti umani.

<table><tbody><tr><td>Bergstr&amp;ouml;m biopsy needle, 5 x 100 mm</td><td>Stille Surgical Inc.</td><td>119-29187-50</td><td>1 ea</td></tr><tr><td>Durasorb blue pad</td><td>Fisher</td><td>22-031-340</td><td>case of 300</td></tr><tr><td>Prep razor disposable</td><td>Moore Medical</td><td>89760</td><td>1 ea</td></tr><tr><td>Shave cream</td><td>Moore Medical</td><td>92869</td><td>1 can</td></tr><tr><td>Alcohol swab</td><td>Moore Medical</td><td>98721</td><td>box/200</td></tr><tr><td>Povidone-iodine swabsticks (3 pack)</td><td>Moore Medical</td><td>90691</td><td>pack of 50</td></tr><tr><td>Face masks</td><td>Fisher</td><td>19-039-690</td><td>case of 50</td></tr><tr><td>Sterile gloves; sz 6.5</td><td>Moore Medical</td><td>68128</td><td>box of 50 pairs</td></tr><tr><td>Sterile gloves; sz 7.0</td><td>Moore Medical</td><td>68129</td><td>box of 50 pairs</td></tr><tr><td>Sterile gloves; sz 8.5</td><td>Moore Medical</td><td>68132</td><td>box of 50 pairs</td></tr><tr><td>Fenestrated towel drape</td><td>Moore Medical</td><td>92712</td><td>case of 50</td></tr><tr><td>Lidocaine (1% HCl, w/o Epi)</td><td>Dealmed</td><td>427902</td><td>30 cc vial</td></tr><tr><td>Ethyl chloride spray</td><td>Dealmed</td><td>386020</td><td>3.5 fl. Oz. bottle</td></tr><tr><td>5 ml syringe w/ 21 G needle</td><td>Fisher</td><td>14-827-48</td><td>case of 100</td></tr><tr><td>25 G 5/8&quot; needle</td><td>Fisher</td><td>14-826AA</td><td>case of 100</td></tr><tr><td>25 G 1 1/2&quot; needle</td><td>Fisher</td><td>14-826-49</td><td>case of 100</td></tr><tr><td>Single-use scalpels w/ #11 blade</td><td>Fisher</td><td>0-8927-5B</td><td>box of 20</td></tr><tr><td>60 ml Syringe</td><td>Fisher</td><td>13-689-8</td><td>case of 40</td></tr><tr><td>~30 inch extension tubing</td><td>Fisher</td><td>14-169-7A</td><td>roll of 50 ft</td></tr><tr><td>Metal stopcock</td><td>Fisher</td><td>01-290-38</td><td>each</td></tr><tr><td>Polypropylene tubing connector w/ tapered ends, 3.2 to 5.5 mm</td><td>Fisher</td><td>15-315-28A</td><td>case of 100</td></tr><tr><td>Yellow pipette tips (1-200 &amp;micro;l)</td><td>Fisher</td><td>02-681-2</td><td>cut off ~15-18 mm of the tip</td></tr><tr><td>Topical surgical adhesive</td><td>Medline</td><td>MSC091076</td><td>case of 36 tubes</td></tr><tr><td>Topical surgical adhesive</td><td>Medline</td><td>MSC091076Z</td><td>box of 6 tubes</td></tr><tr><td>Butterfly stitches (adhesive strips) 1/2&quot; x 4&quot; (6 per pack)</td><td>Moore Medical</td><td>93050</td><td>box/300</td></tr><tr><td>Bandadge, Strip, 3/4 x 3 in.</td><td>Fisher</td><td>19-027-202</td><td>pack of 100</td></tr><tr><td>Adhesive bandage (5 m rolls)</td><td>Fisher</td><td>19-027-768</td><td>case of 36</td></tr><tr><td>1&quot; paper surgical tape</td><td>Fisher</td><td>19-027-761</td><td>case of 12</td></tr><tr><td>Sutures (4-0 reverse cutting, FS2)</td><td>Moore Medical</td><td>82926</td><td>box of 36</td></tr><tr><td>4 x 4 Sterile gauze pads</td><td>Moore Medical</td><td>66949</td><td>pkg/50</td></tr><tr><td>2 x 2 Non-sterile gauze pads</td><td>Moore Medical</td><td>37336</td><td>pkg/200</td></tr><tr><td>3 x 4 Non-adherent pads</td><td>Moore Medical</td><td>74389</td><td>bx/100</td></tr><tr><td>Autoclave bags 3.5 x 9</td><td>Moore Medical</td><td>40390</td><td>box of 200</td></tr><tr><td>Autoclave bags 5.25 x 10</td><td>Moore Medical</td><td>40391</td><td>box of 200</td></tr><tr><td>Autoclave indicator tape</td><td>Moore Medical</td><td>31608</td><td>box of 250</td></tr><tr><td>Lab coats&amp;mdash;small</td><td>Fisher</td><td>23-900-520A&amp;nbsp;</td><td>10/pk</td></tr><tr><td>Lab coats&amp;mdash;medium</td><td>Fisher</td><td>23-900-520B&amp;nbsp;</td><td>10/pk</td></tr><tr><td>Lab coats&amp;mdash;large</td><td>Fisher</td><td>23-900-520C&amp;nbsp;</td><td>10/pk</td></tr><tr><td>Germicidal Disposable Cloth Wipes</td><td>Moore Medical</td><td>62879</td><td>Can/160</td></tr></tbody></table>

human skeletal muscle biopsy procedures using the modified bergstr&#246;m technique

La tecnica di biopsia percutanea consente ai ricercatori e clinici per raccogliere campioni di tessuto muscolare scheletrico. La tecnica è sicura ed altamente efficace. Questo video descrive la tecnica di biopsia percutanea con un ago Bergström modificato per ottenere campioni di tessuto muscolare scheletrico dal vasto laterale di soggetti umani. L&#39;ago Bergström costituito da una cannula esterna con una piccola apertura (&#39;finestra&#39;) sul lato della punta e un trequarti interno con una lama di taglio all&#39;estremità distale. In condizioni asettiche e anestesia locale, l&#39;ago viene fatto avanzare nel muscolo scheletrico attraverso un&#39;incisione nella pelle, tessuto sottocutaneo e fascia. Successivamente, l&#39;aspirazione viene applicata alla trequarti interno, il trequarti esterno è tirato indietro, tessuto muscolare scheletrico viene aspirata nella finestra della cannula esterna con l&#39;aspirazione, e il trequarti interno viene rapidamente chiuso, riducendo così o ritaglio campione di tessuto muscolare scheletrico . L&#39;ago viene ruotato di 90 °60, e un altro taglio è fatta. Questo processo può essere ripetuto tre volte di più. Questa tecnica di taglio multiplo produce tipicamente un campione di 100-200 mg o più in soggetti sani e può essere fatto immediatamente prima, durante e dopo un attacco di esercizio o di altri interventi. A seguito di medicazione post-biopsia del sito di incisione, i soggetti tipicamente riprendere le loro attività quotidiane subito e possano partecipare pienamente vigorosa attività fisica entro 48-72 ore. I soggetti dovrebbero evitare l&#39;esercizio di resistenza pesante per 48 ore per ridurre il rischio di ernia del muscolo attraverso l&#39;incisione della fascia.

La procedura di biopsia muscolare come sopra descritto consente al ricercatore di raccogliere rapidamente e costantemente campioni di tessuto muscolare scheletrico. La resa tipica, soggetti atletici sani è di 200 mg o più in un unico passaggio con 3-4 clips. La procedura dura 15-20 minuti, la maggior parte dei quali viene speso in preparazione per l&#39;incisione. Negli studi esercizio-based, i campioni muscolari sono spesso prese pre e post-esercizio, con uno o due campioni raccolti durante il recupero. Con questo pr...

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Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergstr&#246;m Technique

The purpose of this video is to present the modified Bergstr&#246;m skeletal muscle biopsy technique on human subjects.

Scheletrici Procedure biopsia muscolare dell&#39;uomo con la tecnica Bergström Modificato

The percutaneous biopsy technique enables researchers and clinicians to collect skeletal muscle tissue samples. The technique is safe and highly ...

human-skeletal-muscle-biopsy-procedures-using-modified-bergstrm

Research

JoVE Journal

Medicine

39.8K Views.  Appalacian State University. The purpose of this video is to present the modified Bergström skeletal muscle biopsy technique on human subjects. 

Video: Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergström Technique

Isolation and Quantitative Immunocytochemical Characterization of Primary Myogenic Cells and Fibroblasts from Human Skeletal Muscle

The repair and regeneration of skeletal muscle requires the action of satellite cells, which are the resident muscle stem cells. These can be isolated from human muscle biopsy samples using enzymatic digestion and their myogenic properties studied in culture. Quantitatively, the two main adherent cell types obtained from enzymatic digestion are: (i) the satellite cells (termed myogenic cells or muscle precursor cells), identified initially as CD56+ and later as CD56+/desmin+ cells and (ii) muscle-derived fibroblasts, identified as CD56&#8211; and TE-7+. Fibroblasts proliferate very efficiently in culture and in mixed cell populations these cells may overrun myogenic cells to dominate the culture. The isolation and purification of different cell types from human muscle is thus an important methodological consideration when trying to investigate the innate behavior of either cell type in culture. Here we describe a system of sorting based on the gentle enzymatic digestion of cells using collagenase and dispase followed by magnetic activated cell sorting (MACS) which gives both a high purity (&#62;95% myogenic cells) and good yield (~2.8 x 106 &#177; 8.87 x 105 cells/g tissue after 7 days in vitro) for experiments in culture. This approach is based on incubating the mixed muscle-derived cell population with magnetic microbeads beads conjugated to an antibody against CD56 and then passing cells though a magnetic field. CD56+ cells bound to microbeads are retained by the field whereas CD56&#8211; cells pass unimpeded through the column. Cell suspensions from any stage of the sorting process can be plated and cultured. Following a given intervention, cell morphology, and the expression and localization of proteins including nuclear transcription factors can be quantified using immunofluorescent labeling with specific antibodies and an image processing and analysis package.

The main adherent cell types derived from human muscle are myogenic cells and fibroblasts. Here, cell populations are enriched using magnetic-activated cell sorting based on the CD56 antigen. Subsequent immunolabelling with specific antibodies and use of image analysis techniques allows quantification of cytoplasmic and nuclear characteristics in individual cells.

Isolamento e quantitativa immunocitochimica caratterizzazione di cellule miogeniche primarie e fibroblasti da muscolo scheletrico umano

The repair and regeneration of skeletal muscle requires the action of satellite cells, which are the resident muscle stem cells. These can be isolated ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-meccanico Analisi dei isolata del muscolo scheletrico

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Medicina

X-ray Diffraction of Intact Murine Skeletal Muscle as a Tool for Studying the Structural Basis of Muscle Disease

Transgenic mouse models have been important tools for studying the relationship of genotype to phenotype for human diseases including those of skeletal muscle. Mouse skeletal muscle has been shown to produce high quality X-ray diffraction patterns on third generation synchrotron beamlines providing an opportunity to link changes at the level of the genotype to functional phenotypes in health and disease by determining the structural consequences of genetic changes. We present detailed protocols for preparation of specimens, collecting the X-ray patterns and extracting relevant structural parameters from the X-ray patterns that may help guide experimenters wishing to perform such experiments for themselves.

We present detailed protocols for performing small-angle X-ray diffraction experiments using intact mouse skeletal muscles. With the wide availability of transgenic mouse models for human diseases, this experimental platform can form a useful test bed for elucidating the structural basis of genetic muscle diseases

Diffrazione a raggi X del muscolo scheletrico Murine intatto come strumento per studiare la base strutturale della malattia muscolare

Transgenic mouse models have been important tools for studying the relationship of genotype to phenotype for human diseases including those of skeletal ...

Isolation, Culture, Characterization, and Differentiation of Human Muscle Progenitor Cells from the Skeletal Muscle Biopsy Procedure

The use of primary human tissue and cells is ideal for the investigation of biological and physiological processes such as the skeletal muscle regenerative process. There are recognized challenges to working with human primary adult stem cells, particularly human muscle progenitor cells (hMPCs) derived from skeletal muscle biopsies, including low cell yield from collected tissue and a large degree of donor heterogeneity of growth and death parameters among cultures. While incorporating heterogeneity into experimental design requires a larger sample size to detect significant effects, it also allows us to identify mechanisms that underlie variability in hMPC&#160;expansion capacity, and thus allows us to better understand heterogeneity in skeletal muscle regeneration. Novel mechanisms that distinguish the expansion capacity of cultures have the potential to lead to the development of therapies to improve skeletal muscle regeneration.

We present techniques for isolating, culturing, characterizing, and differentiating human primary muscle progenitor cells (hMPCs) obtained from skeletal muscle biopsy tissue. hMPCs obtained and characterized through these methods can be used to subsequently address research questions related to human myogenesis and skeletal muscle regeneration.

Isolamento, cultura, caratterizzazione e differenziazione delle cellule del progenitore muscolare umano dalla procedura di biopsia muscolare scheletrica

The use of primary human tissue and cells is ideal for the investigation of biological and physiological processes such as the skeletal muscle ...

Performing Human Skeletal Muscle Xenografts in Immunodeficient Mice

Treatment effects observed in animal studies often fail to be recapitulated in clinical trials. While this problem is multifaceted, one reason for this failure is the use of inadequate laboratory models. It is challenging to model complex human diseases in traditional laboratory organisms, but this issue can be circumvented through the study of human xenografts. The surgical method we describe here allows for the creation of human skeletal muscle xenografts, which can be used to model muscle disease and to carry out preclinical therapeutic testing. Under an Institutional Review Board (IRB)-approved protocol, skeletal muscle specimens are acquired from patients and then transplanted into NOD-Rag1null IL2r&gamma;null (NRG) host mice. These mice are ideal hosts for transplantation studies due to their inability to make mature lymphocytes and are thus unable to develop cell-mediated and humoral adaptive immune responses. Host mice are anaesthetized with isoflurane, and the mouse tibialis anterior and extensor digitorum longus muscles are removed. A piece of human muscle is then placed in the empty tibial compartment and sutured to the proximal and distal tendons of the peroneus longus muscle. The xenografted muscle is spontaneously vascularized and innervated by the mouse host, resulting in robustly regenerated human muscle that can serve as a model for preclinical studies.

Complex human diseases can be challenging to model in traditional laboratory model systems. Here, we describe a surgical approach to model human muscle disease through the transplantation of human skeletal muscle biopsies into immunodeficient mice.

Esecuzione di Xenografi muscolari scheletrici umani in topi immunodeficienti

Treatment effects observed in animal studies often fail to be recapitulated in clinical trials. While this problem is multifaceted, one reason for this ...

Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This enables quantifications of ultrastructural aspects such as volume fractions, surface area to volume ratios, morphometry, and physical contact sites of different subcellular structures. In the 1970s, a protocol for enhanced staining of glycogen in cells was developed and paved the way for a string of studies on the subcellular localization of glycogen and glycogen particle size using transmission electron microscopy. While most analyses interpret glycogen as if it is homogeneously distributed within the muscle fibers, providing only a single value (e.g., an average concentration), transmission electron microscopy has revealed that glycogen is stored as discrete glycogen particles located in distinct subcellular compartments. Here, the step-by-step protocol from tissue collection to the quantitative determination of the volume fraction and particle diameter of glycogen in the distinct subcellular compartments of individual skeletal muscle fibers is described. Considerations on how to 1) collect and stain tissue specimens, 2) perform image analyses and data handling, 3) evaluate the precision of estimates, 4) discriminate between muscle fiber types, and 5) methodological pitfalls and limitations are included.

A modified post-fixation procedure increases the contrast of glycogen particles in tissue. This paper provides a step-by-step protocol describing how to handle the tissue, conduct the imaging, and use stereological methods to obtain unbiased and quantitative data on fiber type-specific subcellular glycogen distribution in skeletal muscle.

Quantificazione della distribuzione subcellulare del glicogeno nelle fibre muscolari scheletriche mediante microscopia elettronica a trasmissione

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This ...

Biochimica

Preparation and Respirometric Assessment of Mitochondria Isolated from Skeletal Muscle Tissue Obtained by Percutaneous Needle Biopsy

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining samples of human Vastus lateralis, isolating mitochondria from minimal amounts of skeletal muscle tissue, and plate based respirometric profiling using an extracellular flux (XF) analyzer. Comparison of respirometric profiles obtained using 1.0, 2.5 and 5.0 &#956;g of mitochondria indicate that 1.0 &#956;g is sufficient to measure respiration and that 5.0 &#956;g provides most consistent results based on comparison of standard errors. Western blot analysis of isolated mitochondria for mitochondrial marker COX IV and non-mitochondrial tissue marker GAPDH indicate that there is limited non-mitochondrial contamination using this protocol. The ability to study mitochondrial respirometry in as little as 20 mg of muscle tissue allows users to utilize individual biopsies for multiple study endpoints in clinical research projects.

Methods for biopsy of Vastus lateralis, preparation of purified mitochondria, and respirometric profiling are described. The use of small muscle volume makes this technique suitable for clinical research applications.

Preparazione e respirometrici valutazione dei mitocondri isolati dal tessuto muscolare scheletrico Ottenuto dalla biopsia percutanea

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining ...

MyDoBID- Una nuova tecnica per identificare in modo efficiente i tipi di fibre muscolari

Fiber Type Identification of Human Skeletal Muscle

The technique described here can be used to identify specific myosin heavy chain (MHC) isoforms in segments of individual muscle fibers using dot blotting, hereafter referred to as Myosin heavy chain detection by Dot Blotting for IDentification of muscle fiber type (MyDoBID). This protocol describes the process of freeze-drying human skeletal muscle and isolating segments of single muscle fibers. Using MyDoBID, type I and II fibers are classified with MHCI- and IIa-specific antibodies, respectively. Classified fibers are then combined into fiber type-specific samples for each biopsy.
The total protein in each sample is determined by Sodium Dodecyl-Sulfate Polyacrylamide Gel Electrophoresis (SDS-PAGE) and UV-activated gel technology. The fiber type of samples is validated using western blotting. The importance of performing protein loading normalization to enhance target protein detection across multiple western blots is also described. The benefits of consolidating classified fibers into fiber type-specific samples compared to single-fiber western blots, include sample versatility, increased sample throughput, shorter time investment, and cost-saving measures, all while retaining valuable fiber type-specific information that is frequently overlooked using homogenized muscle samples. The purpose of the protocol is to achieve accurate and efficient identification of type I and type II fibers isolated from freeze-dried human skeletal muscle samples.
These individual fibers are subsequently combined to create type I and type II fiber type-specific samples. Furthermore, the protocol is extended to include the identification of type IIx fibers, using Actin as a marker for fibers that were negative for MHCI and MHCIIa, which are confirmed as IIx fibers by western blotting. Each fiber type-specific sample is then used to quantify the expression of various target proteins using western blotting techniques.

Autore in primo piano: Decifrare i misteri dei tipi di fibre muscolari scheletriche utilizzando la tecnica MyDoBID 

This protocol demonstrates single-fiber isolation from freeze-dried human skeletal muscle and fiber-type classification according to Myosin heavy chain (MHC) isoform using the dot blotting technique. Identified MHC I and II fiber samples can then be further analyzed for fiber type-specific differences in protein expression using western blotting.

Scheletrici Procedure biopsia muscolare dell'uomo con la tecnica Bergström Modificato

Riepilogo

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