私たちは、原稿の重要な読書のために、博士ランディエルキンズ、ロビンKastenmayer、テッドトーリー、ダンパレとToviリーマンに感謝。この作品は、＃2007CB513103、学内研究の部門の学内研究プログラム、アレルギーや国立感染症研究所、国立衛生研究所によって、中国の973国家基礎研究プログラムによってサポートされていました。我々は援助のためにNIAID学内エディタブレンダレイマーシャルに感謝。

無菌技術は、実験結果を混乱させることができるマウスに外因性の感染性病原体の不注意な導入を避けるために動物に投与されるすべての材料に適用する必要があります。 1。血液ステージマラリア原虫を持つ実験用マウスの感染症<ol><li>室温で、交差する冷凍血液ステージマラリア原虫を含む二つのバイアルを解凍。この例では、使用される2つのげっ歯類のマラリア原虫の株は、 マラリアyoelii yoeliiとマラリアyoeliiのnigeriensisです。 </li><li> 22から30ゲージ（G）針と注射器を取り付け、滅菌、医薬品グレードのPBS（pH7.4）を400μLを描く。 </li><li>同じ注射器を使用して、解凍した感染血液100μLを立て、内容が均一に混合されるまで上下シリンジを反転させる。 （オプション：ピペットを注入用注射器に転送する前にコレクションチューブにPBSと感染した血液を転送するために使用されることがあります）。 </li><li>マウスの腹膜に直接溶液を含む寄生虫の200μLを注入する。終了したら、鋭利ビンの注射器を廃棄する。 （また、実験用マウスの維持のための補足資料を参照してください）​​。一般的には、接種の標準サイズは、オリジナルの冷凍材料における寄生虫感染症のレベルに応じて、100〜500μLの間です。 </li><li>つのマウスそれぞれに交差する二つの寄生虫株を注入する。マウスは、顕微鏡的に3〜5日間注射した後に正となる。 parasitemiasは1-5％の間に到達すると、次の手順に進みます。 </li></ol> 2。マウスの混合クローン感染<ol><li>混合クローンの感染前に、（詳細な手順については補足資料を参照してください）​​ギムザ染色した血液を薄める塗抹標本による顕微鏡検査（図3）、および赤血球の密度の測定のためのさまざまな寄生虫株に感染twoドナーマウスから尾部血を採取する。 </li><li>以前取得した寄生虫血と赤血球の密度測定を使用して、生理食塩水（1.5％w / vのクエン酸三ナトリウム二水和物、0.85％（w / v）の塩化ナトリウム）と接種の混合物を生成するために必要なマウスの血液の量を計算します。 </li><li> 100μlの100万件の感染赤血球の最終濃度に寄生虫ソリューションを調整します。 </li><li>混在クローン接種を得るために1:1の比率で2つのドナーから感染した血液を組み合わせる。 2つの親のクローンは、成長率が異なるときは、1:2または1:5の遅い成長している親クローンの親の急成長の割合を調整する。 </li><li>感染していることが、各マウスの腹腔内に混合試料の100μLを注入する。 （注入するマウスの数を決定するために3.9をステップも参照） </li><li>この方法を使用して、単一の親系統とのそれぞれ2つのマウスに感染する。単一クローンの感染は2つの親系統の正常な伝送の決定が可能になります。 </li></ol> 3。摂食蚊<ol><li> 300から500までの成人（男性と女性）ハマダラカ蚊それぞれ、蛹から年齢5〜7日のポスト出現を備えた三ケージを用意します。容器は、プラスチックまたは金属製の蓋で安全な網で覆われている。二つのケージは、親のクローンに供給するためであり、第三ケージは、遺伝的交雑の準備のためです。 </li><li>混在クローン感染後4日以降、感染マウスからギムザ染色した血液を薄めるの尾の塗抹標本を準備する。 </li><li> 1000X倍率で少なくとも50顕微鏡のフィールドを走査することにより顕微鏡下で塗抹標本を調べ、男性と女性のgametocytesが存在するかどうかを決定する。 </li><li>男性と女性のgametocytesは大きな液胞と大型顆粒の存在（図3）に起因する認識です。男性と女性のgametocytesはそれぞれ、ピンクとブルーの細胞質を持っている。 gametocytesが存在する場合は、ステップ3.6に従ってください。 </li><li> gametocytesが存在しない場合は、表示されるまで、毎日監視をしてください。 gametocytesが存在する場合、次の手順を続けます。 </li><li> 33 mg / mLのケタミンのと、それぞれ感染したマウスを（20グラムのマウス体重あたり）麻酔マウスの腹膜にキシラジンの3 mg / mLのを含む麻酔薬のカクテルの50μLを注入する。ケタミンとキシラジンの最終的な投与量はそれぞれ82.5と7.5 mg / kgを、です。 </li><li>マウスは24時間のために砂糖の供給が不足し、蚊が中断することなく30分間供給することを許可されている成人のハマダラカ蚊を含むケージの上に伏せて置きます。 </li><li>標準的な条件下での昆虫館で蚊を維持する（温度を24〜26 ° Cの間で維持される;も研究室蚊の維持のための補助メソッドも参照）。 </li><li>すべての50から100メスの蚊用の感染マウスを使用してください。マウスは、麻酔下にまだある間、給餌後に頚椎脱臼によりすぐにマウスを安楽死させる。 </li></ol> 4。解剖モスキートMidgUTSとカウントオーシスト<ol><li>九日給餌後、蚊は昆虫の中腸におけるオーシストのために調べられます。単クローン感染マウスでの飼料は2つの親系統のgametocytesが感染していることを示している蚊のオーシストの存在。 </li><li>蚊中腸を解剖するために、ケージから徒歩5〜10感染した蚊を収集するための小さな容器に接続されてアスピレーターを使用してください。 </li><li> CO 2ガスを使用して、蚊を麻酔し、氷の上にガラスシャーレに入れ、それらを転送する。オス蚊を分離して捨てる。男性のアンテナは、女性に比べて著しくbushierです。 </li><li> PBSで2つのシリンジを記入し、26ゲージ半インチ（G ½）針とそれらをフィット。スライドグラス上にシリンジからのPBS 100μL程度預金。 </li><li> PBSのドロップに5〜10麻酔メスの蚊を移し、解剖顕微鏡でスライドを配置する。 </li><li>同じ針を使用すると、胸部と後腹部に昆虫を持って、その後、各蚊の羽と足を削除、中腸、白い袋状体、リリースされるまでは離れて身体を引っ張る。腸を切り離し、本体の残りの部分を捨てる。 </li><li>スライドが乾燥している場合腸に多くのPBSを追加。乾燥させる場合腸が退化します。 midgutsにカバースリップを置きます。 </li><li> 100倍の倍率で、光学顕微鏡下でmidgutsを調べます。 （図3）それぞれの中腸でオーシストの数を数える。オーシストはmidgutsの外面上にある厚肉円形の構造物として認識できます。 </li><li>終了したら、注射器、針、そして鋭利ビンのスライド処分する。 </li><li>オーシストはmidgutsに存在しない場合、gametocytesの高い数と感染したマウスで蚊を供給し、より長い餌の時間を与える。温度は、このステップが重要です。温度が24から26℃に設定されていることを確認</li></ol> 5。遠心法による蚊からスポロゾイトを収集<ol><li>次のようにスポロゾイトコレクションチューブを準備します。クリーンな0.5 mLの遠心管の蓋をカットし、燃え上がる19 Gの針を使用してチューブの底に穴（0.1〜0.2ミリメートルの直径）をパンチ。 </li><li>グラスウールとチューブの1 / 3を埋める。 1.5 mLのコレクションチューブ（一管が約100蚊からスポロゾイトを収集するのに十分である）にフィルターチューブを挿入します。 </li><li> 17日目後の給餌では、ケージからアスピレーターを使用して、小さな容器の中に蚊を（ステップ4）を収集。 </li><li>蚊を麻酔するためにCO 2ガスを使用してください。 </li><li>男性蚊から女性を区切ります。容器から氷の上にガラスシャーレに麻酔したメスの蚊を転送します。 </li><li> 26 G ½ PBSで満たされた注射針で2つのシリンジを準備します。スライドグラス上にシリンジからのPBS 100μL程度預金。 </li><li>顕微鏡スライド上に蚊を転送する。解剖顕微鏡下で蚊の頭、翼、脚、腹部を削除します。 </li><li>先の細いピンセットを使用すると、1.5 mLのホモジナイザー（乳鉢と乳棒）の0.5mLのPBS中に胸部を移す。氷の上胸部を保存する（スポロゾイトは2〜3時間感染のまま）。 </li><li> （図3を参照）唾液腺からスポロゾイトを解放するために氷の上胸部をホモジナイズし、ガラスピペットを用いて、ガラスウール（ステップ5.1から5.2）で満たされたチューブにライセートを（ホモジネート）に転送。 </li><li>室温で1000rpmで10〜20秒間遠心します。 </li><li>フロースルー（精製のスポロゾイトの懸濁液）22から30 Gの針と注射器を使用して収集する。 （オプション：ドロップフロースルーを顕微鏡スライド上に、カバーが標準的な光学顕微鏡、400X倍率下でのライブスポロゾイトをスリップし、視覚に配置、また、参照して図3の10〜50μL） </li><li>マウスにスポロゾイトサスペンションのIP 0.1から0.5 mLを注入する（最大200,000寄生虫への単一の蚊から収穫することができる。文献12を参照してください）​​。成功した場合には、動物は注射後72時間を感染します。 </li></ol> 6。限界希釈を用いてクローニング子孫<ol><li>スポロゾイトの注射後の七十二時間、（詳しい手順については補足資料を参照してください）​​薄い血液塗抹標本のギムザ染色後、赤血球の細胞密度の測定のための顕微鏡検査のための別の寄生虫の株に感染twoドナーマウスから尾部血を採取する。 </li><li> 0.1から1パーセントの寄生虫を表示するマウスを選択し、その感染した赤血球は、クローニングプロシージャのためのドナーとして、主に単一の寄生虫が含まれています。マウスは微視的に負の場合、6.1次の日繰り返します。動物は14日以内に感染していない場合、）5にステップ2を繰り返し、ステップ5.11スポロゾイトの存在を決定する。 </li><li> CONを達成するように子牛血清と哺乳類リンゲル液の冷1:1溶液（2.7 mMの塩化カリウム、1.8 mMの塩化カルシウム、154 mMの塩化ナトリウム）で収穫された尾の血を薄める100μLあたり0.6から1に感染した赤血球のセンタリング、そして氷の上に接種して保存する。このように、個々のマウスのほとんどは、1または0の寄生虫のいずれかを受信する必要があります。 </li><li>静脈内投与50から100のマウスのそれぞれの希釈感染血液100μLを注入する。 </li><li> 5〜7日後、ギムザ染色した血液を薄めるの塗抹標本を調べることによって、血液ステージ寄生虫の存在のためのマウスをスクリーニングする。成功した実験で、マウスの20〜50％が感染すると8日目、感染後に0.1から5.0パーセントの寄生虫が表示されます。 </li></ol> 7。遺伝マーカーを用いて後代の特性評価<ol><li>チルド生理クエン酸食塩水、ボルテックスを短時間、及びペレットに室温で3000rpmで3分間遠血液細胞の0.2mLを含んでいる1.5 mLのマイクロ遠心チューブにマウスの尾の血液の20〜40μLを収集する。すぐにDNAを抽出または-80ペレット℃を保つ</li><li>任意の標準的なDNA抽出法を用いて寄生虫のDNAを準備します。 DNAの迅速分離のために、高純度PCRテンプレート調製キット（ロシュダイアグノスティックスバイオサイエンス）を使用します。 </li><li>組換え子孫は、マイクロサテライト（MS）や遺伝的交雑の2つの親系統を区別できる、異なる染色体上の一塩基多型（SNP）を用いて遺伝子型の後に識別されます。 P.のMS遺伝子タイピングのための単一蛍光標識したプライマーを用いて、簡便法yoeliiは、（REF 8,9を参照）を使用することができる。 </li></ol> 8。血液ステージマラリア原虫の凍結保存<ol><li> 50〜10 mLの50から20パーセントの寄生虫血で麻酔マウスから心臓穿刺による感染血液の0.5〜1 mLを収集するには、生理食塩水を冷やした。 </li><li>室温で2000rpmで5分間遠心する。上清を捨てる。 </li><li>血液のペレットにGlycerolyte 57ソリューション（Fenwalの研究所）の滴2倍のボリュームを加え、よく混ぜる。 </li><li>クリオチューブ（試験管当たり0.2から0.5 mL）に懸濁液を移す。 </li><li> -80 ° C（最大1ヶ月）で、または液体窒素で凍結保存した血液を保管してください。 </li></ol> 9。代表的な結果： 成功した実験では、クローン化された行の5〜10％は、独立した組換え子孫になります。 <img src="/files/ftp_upload/2365/2365fig1.jpg" alt="図1" /> 図1。遺伝的交雑の間にライフサイクルと遺伝的組換え現象の概略を表現。遺伝子組換えイベントは、蚊の開発の初期段階で行われる。蚊の中腸の異なる遺伝的背景の&quot;半数体&quot;男性と女性の配偶子の受精に続いて、&quot;二倍&quot;受精卵が形成されています。接合子は、寄生虫のライフサイクルの唯一の二倍のステージを構成し、減数分裂は受精の12時間以内に従っており、蚊や哺乳類のすべての後続の段階では、半数体のまま。結果として得られる受精卵はookinetesとオーシストに開発しています。各オーシストの生育と有糸分裂は、蚊&quot;hemocealに放出されるスポロゾイト、数千を生成します。唾液腺に移行それらのスポロゾイトが肝臓と赤血球の段階の開発が行われる哺乳動物宿主、に送信する立場にあります。赤血球サイクルの過程で、いくつかの寄生虫が成熟したオスとメスgametocytesに分化することができる。これらのgametocytesが伝送を永続させる、別の蚊によって取り込まれる際に寄生虫のライフサイクルは完了です。 <img src="/files/ftp_upload/2365/2365fig2.jpg" alt="図2" /> 図2。マラリア原虫と組換え後代の生産における核遺伝子の継承。遺伝子組換えは、染色体の再集合を介して、またはクロスオーバーのイベントによって生成することができます。ホモ接合性の子孫は、同じ親クローン1または2（AとD）、それぞれの配偶子の間に自殖によって生成。 B）二つの異なる親のクローンを、単独で染色体の再集合によって形成されている組換え核（青い楕円）の配偶子間のクロス受精によって生成されるヘテロ接合子孫。 C）相同染色体の非姉妹染色分体の間に陸橋が形成されている2つの異なる親のクローン、組換え核（赤楕円）の配偶子間のクロス受精から生産ヘテロ接合子孫。 <img src="/files/ftp_upload/2365/2365fig3.jpg" alt="図3" /> 図3。げっ歯類のマラリア原虫yoeliiの形態。 10日目のポストでオーシストを持つA）段リング、B）栄養型、C）シゾント、D）メロゾイト、E）幼若雄生殖母体、F）成熟した雄の生殖母細胞、G）未成熟雌の生殖母体、H）成熟した雌の生殖母体、私は）中腸給餌（矢印で示される成熟したオーシスト、200倍）、J）蚊の唾液腺（100 ×倍率）、K）スポロゾイト（400X倍率）。

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我々はまた、他のげっ歯類malariasの遺伝的交雑の製造に適用可能である齧歯類マラリア原虫yoelii、の遺伝的交雑の生産のための手法を示します。単一の親のクローンを持つマウスの感染は通常、親がクロスを実行する前に、機能的な配偶子の生産で有能であることを保証するために親の寄生虫の転送に成功したことを判断するために実行されます。 蚊を介して転送...

補足資料： <ul><li>実験用マウスのメンテナンス</li><li>実験室蚊のメンテナンス</li><li>染色ギムザで染色薄い血液塗抹標本の顕微鏡検査</li><li>赤血球の細胞密度の測定</li></ul>実験用マウスのメンテナンス 5〜8週齢歳の近交系実験用マウス系統BALB / cの雌は、試験で使用されています。マウスは、フィーダーと水のボトルを装備したワイヤーバー蓋付きの標準のソリッドボトムポリカーボネートケージに収容されています。暗サイクル：マウスは、12：12時間光で一定温度（25 ± 1℃）で維持されています。 （滅菌、ハーラン- Tekladから）マウスは、2018SハーランTekladグローバル19％の蛋白質押出齧歯類の食事を食べに許可され、酸性の飲料水を自由に摂取が付属。動物実験はプロトコルLMVR11E（健康、ベセスダ、メリーランド州の国立研究所）の下でアレルギー感染症研究所における動物実験委員会が定めるガイドラインおよび規則に従って実行されます。 実験室蚊のメンテナンス蚊は、ハマダラカの実験室育ちのコロニーからです。 12：12で、80から95パーセント湿度、大人の温度および湿度調整室（23〜25℃ マラリアyoeliiとマラリアchabaudi用C、および21 to 19 ° マラリアbergheiためのCに保持されているナイロンケージの中で維持される時間の光：明暗サイクル）。大人の蚊は、10％グルコースと2.00％のパラ - アミノ安息香酸（PABA）を補充水溶液を供給している。高品質の大人を取得するには、500幼虫は、炭酸水素ナトリウムの約1 mgに付属の1,000 cm 3のオープン皿に蒸留水1 Lの低密度条件で栽培されています。彼らは蛹の段階へと発展し、新興のための大人の蚊のケージに転送されるまで孵化した後、幼虫はtetramin粉（PETCO）が与えられます。 染色ギムザで染色薄い血液塗抹標本の顕微鏡検査使用してきれいなハサミは、感染したマウスの尾の先端（1.0 mm）をチョキンと切る。きれいな標本スライド上に尾の血の一滴（0.5〜1.0μL）を置きます。マウスは1〜2分で出血を止めるでしょう。標本のスライドに45 °の角度の相対でそれを維持し、血の滴の上にきれいなスプレッダーのスライドを配置し、そして血液がスプレッダーの幅全体に吸着することができます。標本のスライドをホールドし、薄層塗抹標本を生成するために迅速かつ円滑にスプレッダーのスライドを前方に押してください。絶対メタノールにスライドを浸漬し、血液のフィルムは乾燥させて、と。スライドが染色ギムザ（蒸留水で10％ギムザ染色）でそれを覆う前に、もう一度風乾します。室温で10〜15分間血液を薄める膜をインキュベートした後、慎重に水道水でスライドを洗浄して空気を乾燥させる。 1000X倍率（100倍対物レンズ付）と計算寄生虫（RBCはカウント100台iRBCの数）で液浸油と光顕微鏡下で、感染した赤血球（感染した赤血球の形態は図3を参照iRBC）の数を調べます。マラリア原虫の異なる株は、成長率と病原性に変化する。血液ステージparasitaemiasの監視は、血液ステージマラリア原虫の投与量に応じて、注射後24時間行うことができます。 10 7感染RBC腹腔内または静脈内投与10 6感染した赤血球を注射したとき、例えば、マウスは、顕微鏡的に正の24時間になります。 赤血球の細胞密度の測定 parasitaemias、感染マウスの赤血球（RBC）の密度のレベルのような感染の経過を通じて変化する。 RBCの密度は、シングルおよびミックスドクローン感染とクローニング実験の開始前に1〜2時間以内に測定する必要があります。 Cellometerを使用してノイ血球計数器と自動計数（Nexcelomバイオサイエンス）を用いてマニュアルカウント：RBCの密度の測定のための2つの方法があります。両方の方法では、ガラスキャピラリーを用いて、マウスの尾の血の1μL（VWR）を撤回し、PBS 10mLに希釈し、よく混ぜる。ノイバウアーの血球計を使用するには、血球計算盤の上に懸濁液20μLをロードする。 10倍対物レンズと光学顕微鏡で血球計を置きます。血球計算盤は9大の正方形に分割し、グリッドが含まれており、コーナーの4大マスはさらに16の小さな正方形に分割されます。四隅の正方形の16の小さな正方形のそれぞれのセルの合計数をカウントします。バイアスを数えたり、グリッド線に重なるセルをカウントを避けるために、&quot;内&quot;としてセルをカウントし、それが重なっている上または右の線と&quot;アウト&quot;が重なる下部または左の行をした場合。一つの小さな正方形当たりの細胞数を推定し、0.00625（つの小さな正方形の体積は6.25 NLです）で割ります。これは、マイクロリットル当たりの細胞数が得られます（＆ミュー、L）。このデータから、10,000（希釈倍率）を乗じて最終的な赤血球の密度を計算する。空気乾燥し、蒸留水と70％エタノールでカバースリップとカウントチャンバーを洗浄します。また、Cellometerカウントのチャンバースライド上に懸濁液20μLをロードする。 Cellometerスライドチャンバー（リーダー）にスライドを挿入します。 Cellometerソフトウェアを起動し、&quot;赤血球&quot;オプションを選択し、10,000の希釈率を入力します。 RBCの密度を記録します。

protocol for production of a genetic cross of the rodent malaria parasites

抗マラリア薬への応答で、マラリア原虫の病原性の変化は、生物学的および医学的に重要である。リンケージマッピングは4-6 1-3およびヒトのげっ歯類のマラリア原虫の様々な特性の基礎となる遺伝子または遺伝子座の同定に成功につながっている。マラリア原虫yoeliiは野生のアフリカのげっ歯類から分離された多くのマラリアの種の一つであり、実験室で成長するように適応されています。この種は、人間のマラリア原虫の生物学的特性の多くを再現し、そのようなマイクロサテライトや増幅断片長多型（AFLP）マーカーなどの遺伝子マーカーはまた、寄生虫7月9日のために開発されている。従って、げっ歯類のマラリア原虫の遺伝学的研究は、 熱帯熱マラリア原虫の研究を補完するために実行することができます。ここで、我々は、P.の遺伝的交雑を生成するための手法を示します第一博士によって開拓されたyoelii。デビッドWalliker、リチャードカーター、そしてエディンバラ10の大学の同僚。 P.の遺伝的交雑yoeliiと他のげっ歯類のマラリア原虫は、関心の表現型と蚊は4日、感染後に感染したマウスを餌にできるため、異なる2つの遺伝的に異なるクローンのgametocytesを含む接種でマウスのハツカネズミを感染させることによって行われます。マウスの血液中の男性と女性gametocytesの有無を顕微鏡供給する前に確認されている。授乳後48時間以内に、蚊の中腸では、半数体gametocytesは、​​男性と女性の配偶子に分化受精させる、と二倍体の接合子（図1）を形成する。オーキネートへの受精卵の開発中に、減数分裂は11を発生することが表示されます。受精卵は、2つの遺伝的に異なる寄生虫、遺伝的交流（。相同染色体のペアの非姉妹染色分体の間に染色体の再集合し、クロスオーバー、図2）の配偶子間のクロス受精によって派生している場合は、組換えの結果、発生する可能性があります。相同遺伝子座の遺伝物質の。それぞれの接合子は、4倍体の核につながる、二つの連続核分裂を起こす。オーキネートはさらにオーシストに開発しています。オーシストが成熟したら、スポロゾイト（クロスの子孫）の数千人が形成され、蚊のhemocealに放出されています。スポロゾイトが唾液腺から採取し、前赤血球と赤血球ステージの開発が行われる新しいマウス宿主に注入されています。赤血球の形態はクローニングと遺伝子連鎖地図作成の前に親の行を区別する文字に関して分類されます。個々の親のクローンの制御の感染症は、遺伝的交雑の生産と同じ方法で実行されます。

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Protocol for Production of a Genetic Cross of the Rodent Malaria Parasites

げっ歯類のマラリア原虫の遺伝学的交配は蚊に2つの遺伝的に異なる寄生虫を供給することによって実行されます。組換え子孫は、蚊が感染したマウスを噛まないようにできるようにした後、マウスの血液からクローン化されています。このビデオでは、遺伝的交雑を生成する方法を示しています。<em&gt;マラリアyoelii</em&gt;と他のげっ歯類のマラリア原虫に適用可能である。

げっ歯類のマラリア原虫の遺伝的交雑の生産のためのプロトコル

Variation in response to antimalarial drugs and in pathogenicity of malaria parasites is of biologic and medical importance. Linkage mapping has led to ...

protocol-for-production-genetic-cross-rodent-malaria

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

15.1K ビュー.  National Institutes of Health. げっ歯類のマラリア原虫の遺伝学的交配は蚊に2つの遺伝的に異なる寄生虫を供給することによって実行されます。組換え子孫は、蚊が感染したマウスを噛まないようにできるようにした後、マウスの血液からクローン化されています。このビデオでは、遺伝的交雑を生成する方法を示しています。マラリアyoeliiと他のげっ歯類のマラリア原虫?...

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In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most common forms of disease are visceral leishmaniasis (VL) and cutaneous leishmaniasis (CL). Mouse models of leishmaniasis are widely used, but quantification of parasite burdens during murine disease requires mice to be euthanized at various times after infection. Parasite loads are then measured either by microscopy, limiting dilution assay, or qPCR amplification of parasite DNA. The in vivo imaging system (IVIS) has an integrated software package that allows the detection of a bioluminescent signal associated with cells in living organisms. Both to minimize animal usage and to follow infection longitudinally in individuals, in vivo models for imaging Leishmania spp. causing VL or CL were established. Parasites were engineered to express luciferase, and these were introduced into mice either intradermally or intravenously. Quantitative measurements of the luciferase driving bioluminescence of the transgenic Leishmania parasites within the mouse were made using IVIS. Individual mice can be imaged multiple times during longitudinal studies, allowing us to assess the inter-animal variation in the initial experimental parasite inocula, and to assess the multiplication of parasites in mouse tissues. Parasites are detected with high sensitivity in cutaneous locations. Although it is very likely that the signal (photons/second/parasite) is lower in deeper visceral organs than the skin, but quantitative comparisons of signals in superficial versus deep sites have not been done. It is possible that parasite numbers between body sites cannot be directly compared, although parasite loads in the same tissues can be compared between mice. Examples of one visceralizing species (L. infantum chagasi) and one species causing cutaneous leishmaniasis (L. mexicana) are shown. The IVIS procedure can be used for monitoring and analyzing small animal models of a wide variety of Leishmania species causing the different forms of human leishmaniasis.

In vivo Imaging of Transgenic Leishmania Parasites in a Live Host

An in vivo imaging system is used to generate quantitative measurements of murine infection with the Trypanosomatid protozoan Leishmania. This is a non-invasive and non-lethal method for detecting parasites expressing luciferase within many tissues throughout the course of chronic Leishmania spp. infection.

ライブホストのトランスジェニックリーシュマニア原虫のin vivoイメージング

Distinct species of Leishmania, a protozoan parasite of the family Trypanosomatidae, typically cause different human disease manifestations. The most ...

免疫・感染学

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

Mosquitoes are vectors for a number of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites and filarial worms. Laboratories are investigating anti-pathogen components of the innate immune system in disease vector species in the hopes of generating transgenic mosquitoes that are refractory to such pathogens1, 2. The innate immune system of mosquitoes consists of several lines of defense 3. Pathogens that manage to escape the barrier imposed by the epithelium-lined mosquito midgut 4 enter the hemolymph and encounter circulating hemocytes, important cellular components that encapsulate and engulf pathogens 5, 6. Researchers have not found evidence for hematopoietic tissues in mosquitoes and current evidence suggests that the number of hemocytes is fixed at adult emergence and numbers may actually decline as the mosquito ages 7. The ability to properly collect and identify hemocytes from medically important insects is an essential step for studies in cellular immunity. However, the small size of mosquitoes and the limited volume of hemolymph pose a challenge to collecting immune cells. 
Two established methods for collecting mosquito hemocytes include expulsion of hemolymph from a cut proboscis 8, and volume displacement (perfusion), in which saline is injected into the membranous necklike region between the head and thorax (i.e., cervix) and the perfused hemolymph is collected from a torn opening in a distal region of the abdomen 9, 10. These techniques, however, are limited by low recovery of hemocytes and possible contamination by fat body cells, respectively 11. More recently a method referred to as high injection/recovery improved recovery of immunocytes by use of anticoagulant buffers while reducing levels of contaminating scales and internal tissues 11. While that method allows for an improved method of collecting and maintaining hemocytes for primary culture, it entails a number of injection and collecting steps that are not necessary if the downstream goal is to collect, fix and stain hemocytes for diagnostics. Here, we demonstrate our method of collecting mosquito hemolymph that combines the simplicity of perfusion, using anticoagulant buffers in place of saline solution, with the accuracy of high injection techniques to isolate clean preparations of hemocytes in Aedes mosquitoes.

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

A simplified yet accurate method to collect and stain mosquito hemocytes is described. Our method combines the simplicity of perfusion with the accuracy of high injection techniques to isolate clean preparations of hemocytes in Aedes mosquitoes. This method facilitates studies requiring knowledge of the types of hemocytes and their abundance.

黄熱病の蚊から血球を収集し、染色のためのプロトコルネッタイシマカ</em

 Mosquitoes are vectors for a number  of disease-causing pathogens such as the yellow fever virus, malaria parasites  and filarial worms. Laboratories are ...

Quantitative Analyses of all Influenza Type A Viral Hemagglutinins and Neuraminidases using Universal Antibodies in Simple Slot Blot Assays

Hemagglutinin (HA) and neuraminidase (NA) are two surface proteins of influenza viruses which are known to play important roles in the viral life cycle and the induction of protective immune responses1,2. As the main target for neutralizing antibodies, HA is currently used as the influenza vaccine potency marker and is measured by single radial immunodiffusion (SRID)3. However, the dependence of SRID on the availability of the corresponding subtype-specific antisera causes a minimum of 2-3 months delay for the release of every new vaccine. Moreover, despite evidence that NA also induces protective immunity4, the amount of NA in influenza vaccines is not yet standardized due to a lack of appropriate reagents or analytical method5. Thus, simple alternative methods capable of quantifying HA and NA antigens are desirable for rapid release and better quality control of influenza vaccines.
Universally conserved regions in all available influenza A HA and NA sequences were identified by bioinformatics analyses6-7. One sequence (designated as Uni-1) was identified in the only universally conserved epitope of HA, the fusion peptide6, while two conserved sequences were identified in neuraminidases, one close to the enzymatic active site (designated as HCA-2) and the other close to the N-terminus (designated as HCA-3)7. Peptides with these amino acid sequences were synthesized and used to immunize rabbits for the production of antibodies. The antibody against the Uni-1 epitope of HA was able to bind to 13 subtypes of influenza A HA (H1-H13) while the antibodies against the HCA-2 and HCA-3 regions of NA were capable of binding all 9 NA subtypes. All antibodies showed remarkable specificity against the viral sequences as evidenced by the observation that no cross-reactivity to allantoic proteins was detected. These universal antibodies were then used to develop slot blot assays to quantify HA and NA in influenza A vaccines without the need for specific antisera7,8. Vaccine samples were applied onto a PVDF membrane using a slot blot apparatus along with reference standards diluted to various concentrations. For the detection of HA, samples and standard were first diluted in Tris-buffered saline (TBS) containing 4M urea while for the measurement of NA they were diluted in TBS containing 0.01% Zwittergent as these conditions significantly improved the detection sensitivity. Following the detection of the HA and NA antigens by immunoblotting with their respective universal antibodies, signal intensities were quantified by densitometry. Amounts of HA and NA in the vaccines were then calculated using a standard curve established with the signal intensities of the various concentrations of the references used. 
Given that these antibodies bind to universal epitopes in HA or NA, interested investigators could use them as research tools in immunoassays other than the slot blot only.

A simple slot blot method was developed for the quantification of influenza viral hemagglutinin and neuraminidase using universal antibodies targeting their most conserved sequences identified through bioinformatics analyses. This innovative approach may provide a useful alternative to quantitative determination of all viral hemagglutinin and neuraminidase.

すべてのインフルエンザA型の定量的な分析シンプルなスロットブロットアッセイでユニバーサル抗体を用いたウイルスHemagglutininsとノイラミニダーゼ

Hemagglutinin (HA) and neuraminidase (NA) are two surface proteins of influenza viruses which are known to play important roles in the viral life cycle ...

A Simple Chelex Protocol for DNA Extraction from Anopheles spp.

Endemic countries are increasingly adopting molecular tools for efficient typing, identification and surveillance against malaria parasites and vector mosquitoes, as an integral part of their control programs1,2,3,4,5. For sustainable establishment of these accurate approaches in operations research to strengthen malaria control and elimination efforts, simple and affordable methods, with parsimonious reagent and equipment requirements are essential6,7,8. Here we present a simple Chelex-based technique for extracting malaria parasite and vector DNA from field collected mosquito specimens.
We morphologically identified 72 Anopheles gambiae sl. from 156 mosquitoes captured by pyrethrum spray catches in sleeping rooms of households within a 2,000 km2 vicinity of the Malaria Institute at Macha. After dissection to separate the head and thorax from the abdomen for all 72 Anopheles gambiae sl. mosquitoes, the two sections were individually placed in 1.5 ml microcentrifuge tubes and submerged in 20 &mu;l of deionized water. Using a sterile pipette tip, each mosquito section was separately homogenized to a uniform suspension in the deionized water. Of the ensuing homogenate from each mosquito section, 10 &mu;l was retained while the other 10 &mu;l was transferred to a separate autoclaved 1.5 ml tube. The separate aliquots were subjected to DNA extraction by either the simplified Chelex or the standard salting out extraction protocol9,10. The salting out protocol is so-called and widely used because it employs high salt concentrations in lieu of hazardous organic solvents (such as phenol and chloroform) for the protein precipitation step during DNA extraction9.
Extracts were used as templates for PCR amplification using primers targeting arthropod mitochondrial nicotinamide adenine dinucleotide dehydrogenase (NADH) subunit 4 gene (ND4) to check DNA quality11, a PCR for identification of Anopheles gambiae sibling species10 and a nested PCR for typing of Plasmodium falciparum infection12. Comparison using DNA quality (ND4) PCR showed 93% sensitivity and 82% specificity for the Chelex approach relative to the established salting out protocol. Corresponding values of sensitivity and specificity were 100% and 78%, respectively, using sibling species identification PCR and 92% and 80%, respectively for P. falciparum detection PCR. There were no significant differences in proportion of samples giving amplicon signal with the Chelex or the regular salting out protocol across all three PCR applications. The Chelex approach required three simple reagents and 37 min to complete, while the salting out protocol entailed 10 different reagents and 2 hr and 47 min' processing time, including an overnight step. Our results show that the Chelex method is comparable to the existing salting out extraction and can be substituted as a simple and sustainable approach in resource-limited settings where a constant reagent supply chain is often difficult to maintain.

A Simple Chelex Protocol for DNA Extraction from Anopheles spp.

A rapid and affordable way to extract quality malaria parasite and vector DNA from mosquito specimens is described. Capitalizing on chelating properties of Chelex resin, the simple method enables genotyping of malaria parasites in mosquito mid-gut and salivary gland phases, as well as molecular identification of the Anopheles sibling species by PCR.

からのDNA抽出のためのシンプルなChelexプロトコル<em&gt;ハマダラカ</em&gt;属。

Endemic countries are increasingly adopting molecular tools for  efficient typing, identification and surveillance against malaria parasites and  vector ...

Genetic Manipulation in &Delta;ku80 Strains for Functional Genomic Analysis of Toxoplasma gondii

Targeted genetic manipulation using homologous recombination is the method of choice for functional genomic analysis to obtain a detailed view of gene function and phenotype(s). The development of mutant strains with targeted gene deletions, targeted mutations, complemented gene function, and/or tagged genes provides powerful strategies to address gene function, particularly if these genetic manipulations can be efficiently targeted to the gene locus of interest using integration mediated by double cross over homologous recombination.
Due to very high rates of nonhomologous recombination, functional genomic analysis of Toxoplasma gondii has been previously limited by the absence of efficient methods for targeting gene deletions and gene replacements to specific genetic loci. Recently, we abolished the major pathway of nonhomologous recombination in type I and type II strains of T. gondii by deleting the gene encoding the KU80 protein1,2. The &Delta;ku80 strains behave normally during tachyzoite (acute) and bradyzoite (chronic) stages in vitro and in vivo and exhibit essentially a 100% frequency of homologous recombination. The &Delta;ku80 strains make functional genomic studies feasible on the single gene as well as on the genome scale1-4.
Here, we report methods for using type I and type II &Delta;ku80&Delta;hxgprt strains to advance gene targeting approaches in T. gondii. We outline efficient methods for generating gene deletions, gene replacements, and tagged genes by targeted insertion or deletion of the hypoxanthine-xanthine-guanine phosphoribosyltransferase (HXGPRT) selectable marker. The described gene targeting protocol can be used in a variety of ways in &Delta;ku80 strains to advance functional analysis of the parasite genome and to develop single strains that carry multiple targeted genetic manipulations. The application of this genetic method and subsequent phenotypic assays will reveal fundamental and unique aspects of the biology of T. gondii and related significant human pathogens that cause malaria (Plasmodium sp.) and cryptosporidiosis (Cryptosporidium).

Genetic Manipulation in &lt;em&gt;&amp;Delta;ku80&lt;/em&gt; Strains for Functional Genomic Analysis of &lt;em&gt;Toxoplasma gondii&lt;/em&gt;

Here we report a method for using type I and type II &Delta;ku80 strains of Toxoplasma gondii to efficiently generate targeted gene deletions and gene replacements for functional genomic analysis.

の遺伝的操作<em&gt;Δku80</emの機能ゲノム解析のための&gt;株<em&gt;トキソプラズマ</em

Targeted genetic manipulation using homologous recombination is the method of choice for functional genomic analysis to obtain a detailed view of gene ...

Retroviral Transduction of Helper T Cells as a Genetic Approach to Study Mechanisms Controlling their Differentiation and Function

Helper T cell development and function must be tightly regulated to induce an appropriate immune response that eliminates specific pathogens yet prevents autoimmunity. Many approaches involving different model organisms have been utilized to understand the mechanisms controlling helper T cell development and function. However, studies using mouse models have proven to be highly informative due to the availability of genetic, cellular, and biochemical systems. One genetic approach in mice used by many labs involves retroviral transduction of primary helper T cells. This is a powerful approach due to its relative ease, making it accessible to almost any laboratory with basic skills in molecular biology and immunology. Therefore, multiple genes in wild type or mutant forms can readily be tested for function in helper T cells to understand their importance and mechanisms of action. We have optimized this approach and describe here the protocols for production of high titer retroviruses, isolation of primary murine helper T cells, and their transduction by retroviruses and differentiation toward the different helper subsets. Finally, the use of this approach is described in uncovering mechanisms utilized by microRNAs (miRNAs) to regulate pathways controlling helper T cell development and function.

Many experimental systems have been utilized to understand the mechanisms regulating T cell development and function in an immune response. Here a genetic approach using retroviral transduction is described, which is economic, time efficient, and most importantly, highly informative in identifying regulatory pathways.

遺伝的分化を制御するメカニズムを研究するためのアプローチと機能などのヘルパーT細胞のレトロウイルス形質導入

Helper T cell development and function must be tightly regulated to induce an appropriate immune response that eliminates specific pathogens yet prevents ...

A Simple Red Blood Cell Lysis Method for the Establishment of B Lymphoblastoid Cell Lines

A number of methods exist for the transformation of B lymphocytes by the Epstein Barr virus in vitro into immortalized cell lines. We have developed a new method with a powerful and simple strategy for the establishment of B-LCLs, the red blood cell lysis method. This method simplified the PBMC separation procedure with red blood cell removal, and used as little as 0.5 mL of whole blood for establishing EBV-immortalized cell lines, which can proliferate to large cell numbers in a relatively short amount time with a 100% success rate. The method is simple, reliable, time saving, and applicable to treating a large number of the clinical samples.

A simple red blood cell lysis method for establishing B-LCLs was developed with high immortalization efficiency, requiring a small amount of blood and saving time from initiation to cryopreservation.

Bリンパ芽球様細胞株の樹立のためのシンプルな赤血球溶解法

A number of methods exist for the transformation of B lymphocytes by the Epstein Barr virus in vitro into immortalized cell lines. We have developed a new ...

Phenotypic Analysis of Rodent Malaria Parasite Asexual and Sexual Blood Stages and Mosquito Stages

Recent advances in genetics and systems biology technologies have promoted our understanding of the biology of malaria parasites on the molecular level. However, effective malaria parasite targets for vaccine and chemotherapy development are still limited. This is largely due to the unavailability of relevant and practical in vivo infection models for human Plasmodium species, most notably for P.&#160;falciparum and P. vivax. Therefore, rodent malaria species have been extensively used as practical alternative in vivo models for malaria vaccine, drug targeting, immune response, and functional characterization studies of conserved Plasmodiumspp. genes. Indeed, rodent malaria models have proven to be invaluable, especially for exploring mosquito transmission and liver stage biology, and were indispensable for immunological studies. However, there are discrepancies in the methods used to evaluate the phenotypes of transgenic and wild-type asexual and sexual blood-stage parasites.&#160;Examples of these discrepancies are the choice of an intravenous vs. intraperitoneal infection of rodents with blood-stage parasites and the evaluation of male gamete exflagellation. Herein, we detail standardized experimental methods to evaluate the phenotypes of asexual and sexual blood stages in transgenic parasites expressing reporter-gene or wild-type rodent malaria parasite species. We also detail the methods to evaluate the phenotypes of malaria parasite mosquito stages (gametes, ookinetes, oocysts, and sporozoites) inside Anopheles mosquito vectors. These methods are detailed and simplified here for the lethal and non-lethal strains of P. berghei and P. yoelii but can also be applied with some adjustments to P. chabaudi and P. vinckei rodent malaria species.

Due to the striking similarities of the life cycle and biology of rodent malaria parasites to human malaria parasites, rodent malaria models have become indispensable for malaria research. Herein, we standardized some of the most important techniques used in the phenotypic analysis of wild-type and transgenic rodent malaria species.

げっ歯類マラリア寄生虫の現象分析無性および性的血液段階と蚊の段階

Recent advances in genetics and systems biology technologies have promoted our understanding of the biology of malaria parasites on the molecular level. ...

A Novel Feeder-free System for Mass Production of Murine Natural Killer Cells In Vitro

Natural killer (NK) cells belong to the innate immune system and are a first-line anti-cancer immune defense; however, they are suppressed in the tumor microenvironment and the underlying mechanism is still largely unknown. The lack of a consistent and reliable source of NK cells limits the research progress of NK cell immunity. Here, we report an in vitro system that can provide high quality and quantity of bone marrow-derived murine NK cells under a feeder-free condition. More importantly, we also demonstrate that siRNA-mediated gene silencing successfully inhibits the E4bp4-dependent NK cell maturation by using this system. Thus, this novel in vitro NK cell differentiating system is a biomaterial solution for immunity research.

A Novel Feeder-free System for Mass Production of Murine Natural Killer Cells In Vitro

Here, we present a protocol to mass-produce gene-silencing murine NK cells by using a feeder-free differentiation system for mechanistic study in vitro and in vivo.

生体外でマウスのナチュラル キラー細胞の大量生産のため新規無料の送り装置システム

Natural killer (NK) cells belong to the innate immune system and are a first-line anti-cancer immune defense; however, they are suppressed in the tumor ...

Quantification of Intracellular Growth Inside Macrophages is a Fast and Reliable Method for Assessing the Virulence of Leishmania Parasites

The lifecycle of Leishmania, the causative agent of leishmaniasis, alternates between promastigote and amastigote stages inside the insect and vertebrate hosts, respectively. While pathogenic symptoms of leishmaniasis can vary widely, from benign cutaneous lesions to highly fatal visceral disease forms depending on the infective species, all Leishmania species reside inside host macrophages during the vertebrate stage of their lifecycle. Leishmania infectivity is therefore directly related to its ability to invade, survive and replicate within parasitophorous vacuoles (PVs) inside macrophages. Thus, assessing the parasite&#39;s ability to replicate intracellularly serves as a dependable method for determining virulence. Studying leishmaniasis development using animal models is time-consuming, tedious and often difficult, particularly with the pathogenically important visceral forms. We describe here a methodology to follow the intracellular development of Leishmania in bone marrow-derived macrophages (BMMs). Intracellular parasite numbers are determined at 24 h intervals for 72 - 96 h following infection. This method allows for a reliable determination of the effects of various genetic factors on Leishmania virulence. As an example, we show how a single allele deletion of the Leishmania Mitochondrial Iron Transporter gene (LMIT1) impairs the ability of the Leishmania amazonensis mutant strain LMIT1/&#916;Lmit1 to grow inside BMMs, reflecting a drastic reduction in virulence compared to wild-type. This assay also allows precise control of experimental conditions, which can be individually manipulated to analyze the influence of various factors (nutrients, reactive oxygen species, etc.) on the host-pathogen interaction. Therefore, the appropriate execution and quantification of BMM infection studies provide a non-invasive, rapid, economical, safe and reliable alternative to conventional animal model studies.

Quantification of Intracellular Growth Inside Macrophages is a Fast and Reliable Method for Assessing the Virulence of Leishmania Parasites

All pathogenic Leishmania species reside and replicate inside macrophages of their vertebrate hosts. Here, we present a protocol to infect murine bone marrow-derived macrophages in culture with Leishmania, followed by precise quantification of intracellular growth kinetics. This method is useful for studying individual factors influencing host-pathogen interaction and Leishmania virulence.

細胞内マクロファージの内部成長の定量化は高速とリーシュ マニア原虫の病原性を評価するための信頼性の高い方法です。

The lifecycle of Leishmania, the causative agent of leishmaniasis, alternates between promastigote and amastigote stages inside the insect and vertebrate ...