この研究は、健康補助金R01HL086939（NCC）の国立研究所によってサポートされていました。

このプロトコルでは、以前に拍動性の肺血管圧 - 流量の関係（Tuchscherer、ウェブスター、＆チェスラー、2006肺塞栓症と慢性的な低酸素の影響を定量化するために使用されている隔離された、換気、灌流マウスの肺の準備を示しています。Tuchschererら、2007）。簡単に言うと、マウスの肺は、外科的に加熱されたチャンバー内に設置、周囲の組織から単離された（IL - 1、ハーバード装置、ホリストン、MA）されていると換気（換気制御モジュール（VCM）- Rタイマカウンタモジュール（TCM）と、ハーバード装置）。肺血管系は、定常流波形または高頻度振動ポンプ（ボーズエレクトロフォース、エデンを生成するためにシリンジポンプ（コール - パーマー、バーノンヒルズ、イリノイ州）を使用して、3.5％フィコールで加熱されたRPMI 1640細胞培養培地を灌流され拍動性の肺血流波形を作成するには、シリンジポンプと並列にプレーリー、ミネソタ州）。圧力変換器（P75、ハーバード大学の装置）は瞬時肺動脈圧（PAP）と左心房圧（LAP）を測定する。瞬時流量（Q）はインライン流量計（遷音速システムズ、（株）、イサカ、ニューヨーク州）で測定されます。脈動圧力流量の関係は、肺血管の生理学および病理学と右心室の後負荷への洞察を提供するこれらの測定値から導出されています。 1。設備： <ol><li>セットアップマウスの人工呼吸器を含む絶縁型肺</li><li> LabViewのプログラムとデータ収集システムとコンピュータ</li><li>灌流液の流れの2つの圧力変換器と流量計</li><li>気道のフロー用圧力トランスデューサーと流量計（pnemotachometer） </li><li>勝利のテストプログラムと、高頻度振動ポンプとコンピュータ</li><li>ブーム/ズーム顕微鏡、ランプ</li><li> IL - 1システム用高出力ポンプと熱浴</li></ol> 2。 IL - 1システムの準備<ol><li> ℃の加熱浴で37に加熱蒸留水は、IL - 1システムの内部に循環される。 </li><li>すべてのポンプ、トランスデューサ及びIL - 1カニューレは、清潔なチューブを介して接続されていると、すべてのチューブを37に加熱蒸留水℃でフラッシュされます肺と原因の浮腫に旅行ができる空気の気泡が、、削除する必要があります。振動流ポンプからの流量センサーへと流量センサからの肺動脈カニューレのチューブを1％PBSでフラッシュされます。 </li><li> P75圧力トランスデューサは、カニューレにバルブを閉じて大気にバルブを開き、[PLUGSYSアンプで自動ゼロボタンを押すことによってゼロにされます。その後、大気にバルブが閉じられ、カニューレにバルブが開かれる。 </li><li> IL - 1システムの換気経路のセラミック多孔質部分は湿気を提供するために湿らされています。 </li></ol> 3。ソリューション<ol><li>ボリュームはFicoll - RPMI液および滅菌フィルターメディアで3.5％を準備する。メディアをフィルタリングすると、誤って肺に塞栓可能性がない大きな粒子がないことを確認します。滅菌メディアを使用すると、肺に発展突然浮腫の可能性を減らすことができます。各実験試行のためのRPMIで手術一60mlのシリンジ用RPMIで1つの10 mlの注射器を埋める。 37℃の水浴中で灌流液を加熱する。 </li><li>マウスのヘパリン500IU/100g体重（おおよそ）の1mlを準備する。ヘパリン塩は158IU/mgている。 〜25 gのマウスの場合は、小さなマイクロ遠心チューブに1ミリリットルPBS溶液で1.25mg/kgのヘパリン塩を混ぜる。 </li></ol> 4。換気マウス<ol><li>マウスへのキログラム当たりの溶液中でのペントバルビタール150mgの腹腔内注射した後、足にハードピンチを実行することにより、深い麻酔を確認してください。何の反応がない場合は、安定性のためにコルクボードに、その前足を固定することによって、手術のためにマウスを準備する。注：実験麻酔の深さを通しては慎重に動物を観察することによって監視されます。前足と頻繁に切開のピンが侵害刺激として機能する、への応答の欠如は、動物が麻酔の外科的平面に残っていることを確認します。 </li><li>毛皮の下にウェットと首の皮膚をつかむためにまっすぐに鉗子を使用するために95％アルコールで胸にスプレーします。まっすぐはさみを使って皮膚に開いて1cmを切る。 </li><li>首の内側が露出されると、食道と気管を探して、すべての白腺組織と表面的な筋肉を取り除く。両側と後方での​​組織から食道と気管を分離します。 </li><li>気管の下に小さな曲がりの鉗子を挿入し、反対側の縫合糸の一部をつかむ。気管の下に縫合糸を引いて、緩やかな外科医の結び目を作る。縫合糸を締めたり、結び方をしないでください。 </li><li>小さなハサミと気管の小さな角度&quot;v&quot;をカット。気管を介してすべての道をカットしないでください。加熱されたIL - 1システムにコルクのボードとマウスを動かします。 two鈍鉗子を使用して、気管カニューレと&quot;V&quot;下気管をつかむ。その後、気管切開術を施すに気管カニューレをスライドさせ&quot;V&quot;開口部から個。気管周囲縫合と気管の内部にカニューレを確保するために気管カニューレを締めます。結び目を作る。 </li><li>部屋の空気を換気（50％のインスピレーション、深いインスピレーションと90呼吸/分に、）を開始。 </li></ol> 5。通気性のよいマウスを灌流 5.1。ヘパリンを注入するために右心室にアクセス<ol><li>再びアルコールスプレーは、マウスの胸の毛皮を再度湿らせる。ストレートピンセットストレートはさみを使用して肋骨上の胸の皮膚のすべてを削除します。胸骨に沿って上向きにカット。各側面の皮膚を持ち上げ、下部肋骨の行の次の皮膚をカット。 </li><li>ピンセットで胸骨の一番下にある剣状突起をつかみ、まっすぐにハサミを使って横隔膜に穴を開ける。ピンセットでダイアフラムを取得し、肋骨からそれを切り取る。 </li><li>肺を切らないように注意しながら、ピンセット（左手）で再び剣状突起を把握し、胸骨を切断するためにボールチップ、角度のハサミを使用し、リブを介して、心臓や血管は、（上でボールチップを使用してくださいあなたを導くた​​めにはさみ）。そこに血なりますが、限りハサミの刃先を胸骨に反しているとして、心臓や肺がカットされることはありません。 </li><li>左側の肋骨をつかみ、心を公開するなど、多くの肋骨の必要に応じてを切り取る。徐々に0.1mlのヘパリン溶液を用いて右心室に注入する。このステップでは、内皮細胞を損傷し、血流が低下する傾向があるから肺に血液凝固を防止することが重要です。心臓がまだ鼓動している間ヘパリンを注入する必要があります。 </li></ol> 5.2。主肺動脈をカニューレを挿入する<ol><li>静かに肋骨の壁から肺をプッシュするバック（丸い）鉗子の先端を使ってリブの残りの部分（左側と右側）を切り取る。肺グラブ自体は繊細な組織を損傷します。はさみのヒントと肺組織の間で偶発的な接触でもダメージの原因となります。 </li><li>肺上の所定の位置に顕微鏡を移動します。心臓の上に腺と脂肪組織を切り取る。動脈と静脈からそれを引き離し、組織が緊張している間その後、春のはさみでカットしてピンセットを使用してください。 </li><li>ピンセットの別の鈍セット、アトリウム/大動脈と肺動脈（PA）の下にピンセットの先端を得るために心室、左の下に心臓の上から右から左にスクープを使用する。慎重に - そこにこれを行うことがピンセットに抵抗すべきではない。鈍ピンセットを使用すると、誤って肺動脈や大動脈に穴を開けるの可能性を減らすことができます。 </li><li>ピンセットの先端が大動脈とPAの下になると、縫合糸の一部を取得し、乗り越える。緩やかな外科医の結び目を作る。縫合糸を締めたり、結び方をしないでください。 </li><li>オプション：ボディの下半分を削除するには、角度のハサミを使用する。肋骨と背骨を通して伐採​​、大動脈を切断し、下大静脈は流れに血液が大量に発生します - 忠実な流れにQ -ティップを使用する。廃棄用の袋に入れ。 </li><li> RPMIの10mlの注射器から4mlで首相PAカニューレ。すべてのチューブは、空気の泡がないことを再確認してください。蒸留水または泡と肺の血流は浮腫になります。 </li><li>右室自由壁に小さなノッチをカットし、PAカニューレを挿入し、ダウンを目指して右へ。カニューレの先端は、PAの透明な壁を透けて見えるはずです。あなたの場所を確認するために、RPMIの少量を吹き込む。カニューレ、大動脈およびPA周りの縫合糸を締めて、結び目を作る。左心房がカニューレを挿入されるまで、実際の灌流を開始する必要がないので、この時点では、大動脈もオフ結びついていることに注意してください。 </li></ol> 5.3。左心房のカニューレを挿入する<ol><li>左心室の下部にノッチをカットし、不活性、左心房（LA）カニューレ、上方を目指す。わずかな圧力がこの方向での僧帽弁を開くことが必要になる場合があります。正しい場所では、カニューレの先端はすり抜けるし、縫合することなく安全である。 </li></ol> 5.4。血流を始める<ol><li> RMPIが流出チューブ（クリアPBSとは対照的にピンクっぽい色）で明らかになるまで、手動で毎分0.3ミリリットルで10 mlのシリンジからRPMIを吹き込む。流出管、再位置LAカニューレ内に流れがない場合。は流出が再ポジショニングを得られない場合、肺動脈の漏れを確認してください。肺動脈の漏れや涙を修復できません、これは実験の中止の原因です。 </li><li> IL - 1システムを介してPAカニューレに60mlのシリンジを接続し、RPMIが肺に血液を交換していることを示している、漏れをチェックし、肺が白くなることを確認し、潅流液1ml/min注入を開始します。 2分間遅い流れで灌流。 </li></ol> 6。拍動と着実な肺動脈圧 - 流量の関係を測定<ol><li>拍動流の研究については、最初は振動ポンプのピストンの変位を設定する以前の実験に基づいて、ウインテストプログラム内の各周波数での希望のレベル。肺の構造と力学に起因する変動、変位は、それぞれのマウスに合わせて調整する必要があります。希望のレベルに定常流を設定します。振動ポンプへのバルブを開き、右側の振動流のプロファイル（ウインテストプログラム）を実行する前に、記録データを起動します。データファイルを開いて、Excelで実験的な流れ（Q）をプロットします。 Q maxとQ minは、必要に応じているように、各周波数で振動ポンプのピストンの変位を調整する（ウインテストプログラム）。 </li><li>定常流試験のために、振動ポンプのバルブを閉じてください。このバルブが開いたままになっている場合、振動ポンプは別の流量から変更を湿し、コンデンサとして機能します。各流量でまたはPAの圧力になるまで少なくとも10秒間データを収集するには、5％以上変化しません。 </li><li>拍動性または定常流の測定、データ収集前に一定の圧力で古い換気のいずれかの。すぐにデータ収集後に換気を再開する。 </li><li>気道チューブのRPMIを監視、これが浮腫の証拠であり、実験の中止の原因です。また、それはトランスデューサーが破損しますので、RPMIは気道内圧やフローセンサーに到達させてください。 </li></ol> 7。代表的な結果： 代表的な着実な成果： 孤立肺に実験を設定する独立だけでなく、肺血流量Qだけでなく、気道圧P 空気と左心房圧のLAPを制御する能力を持っています。 Q、P、空気とLAPは、肺血管系と、その結果肺動脈圧PAPに影響を与えるので、これは有利で ​​ある。もう一つの利点は、得られた結果は、交感神経系のトーン1、ボリュームのステータス、および麻酔2の独立であるということです。 固定Pの空気と、固定または可変LAPのためのQの階段状の変化によるPAPの変化を図1に示されています。分離された肺の準備に、LAPのカニューレは、通常、廃棄用容器に灌流液を導く配管に接続されていることに注意してください。代わりにこのチューブを使用すると、LAPは、ポアズイユ流に起因するQ上で直線的に依存しています。しかし、コンセントおよび廃棄物の容器の高さを手動で定数、非ゼロLAPまたはチューブを提供するように調整することができますQ.独立しているゼロLAPを許可するように削除することができます代表的な拍動の結果： 任意の拍動流の波形はこのシステムを使用して生成することができますが、我々は、通常はフォームの流れで、f = 1、2、5、10、15および20 Hzの周波数で、Q = 3 + 2罪（2 FπT）ml /分を生成する肺血管系（：上部パネル図2）の線形化インピーダンスを評価する。結果としてPAP、LAPとQの測定値から、肺血管インピーダンスの大きさ（Z）と位相（θ）は最初のシリーズの中にそれぞれ課された正弦波流量の周波数でΔP= PAP - LAPとQの1つの完全な正弦波サイクルを分解して計算されますフーリエ変換を用いて正弦波の高調波。圧の比は収量を変換肺vascualarインピーダンス、PVZ = FFT（ΔP）/大きさZと位相θを持つFFT（Q）を、流れるように変換。入力インピーダンスZ 0、特性インピーダンスZ、C、および波反射R Wのインデックスは、インピーダンスの大きさから計算されます。特に、Z 0はすべての周波数にわたって、Z、Cが最初に最小値（5 Hz）と20Hzの間にZの平均値として計算される平均、およびR Wが計算される0番目の高調波（F = 0 Hz）でZから計算されるとして（Z 0 - Z C）/（Z 0 + Z C）3。 <img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig1.jpg" alt="図1" /> 図1定常流波形（上段）と、その結果圧力（2行目：PAP、P 空気 、LAP）。LAPとPの空気の異なる組み合わせと時間の関数として。流出管が所定の位置にあったので、一番下の行はPAP対Q.において（）と（B）、QとLAPの増加と減少を示しています。このチューブは、そのLAPには定数とQ.独 ​​立しているので、（C）（D）とLAPは高いが、Q. P 空気の独立になるように（E）アウトレットチューブの高さを手動で調整したが、いずれかであったため削除されました吸気終末（A、C、D）または呼気終末（B、E）圧力。 <img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig2.jpg" alt="図2" /> 図2拍動流波形Q（上部パネル）と、その結果圧力（底部パネル：PAP、LAPおよびP 空気 ）。時間の関数として。これらの拍動性の肺動脈圧 - 流量の関係から、PVZは総右心室の後負荷を反映して、計算することができます。

<ol>
	<li>Pace, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+control+of+pulmonary+vascular+impedance+in+anesthetized+dogs.">Sympathetic control of pulmonary vascular impedance in anesthetized dogs.</a> Circ Res. 29, 555-568 (1971).</li><li>Ewalenko, P., Stefanidis, C., Holoye, A., Brimioulle, S., Naeije, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+vascular+impedance+vs.+resistance+in+hypoxic+and+hyperoxic+dogs:+effects+of+propofol+and+isoflurane.">Pulmonary vascular impedance vs. resistance in hypoxic and hyperoxic dogs: effects of propofol and isoflurane.</a> J Appl Physiol. 74, 2188-2193 (1993).</li><li>Nichols, W. W., O'Rourke, M. F., Hartley, C., McDonald, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> McDonald's blood flow in arteries : theoretical, experimental, and clinical principles. , (2005).</li><li>Tuchscherer, H. A., Webster, E. B., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+Vascular+Resistance+and+Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs:+Effects+of+Pulmonary+Emboli.">Pulmonary Vascular Resistance and Impedance in Isolated Mouse Lungs: Effects of Pulmonary Emboli.</a> Annals of Biomedical Engineering. 34, 660-668 (2006).</li><li>Tuchscherer, H. A., Vanderpool, R. R., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+vascular+remodeling+in+isolated+mouse+lungs:+Effects+on+pulsatile+pressure-flow+relationships.">Pulmonary vascular remodeling in isolated mouse lungs: Effects on pulsatile pressure-flow relationships.</a> Journal of Biomechanics. 40, 993-1001 (2007).</li><li>Vanderpool, R., Naeije, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs+for+the+Determination+of+Site+of+Action+of+Vasoactive+Agents+and+Disease.">Impedance in Isolated Mouse Lungs for the Determination of Site of Action of Vasoactive Agents and Disease.</a> Ann Biomed Eng. , (2010).</li><li>Vanderpool, R., Kim, A., Molthen, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+rho+kinase+inhibition+on+chronic+hypoxia-induced+changes+in+proximal+and+distal+pulmonary+arterial+structure+and+function.">Effects of acute rho kinase inhibition on chronic hypoxia-induced changes in proximal and distal pulmonary arterial structure and function.</a> Journal of Applied Physiology. , (2010).</li><li>El-Bizri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smooth+muscle+protein+22alpha-mediated+patchy+deletion+of+Bmpr1a+impairs+cardiac+contractility+but+protects+against+pulmonary+vascular+remodeling.">Smooth muscle protein 22alpha-mediated patchy deletion of Bmpr1a impairs cardiac contractility but protects against pulmonary vascular remodeling.</a> Circ Res. 102, 380-388 (2008).</li><li>Champion, H., Michelakis, E., Hassoun, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+invasive+and+noninvasive+approach+to+the+right+ventricle-pulmonary+circulation+unit:+state+of+the+art+and+clinical+and+research+implications.">Comprehensive invasive and noninvasive approach to the right ventricle-pulmonary circulation unit: state of the art and clinical and research implications.</a> Circulation. 120, 992-1007 (2009).</li><li>Gan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasively+assessed+pulmonary+artery+stiffness+predicts+mortality+in+pulmonary+arterial+hypertension.">Noninvasively assessed pulmonary artery stiffness predicts mortality in pulmonary arterial hypertension.</a> Chest. 132, 1906-1912 (2007).</li><li>Mahapatra, S., Nishimura, R., Sorajja, P., Cha, S., McGoon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+pulmonary+arterial+capacitance+and+mortality+in+idiopathic+pulmonary+arterial+hypertension.">Relationship of pulmonary arterial capacitance and mortality in idiopathic pulmonary arterial hypertension.</a> J Am Coll Cardiol. 47, 799-803 (2006).</li><li>Bogaard, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+pulmonary+artery+pressure+elevation+is+insufficient+to+explain+right+heart+failure.">Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure.</a> Circulation. 120, 1951-1960 (2009).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

手術の重要なステップそれは、肺から肋骨を切断するときには注意されていることが不可欠です。肺が完全に露出し、奔放インフレ時に周辺組織ではなく、分離の過程で損傷がないことをする必要があります。カットするはさみのための明確なパスが存在するように鉗子のバックエンドのような平らなオブジェクトの使用は、離れて胸壁から肺を保持するために使用するこ...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>1 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>14-829-10F</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>14-823-2A </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>60 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>13-689-8 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RPMI with GLN 6/PK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>MT10040CV </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Bottle Top Filters</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>09-761-57</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ficoll PM 70</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>F2878-100g</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heparin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Y27632</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>Y0503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Angled Ball Iris scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14109-09</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vannas Spring Scissors - 4mm Blades</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>15018-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine Iris Scissors - straight</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14106-09</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont #5/45 Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11251-35</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont Medical Biology Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11254-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lauda E100 ECO-line 003 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>Comparable to Lauda-Brinkmann E-103, 62400-922</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IL-1 Isolated perfused mouse lung system </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus </td>
<td>739904 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS Module</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>730020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>TS410 Flow Modules</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Transonic </td>
<td>TS410</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ME 4 PXN Precision PXN Inline Flowsensors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Transonic</td>
<td>ME 4 PXN</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cole-Parmer Multi-Syringe Pumps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cole-Parmer </td>
<td>EW-74900-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Nembutal 50MG/ML 20ML Vial</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Amatheon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

characterization of the isolated, ventilated, and instrumented mouse lung perfused with pulsatile flow

孤立は、換気と、インストルメントマウスの肺の準備は着実と拍動性の肺血管圧 - 流量の関係は肺動脈流速、流量波形、気道内圧と左心房圧を個別にコントロールして測定することができます。肺血管抵抗は、マルチポイント、安定した圧力 - 流量曲線に基づいて算出され、肺血管のインピーダンスは周波数の範囲で得られた脈動圧力 - 流量曲線から計算されます。現在臨床的に認識されるので、特に肺循環では、無視できない血管コンプライアンスの影響を、含んでいるので、インピーダンスは抵抗よりも右心室の後負荷の優れた指標です。インピーダンスの3つの重要なメトリクス-ゼロヘルツインピーダンスZ 0、特性インピーダンスZ、C、および波反射R Wの指数は-フロー、近位動脈の剛性と上下流インピーダンスで使用可能な遠位動脈の断面積への洞察を提供ミスマッチ、それぞれ。隔離された、換気と灌流肺で得られたすべての結果は、交感神経系のトーン、ボリュームの状態と麻酔の効果とは無関係です。私たちは、抵抗とインピーダンスに肺塞栓および慢性の低酸素の影響を定量化するためにこのテクニックを使用している、とZ、Cの圧力依存性を用いて血管作用剤と疾患の作用部位（すなわち、近位対遠位）を区別する。さらに、これらの技術は、マウスの遺伝子組み換え株の肺で使用されるときに、肺血管の構造と機能に関する分子レベルの欠陥の影響を決定することができます。

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Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow

次のプロトコルは、換気を分離し、右心室の後負荷に対する血流、気流、気道の変化や血管の変化の影響を定量化するために着実または拍動肺血管圧 - 流量の関係を測定するためにマウスの肺をインストルメントのプロセスを概説します。

絶縁型、ベンチレーテッド、および計装のマウス肺の特性評価は、拍動流を灌流

The isolated, ventilated and instrumented mouse lung preparation allows steady and pulsatile pulmonary vascular pressure-flow relationships to be measured ...

characterization-isolated-ventilated-instrumented-mouse-lung-perfused

Research

JoVE Journal

Biology

16.1K ビュー.  University of Wisconsin – Madison. 次のプロトコルは、換気を分離し、右心室の後負荷に対する血流、気流、気道の変化や血管の変化の影響を定量化するために着実または拍動肺血管圧 - 流量の関係を測定するためにマウスの肺をインストルメントのプロセスを概説します。

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Flow Cytometry Purification of Mouse Meiotic Cells

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the unique differentiation programs that are manifest during meiosis. Two principal methods have been developed to purify, to varying degrees, various meiotic fractions from both adult and immature animals: elutriation or Staput (sedimentation) using BSA and/or percoll gradients. Both of these methods rely on cell size and density to separate meiotic cells1-5. Overall, except for few cell populations6, these protocols fail to yield sufficient purity of the numerous meiotic cell populations that are necessary for detailed molecular analyses. Moreover, with such methods usually one type of meiotic cells can be purified at a given time, which adds an extra level of complexity regarding the reproducibility and homogeneity when comparing meiotic cell samples.
Here, we describe a refined method that allows one to easily visualize, identify, and purify meiotic cells, from germ cells to round spermatids, using FACS combined with Hoechst 33342 staining7,8. This method provides an overall snapshot of the entire meiotic process and allows one to highly purify viable cells from most stage of meiosis. These purified cells can then be analyzed in detail for molecular changes that accompany progression through meiosis, for example changes in gene expression9,10and the dynamics of nucleosome occupancy at hotspots of meiotic recombination11.

An efficient method to obtain highly purified viable meiotic fractions from mouse testis is described, which combines a refined cell dissociation protocol with fluorescent activated cell sorting (FACS). This method takes advantage of differences in the DNA content and nuclear density of discrete meiotic fractions.

マウス減数分裂細胞のフローサイトメトリーの精製

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the ...

生物学

Micro-Mechanical Characterization of Lung Tissue Using Atomic Force Microscopy

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3. On the macro scale the stiffness of tissues and organs within the human body span several orders of magnitude4. Much less is known about how stiffness varies spatially within tissues, and what the scope and spatial scale of stiffness changes are in disease processes that result in tissue remodeling. To better understand how changes in matrix stiffness contribute to cellular physiology in health and disease, measurements of tissue stiffness obtained at a spatial scale relevant to resident cells are needed. This is particularly true for the lung, a highly compliant and elastic tissue in which matrix remodeling is a prominent feature in diseases such as asthma, emphysema, hypertension and fibrosis. To characterize the local mechanical environment of lung parenchyma at a spatial scale relevant to resident cells, we have developed methods to directly measure the local elastic properties of fresh murine lung tissue using atomic force microscopy (AFM) microindentation. With appropriate choice of AFM indentor, cantilever, and indentation depth, these methods allow measurements of local tissue shear modulus in parallel with phase contrast and fluorescence imaging of the region of interest. Systematic sampling of tissue strips provides maps of tissue mechanical properties that reveal local spatial variations in shear modulus. Correlations between mechanical properties and underlying anatomical and pathological features illustrate how stiffness varies with matrix deposition in fibrosis. These methods can be extended to other soft tissues and disease processes to reveal how local tissue mechanical properties vary across space and disease progression.

The stiffness of the extracellular matrix strongly influences multiple behaviors of adherent cells. Matrix stiffness varies spatially throughout a tissue, and undergoes modification in various disease conditions. Here we develop methods to characterize spatial variations in stiffness in normal and fibrotic mouse lung tissue using atomic force microscopy microindentation.

原子間力顕微鏡を用いた肺組織のマイクロメカニカル特性

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3.  On the macro scale the stiffness of tissues and organs ...

Isolation &#38; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor formation. Taken together these studies suggest that resident lung MSC play a role during pulmonary tissue homeostasis, injury and repair during diseases such as pulmonary fibrosis (PF) and arterial hypertension (PAH). Here we describe a technology to define a population of resident lung MSC. The definition of this population in vivo pulmonary tissue using a define set of markers facilitates the repeated isolation of a well-characterized stem cell population by flow cytometry and the study of a specific cell type and function.

Isolation &amp; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

In this article we demonstrate the isolation of murine resident lung mesenchymal stem cells (lung MSC), their expansion, characterization and analysis of immunomodulatory properties.

ヘキストの分離および特性評価低 CD45負マウス肺間葉系幹細胞

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

人工多能性幹細胞に由来するマウスの作製

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with real time imaging, it becomes feasible to determine permeability changes in individual pulmonary microvessels. Herein we describe steps to isolate rat lungs and perfuse them with autologous blood. Then, we outline steps to infuse fluorophores or agents via a microcatheter into a small lung region. Using these procedures described, we determined permeability increases in rat lung microvessels in response to infusions of bacterial lipopolysaccharide. The data revealed that lipopolysaccharide increased fluid leak across both venular and capillary microvessel segments. Thus, this method makes it possible to compare permeability responses among vascular segments and thus, define any heterogeneity in the response. While commonly used methods to define lung permeability require postprocessing of lung tissue samples, the use of real time imaging obviates this requirement as evident from the present method. Thus, the isolated lung preparation combined with real time imaging offers several advantages over traditional methods to determine lung microvascular permeability, yet is a straightforward method to develop and implement.

The isolated blood-perfused lung preparation makes it feasible to visualize microvessel networks on the lung surface. Here we describe an approach to quantify permeability of single microvessels in isolated lungs using real time fluorescence imaging.

単離された血液灌流ラットの肺の準備にシングル微小血管透過性を定量化する

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

An Immunofluorescent Method for Characterization of Barrett&#8217;s Esophagus Cells

Esophageal adenocarcinoma (EAC) has an overall survival rate of less than 17% and incidence of EAC has risen dramatically over the past two decades. One of the primary risk factors of EAC is Barrett&#8217;s esophagus (BE), a metaplastic change of the normal squamous esophagus in response to chronic heartburn. Despite the well-established connection between EAC and BE, interrogation of the molecular events, particularly altered signaling pathways involving progression of BE to EAC, are poorly understood. Much of this is due to the lack of suitable in vitro models available to study these diseases. Recently, immortalized BE cell lines have become commercially available allowing for in vitro studies of BE. Here, we present a method for immunofluorescent staining of immortalized BE cell lines, allowing in vitro characterization of cell signaling and structure after exposure to therapeutic compounds. Application of these techniques will help develop insight into the mechanisms involved in BE to EAC progression and provide potential avenues for treatment and prevention of EAC.

An Immunofluorescent Method for Characterization of Barrett&amp;#8217;s Esophagus Cells

There is a discernible need for improved information on molecular drivers of Barrett&#8217;s Esophagus. Immunofluorescent staining is a useful technique for understanding the effects of cell signaling on cell morphology. We present a simple, effective protocol for the use of immunofluorescent staining to assess therapeutic treatment in Barrett&#8217;s Esophagus cells.

バレット食道の細胞の特徴のための免疫蛍光法

Esophageal adenocarcinoma (EAC) has an overall survival rate of less than 17% and incidence of EAC has risen dramatically over the past two decades. One ...

Phenotyping Mouse Pulmonary Function In Vivo with the Lung Diffusing Capacity

The mouse is now the primary animal used to model a variety of lung diseases. To study the mechanisms that underlie such pathologies, phenotypic methods are needed that can quantify the pathologic changes. Furthermore, to provide translational relevance to the mouse models, such measurements should be tests that can easily be done in both humans and mice. Unfortunately, in the present literature few phenotypic measurements of lung function have direct application to humans. One exception is the diffusing capacity for carbon monoxide, which is a measurement that is routinely done in humans. In the present report, we describe a means to quickly and simply measure this diffusing capacity in mice. The procedure involves brief lung inflation with tracer gases in an anesthetized mouse, followed by a 1 min gas analysis time. We have tested the ability of this method to detect several lung pathologies, including emphysema, fibrosis, acute lung injury, and influenza and fungal lung infections, as well as monitoring lung maturation in young pups. Results show significant decreases in all the lung pathologies, as well as an increase in the diffusing capacity with lung maturation. This measurement of lung diffusing capacity thus provides a pulmonary function test that has broad application with its ability to detect phenotypic structural changes with most of the existing pathologic lung models.

Phenotyping Mouse Pulmonary Function In Vivo with the Lung Diffusing Capacity

We describe a means to quickly and simply measure the lung diffusing capacity in mice and show that it is sufficiently sensitive to phenotype changes in multiple common lung pathologies. This metric thus brings direct translational relevance to the mouse models, since diffusing capacity is also easily measured in humans.

表現型マウス肺機能<em&gt;インビボ</em&gt;肺拡散能力を持つ

The mouse is now the primary animal used to model a variety of lung diseases. To study the mechanisms that underlie such pathologies, phenotypic methods ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

マウス単離された灌流腎臓テクニック

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

Measuring Endoreduplication by Flow Cytometry of Isolated Tuber Protoplasts

Endoreduplication, the replication of a cell's nuclear genome without subsequent cytokinesis, yields cells with increased DNA content and is associated with specialization, development and increase in cellular size. In plants, endoreduplication seems to facilitate the growth and expansion of certain tissues and organs. Among them is the tuber of potato (Solanum tuberosum), which undergoes considerable cellular expansion in fulfilling its function of carbohydrate storage. Thus, endoreduplication may play an important role in how tubers are able to accommodate this abundance of carbon. However, the cellular debris resulting from crude nuclear isolation methods of tubers, methods that can be used effectively with leaves, precludes the estimation of the tuber endoreduplication index (EI). This article presents a technique for assessing tuber endoreduplication through the isolation of protoplasts while demonstrating representative results obtained from different genotypes and compartmentalized tuber tissues. The major limitations of the protocol are the time and reagent costs required for sample preparation as well as relatively short lifespan of samples after lysis of protoplasts. While the protocol is sensitive to technical variation, it represents an improvement over traditional methods of nuclear isolation from these large specialized cells. Possibilities for improvements to the protocol such as recycling enzyme, the use of fixatives, and other alterations are proposed.

The protocol described herein is a method for measuring endoreduplication within tubers of potato (Solanum tuberosum). It includes plasmolysis and protoplast extraction steps to decrease the noise and debris in downstream flow cytometric analysis.

孤立した塊茎プロトプ ラストのフローサイトメトリーによる表現を測定

Endoreduplication, the replication of a cell's nuclear genome without subsequent cytokinesis, yields cells with increased DNA content and is associated ...

Assessment of Vascular Tone Responsiveness using Isolated Mesenteric Arteries with a Focus on Modulation by Perivascular Adipose Tissues

Altered vascular tone responsiveness to pathophysiological stimuli contributes to the development of a wide range of cardiovascular and metabolic diseases. Endothelial dysfunction represents a major culprit for the reduced vasodilatation and enhanced vasoconstriction of arteries. Adipose (fat) tissues surrounding the arteries play important roles in the regulation of endothelium-dependent relaxation and/or contraction of the vascular smooth muscle cells. The cross-talks between the endothelium and perivascular adipose tissues can be assessed ex vivo using mounted blood vessels by a wire myography system. However, optimal settings should be established for arteries derived from animals of different species, ages, genetic backgrounds and/or pathophysiological conditions.

The protocol describes the use of wire myography to evaluate the transmural isometric tension of mesenteric arteries isolated from mice, with special consideration of the modulation by factors released from endothelial cells and perivascular adipose tissues.