We thank Shigeru Matsuyama for providing purified bombykol. This work was supported by the Japan Society for the Promotion of Science KAKENHI (grant numbers 22700197 and 24650090) and the Human Frontier Science Program (HFSP).

1.実験動物<ol><li>その羽化まで男性silkmoths（ カイコ ）の蛹を維持するためにプラスチックの箱を用意します。ボックス（ 図1A）の内壁の周りに段ボールの底部との作品で紙タオルを置きます。 注：羽化（ 図1A）の間に彼らの翼を拡張しながら大人の蛾は、保持するために段ボールのピースが必要です。 </li><li>ボックス内の男性カイコガ（ カイコMORⅰ）蛹を入れて、16時間の下で羽化するまでインキュベータに保管してください：8時間の明：暗サイクルを25℃で。 注：男性と女性の蛹は、腹部（ 図1B）上のセックスマーキングによって判別することができます。 </li><li>羽化後に成人男性の蛾を収集し、新しいボックスに移動します。 </li><li> 8時間の光：16時間の下インキュベーター内大人の蛾を保つ暗サイクルと実験の前に、それらの活性を低下させるために15℃まで温度を下げます。 </li></ol> 2.カイコガをテザリング<ol><li>テザリングのためのアタッチメント（ 図2A）の作製 注：添付ファイルは、その先端に薄いプラスチックシートのストリップと銅線で構成されています。これは、（ 図2B）を歩行中に胸部の背腹運動を保証します。 <ol><li> 、薄いプラスチックシートのストリップを準備し、2×40ミリメートル（厚さ：0.1ミリメートル）、および途中でそれを折ります。 </li><li>接着剤で銅線の先端に折り畳まれたストリップを取り付けます。 </li><li>カイコガの胸部が装着されている折り畳まれたストリップの先端を曲げます。 </li></ol></li><li>実験用の光期間中（2-8日齢）大人の蛾を使用してください。 注：フェロモンに対する感度が強く概日時計18に依存します。 カイコは昼行性の蛾であるため、実験は光期間中に実行されなければなりません。 </li><li>ゆっくりDOR上のすべてのスケールを除去ウェットティッシュ（または綿棒）の一部を使用して、SAL胸郭（mesonotum）とmesonotum（ 図2C）のキューティクルを公開します。 </li><li>小型のマイナスドライバで添付ファイルにあるプラスチックのストリップ上に露出mesonotumの表面に接着剤を貼り付け、接着剤がもはや粘着性になるまで5〜10分待ちません。 注：接着剤が翼ヒンジや前翅のtegulaの複数形（ 図2C）に触れないようにしてください。 </li><li>添付ファイルへのmesonotumを接着。 </li><li>ロボットのコックピットの内側にそれを置く前につなが蛾を保管してください。スタンドに添付ファイルを持ち、蛾を休むように足の下に一枚の紙を置きます。 </li></ol> 3.昆虫制御のロボット<ol><li>前の作品16,17,19に基づいて、昆虫制御のロボットのハードウェアを設計します。 注：昆虫制御のロボットがCAPTURする光学式マウスのセンサーで空気サポートトレッドミルで構成されていE昆虫移動、処理、モータ制御用の特注のAVRベースのマイクロコントローラボード、2つのDCブラシレスモータ（ 図3及び4）。ロボットは、200ミリ秒の遅延時間以内に、96％の精度以上でボールの回転に基づいて実行することができます。また、フェロモン追跡動作16の間にカイコガの最大前進速度の移動度（24.8ミリメートル/秒）と角速度（96.3°/ sec）を保証します。車載蛾ボールにスムーズに歩くし、2つのアンテナによって臭いを取得するためにトレッドミル（ 図5A）及び臭気送達システム（ 図5B）の空気の流れを設計されています。トレッドミルの吸気フローチャネルがフェロモンの汚染を回避するために、臭気デリバリーシステムのものから分離されています。 </li><li>前の作品16に基づいて、オンボードのマイクロコントローラ用のソフトウェアを設計します。 注意：オンボードのマイクロコントローラは、トンを算出し、彼光学センサで測定した昆虫の歩行からロボットの動き（回転、ΔはX;翻訳、ΔY; 図6）。このようなΔL =（ASΔ;走行距離（ΔL）とロボットの単位時間当たりの角度（Δθ）を回し、各車輪の走行距離に基づいて計算される（右、ΔL R左、ΔLが L） Lの L +ΔL R）/ 2、Δθ=（ΔL L - D・ ホイールは、2つの車輪（120ミリメートル）との間の距離であり、ΔL R）/ D・ ホイール 、。 ΔL LとΔL Rは、さらにΔL L =Δの長さ x、L +ΔのL yを 、L及びΔL、Rは 、ΔLの X、R +ΔL yを=、Δの長さ ×R、L &lt;として記載されています/サブ&gt;とΔの長さ x、Rは Δxによって制御さ左右の車輪の移動距離、及びΔL yを 、L、ΔLの yは、Rは、Δyで制御されるものです。理想的には、ΔLの X、L、ΔLの X、Rは Δの長さ x、L =-Δの長さ x、R = GΔのX（D ホイール / D ボール ）として記載されており、ΔL yを 、L及びΔL yの、Rは、G は、モータゲインとD ボールがボール（50 mm）の直径であるΔL yを 、L =ΔLが Y、R = GΔyを、として記載されています。実際には、モータの利得は独立ロボットの運動を較正するように、それぞれの側（左または右車輪）によって、各方向（順方向または逆方向の回転）によって設定されます。独立した利益は、さらにを可能にロボットの旋回バイアスを生成する非対称モータ回転の設定（ステップ6.1参照）。 </li><li>白い発泡スチロールのボールの表面を洗浄（質量：約2グラム、直径：50ミリメートル）の任意の可能な嗅覚や視覚的な手がかりを除去するために水で。 注：新しいボールの表面は、ボール上の脚のグリップを確保P400、として、目の細かいサンドペーパーで粗面化しなければなりません。 </li><li>トレッドミルに9 Vで空気を供給した （ 図5A）ボールを浮遊する送風ファンをオンにします。カップの底からボールフロート約2ミリメートルを守ってください。 </li><li>ネジを使用して、蛾の添付ファイルの銅線を接続します （ 図3挿入図を参照）ロボットのコックピット内の固定具に（ステップ2を参照）。真ん中の足の位置がボールの中心（ 図7A）であることを確認します。 </li><li> Bに正常に歩くこと蛾を有効にするには、添付ファイルの垂直位置を調整しますすべて。前と蛾（ 図7B）を取り付けた後に同じ高さにボールをキープ。 注意：添付ファイルの低過ぎる位置が原因の垂直位置の変化に蛾に圧力を追加し、高すぎる位置が不安定な歩行とセンサーの故障の原因となるのに対し、圧力（ 図7C）を抵抗する後方歩行を引き出しますボール（ 図7D）。通常の歩行動作を確認するには、シングル・パフフェロモン刺激は蛾の中を歩いてトリガするために使用されている（フェロモン刺激のために、ステップ4を参照してください）。ボンビコールへの以前の暴露がsilkmothsをhabituatesとその感度（松山と神崎、未発表データ）を減少させるため、テスト刺激は最小限でなければならないことに注意してください。 </li></ol> 4.臭気ソース準備 注：（：（E、Z）-10,12-hexadecadien -1-オールボンビコール）男性カイコは同種の雌性フェロモンの主成分に敏感です<s&gt; 20アップ。ボンビコールと実験装置の汚染は、臭気の追跡行動を誘発し、蛾の応答性に影響を与えます。 <ol><li>ろ紙（約10ミリメートル×10ミリメートル）の一片にn-ヘキサン（200 ngの/μL）に溶解したボンビコール溶液10μlをドロップします。ろ紙の個あたりボンビコールの量は2000 ngのです。 注：、蛾の正常な歩行動作をチェックするには、このステップでフェロモン刺激カートリッジを準備します。カートリッジは、フィルター紙の一枚はボンビコールの2,000 ngのを含有するガラスパスツールピペットです。電球を押すとボンビコールを含む空気をパフ。 </li></ol> 5.臭気源位置推定実験<ol><li>プルエア型風洞のファン（1800×900×300ミリメートル、L×W×H; 図8）をオンにして、0.7メートル/秒の風速を設定します。温度を超える20℃であることを確認してください。 </li><li>臭気源を設定した（p風洞の上流ボンビコールを含むろ紙のIECE）。 注：プルームの幅は、TiCl 4を17,19を使用することにより、実験前に確認する必要があります。 </li><li>ロボットのマイコン基板の電源をオンにし、Bluetooth経由でPCへのシリアル接続を確立します。 </li><li> PCとロボットとの間のインターフェースを提供する「生体情報統合」と呼ばれるカスタムメイドのJavaプログラムを起動します。 注：メインウィンドウには、パラメータを設定するには、ロボットにコマンドを送信するためのボタン、シリアル通信の入力と出力を表示するテキストウィンドウ、小さなボックスが含まれています。後続のコマンドは、ビデオキャプチャを除いて、このプログラムに対応するボタンをクリックすると送信されます。 </li><li>指定されたCOMポートを介してロボットにコマンドを送信して接続を確認し、メッセージがロボットによって返されることを確認し、「デバイスについて」ボタンをクリックします。 </li><li> 「メモをクリックします。RY消去」ボタンは、オンボードフラッシュメモリ上に残った前の歩行データを消去します。 </li><li>ロボットにデフォルトのモーターの利益を送信するために「drivemode1」ボタンをクリックします。 注意：モーターの利益および昆虫歩行とロボットの動きの間の時間遅延の操作は、このステップの後に適用されている（ 図9、ステップ6.1および6.3を参照）。 </li><li>実験が開始されるまでロボットを固定化するためにコマンドを送信するために、「運転しない」ボタンをクリックします。 </li><li>開始位置（臭気源から下流の600ミリメートル）でロボットを入れて、モータドライバボードのスイッチをONにしてください。 </li><li>ビデオキャプチャを開始するには、ビデオカメラの録画ボタンを押してください。 </li><li>オンボードフラッシュメモリ上のボールの回転の同時記録でロボットを開始するためにスタートコマンドを送信するために「RECスタート」ボタンをクリックします。ロボットが移動を開始し、臭気プルームを追跡していることを確認します。 </li><li>クリックします。「RECストップ」とは、ロボットが臭気源を局在化する場合は、ロボットの動きと記録の両方を停止するためのコマンドを送信するためのボタンが「運転しません」。 </li><li>ビデオキャプチャを停止するには、ビデオカメラの録画ボタンを押してください。 </li><li>ダウンロードは、シリアル接続を介してコンピュータにオンボードフラッシュメモリから歩行データを記録しました。プログラムを終了します。 </li></ol>昆虫制御ロボットの6マニピュレーション 注：各操作のタイミングは、 図9に示されています。 <ol><li>モータ利益の操作 注意：この操作は、ロボットの並進および回転速度を変化させます。非対称モータ利益は、昆虫、バイアス17を補償する方法を調査するために使用することができる回転バイアスを生成します。 <ol><li>目を編集して、各側面17に、モータ（ 図6B）の前方と後方回転する回転利益を定義します電子構成ファイルは、テキストエディタを使用して「param2.txt」と命名します。 </li><li>ソフトウェアプログラムで編集した設定ファイルを読み込むには、「設定PARAM2」をクリックします。そして、ロボットに操作利益を送信するために「drivemode2」をクリックしてください。 </li></ol></li><li>モータ出力の反転 注：この操作は、二国間嗅覚入力の反転と類似の条件を提供する（ステップ6.4参照）および両側嗅覚の重要性を調査するために使用することができます。しかし、モータ出力の反転はまた、オンボード蛾の自己誘導視覚運動を反転させます。反転自己誘導視覚入力の影響が反転嗅覚入力19と比較して評価することができます。 <ol><li>各モータのための制御ケーブルを交配することにより、二国間のモータ制御を反転。 </li></ol></li><li>昆虫歩行ロボットの動きとの間の時間遅延の操作。 注：この操作ロボット臭気追跡のための感覚運動処理に費やされた時間の許容可能な期間の調査を可能にします。マイクロコントローラは、バッファメモリ上の移動データを格納した後、指定された時間遅延の後にそれを処理します。ロボットは200ミリ秒の最大内部時間遅延を持っていることに注意してください。従って、実際の時間遅延は、指定された時間遅延と200ミリ秒16,17であることが期待されます。 <ol><li>メインウィンドウの小さなボックスに入力（0〜10）の数は、100ミリ秒のステップで0〜1,000ミリ秒から時間遅延を指定します。 </li><li>時間遅延を適用するために「設定された遅延」ボタンをクリックします。 </li></ol></li><li>嗅覚入力の操作。 注：この操作は、二国間嗅覚入力の有意性を調べるために使用することができます。 silkmothsのサージ方向が高濃度側22に付勢されています。 <ol><li>吸引チューブの先端との間のギャップを変更するか、または変更するためにそれらの位置を反転各アンテナで取得した臭気濃度の差。 </li></ol></li><li>視覚入力の操作 注：この操作は臭気追跡のための視覚入力の役割を調査することです。 <ol><li>それぞれ、オンボード蛾の水平方向と垂直方向の視野の105°と90°を吸蔵ホワイトペーパーでキャノピーをカバーしています。 </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

カイコガによってロボットの制御の成功のための最も重要な点は蛾が空気でサポートされているボールにスムーズに歩くせると安定したボールの回転を測定しています。したがって、カイコガをテザリングして、適切な位置にボールにマウントすることは、このプロトコルで重要なステップです。添付ファイルまたはボールに蛾の不適切なポジショニングに蛾の不適切な密着性は通常の歩行?...

Autonomous robots capable of finding an odor source can be important for the safety and security of society. They can be used for the detection of disaster victims, of drugs or explosive materials at an airport, and of hazardous material spills or leaks in the environment. At present, we rely entirely on well-trained animals (e.g., dogs) for these tasks, and robotic odor source localization has been strongly expected to relieve the workload of these animals. Finding an odor source is a challenging task for robots because odorants are distributed intermittently in an atmosphere1; therefore, continuous sampling of the odor concentration gradient is not always possible. Thus, a search strategy using intermittent odor cues is necessary for the achievement of robotic odor source localization2-4.
Odor source localization is essential for organism survival and includes tasks such as finding food, mating partners, and sites for oviposition. To overcome the difficulty in tracking patchy distributed odorants, organisms have evolved various behavioral strategies consisting of two fundamental behaviors: moving upstream during odor reception and cross-stream during cessation of odor reception5,6. These reactive strategies have been well-documented in insects and further combined with other modalities, such as wind direction and vision5-8. The insect behavioral models have also been useful examples for robotics3,9-11, in which behavioral algorithms or neural circuit models are implemented into mobile robots for the evaluation of odor source localization abilities10,12-15. From biomimetic perspectives, this "bottom-up" approach is certainly a fundamental way to develop biomimetic robots. However, the bottom-up approach is not a shortcut to obtaining a useful search strategy, because biological analyses are still ongoing, and the modeling of the sensory-motor systems behind insect behaviors has not been completed. Therefore, it is still unknown how such a biological system actually works as a controller of a robotic platform.
In this article, we demonstrate the protocol of a straightforward "top-down" approach to develop an odor-tracking mobile robot controlled by a biological system16,17. The robot is controlled by a real insect and can be regarded as a prototype of future insect-mimetic robots. In the robot's cockpit, a tethered adult male silkmoth (Bombyx mori) walked on an air-supported ball in response to the female sex pheromone, which was delivered to each antenna through air suction tubes. The ball rotations caused by the walking of the onboard moth were measured by an optical sensor and were translated into the movement of the two-wheeled robot. The advantage of this "hybrid" approach is that experimenters can investigate how the insect sensory-motor system works on the robotic platform where a pilot insect is in a closed loop between the robot and a real odor circumstance. The manipulation of the robotic hardware alters the closed loop; therefore, the insect-controlled robot is a useful platform for both engineers and biologists. For engineering, the robot represents the first steps of applying a biological model to meet the requirements for robotic tasks. For biology, the robot is an experimental platform for studying sensory-motor control under a closed loop.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="961">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:267px;">Male adult silkmoth 
			&#160;(Bombyx mori)</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">Rear from eggs, or purchase as pupae.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Incubator</td>
			<td style="width:159px;">Panasonic</td>
			<td style="width:171px;">MIR-254</td>
			<td style="width:365px;">Store pupae or adult silkmoths at a constant temperature, 238 L.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Plastic box</td>
			<td style="width:159px;">Sunplatec</td>
			<td style="width:171px;">O-3</td>
			<td style="width:365px;">Store pupae or adult silkmoths, 299 &#215; 224 &#215; 62 mm L &#215; W &#215; H.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:267px;">Copper wire</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">2-mm diameter for the attachment. Any rigid bar can be used as an alternative for making the attachment to tether a silkmoth.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Plastic sheet</td>
			<td style="width:159px;">Kokuyo</td>
			<td style="width:171px;">VF-1420N</td>
			<td style="width:365px;">Sold as overhead projector film with thickness of 0.1 mm. Use at the tip of the attachment.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:267px;">Forceps</td>
			<td style="width:159px;">As one</td>
			<td style="width:171px;">5SA</td>
			<td style="width:365px;">Remove scales on the thorax.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:267px;">Adhesive</td>
			<td style="width:159px;">Konishi</td>
			<td style="width:171px;">G17</td>
			<td style="width:365px;">Bond a silkmoth to the attachment.</td>
		</tr>
		<tr height="93">
			<td height="93" style="height:93px;width:267px;">Insect-controlled robot</td>
			<td style="width:159px;">Custom</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">Bearing an air-supported treadmill, an optical sensor, custom-built AVR-based microcontroller boards, and two DC brushless motors. It is powered by 8 &#215; AA and 3 &#215; 006P batteries.</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:267px;">Microcontroller</td>
			<td style="width:159px;">Atmel</td>
			<td style="width:171px;">ATMEGA8</td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">DC blower</td>
			<td style="width:159px;">Nidec</td>
			<td style="width:171px;">A34342-55</td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot for floating a ball in an air-supported treadmill.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:267px;">DC fan</td>
			<td style="width:159px;">Minebea</td>
			<td style="width:171px;">1606KL-04W-B50</td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot for suctioning air containing an odor.</td>
		</tr>
		<tr height="65">
			<td height="65" style="height:65px;width:267px;">Optical mouse sensor</td>
			<td style="width:159px;">Agilent technologies</td>
			<td style="width:171px;">HDNS-2000</td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot, obtained from an optical mouse (M-GUWSRSV, Elecom, Japan).</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Brushless motor</td>
			<td style="width:159px;">Maxon</td>
			<td style="width:171px;">EC-45</td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot for driving a wheel.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">White polystyrene ball</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">A component of the insect-controlled robot. Diameter 50 mm, mass approximately 2 g.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Bombykol: 
			&#160;(E,Z)-10,12-hexadecadien-1-ol</td>
			<td style="width:159px;">Shin-Etsu chemical</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">Custom synthesis.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:267px;">n-hexane</td>
			<td style="width:159px;">Wako</td>
			<td style="width:171px;">085-00416</td>
			<td style="width:365px;">Solvent for bombykol.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Wind tunnel</td>
			<td style="width:159px;">Custom</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">Pulling-air type, sized 1800 &#215; 900 &#215; 300 mm L &#215; W &#215; H.</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:267px;">BioSignal program</td>
			<td style="width:159px;">Custom</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:365px;">A program to establish serial communication between the insect-controlled robot and a PC via Bluetooth. Used for sending commands to start/stop the robot or configuring its motor properties.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:267px;">Camcorder</td>
			<td style="width:159px;">Sony</td>
			<td style="width:171px;">HDR-XR520V</td>
			<td style="width:365px;">Capture robot movements.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

insect-controlled robot: a mobile robot platform to evaluate the odor-tracking capability of an insect

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor sources is an essential task for organism survival. Insects are well-studied organisms with regard to odor tracking, and their behavioral strategies have been applied to mobile robots for evaluation. This "bottom-up" approach is a fundamental way to develop biomimetic robots; however, the biological analyses and the modeling of behavioral mechanisms are still ongoing. Therefore, it is still unknown how such a biological system actually works as the controller of a robotic platform. To answer this question, we have developed an insect-controlled robot in which a male adult silkmoth (Bombyx mori) drives a robot car in response to odor stimuli; this can be regarded as a prototype of a future insect-mimetic robot. In the cockpit of the robot, a tethered silkmoth walked on an air-supported ball and an optical sensor measured the ball rotations. These rotations were translated into the movement of the two-wheeled robot. The advantage of this "hybrid" approach is that experimenters can manipulate any parameter of the robot, which enables the evaluation of the odor-tracking capability of insects and provides useful suggestions for robotic odor-tracking. Furthermore, these manipulations are non-invasive ways to alter the sensory-motor relationship of a pilot insect and will be a useful technique for understanding adaptive behaviors.

ここでは臭気源の成功ローカライズするために必要な昆虫制御ロボットの基本的な特性を提示します。ロボットとsilkmoths、臭気デリバリーシステムの有効性、および正確なバイラテラル嗅覚および視覚インプットの重要性との間の比較を検討しています。 自由に歩行蛾や昆虫制御のロボットと臭気トラッキングビヘイビ?...

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Insect-controlled Robot: A Mobile Robot Platform to Evaluate the Odor-tracking Capability of an Insect

臭気源を局在化する能力は、昆虫の生存のために必要であり、人工的な匂いトラッキングに適用可能であることが期待されています。昆虫制御のロボットは、実際のカイコガによって駆動され、ロボットプラットフォームを通して昆虫の匂い追跡能力を評価することを可能にされています。

昆虫制御のロボット：移動ロボットプラットフォーム昆虫の匂い追跡能力を評価します

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.6K ビュー.  The University of Tokyo. 臭気源を局在化する能力は、昆虫の生存のために必要であり、人工的な匂いトラッキングに適用可能であることが期待されています。昆虫制御のロボットは、実際のカイコガによって駆動され、ロボットプラットフォームを通して昆虫の匂い追跡能力を評価することを可能にされています。 

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An Experimental Platform to Study the Closed-loop Performance of Brain-machine Interfaces

The non-stationary nature and variability of neuronal signals is a fundamental problem in brain-machine interfacing. We developed a brain-machine interface to assess the robustness of different control-laws applied to a closed-loop image stabilization task. Taking advantage of the well-characterized fly visuomotor pathway we record the electrical activity from an identified, motion-sensitive neuron, H1, to control the yaw rotation of a two-wheeled robot. The robot is equipped with 2 high-speed video cameras providing visual motion input to a fly placed in front of 2 CRT computer monitors. The activity of the H1 neuron indicates the direction and relative speed of the robot's rotation. The neural activity is filtered and fed back into the steering system of the robot by means of proportional and proportional/adaptive control. Our goal is to test and optimize the performance of various control laws under closed-loop conditions for a broader application also in other brain machine interfaces.

We use a closed-loop fly-machine interface to investigate general principles in neuronal control.

ブレインマシンインタフェースの閉ループ性能を研究する実験プラットフォーム

The non-stationary nature and variability of neuronal signals is a fundamental problem in brain-machine interfacing. We developed a brain-machine ...

神経科学

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

昆虫の触角葉でガスクロマトグラフィー - マルチユニットレコーディング（GCMR）を使用して、嗅覚揮発性物質の同定

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

昆虫モデルにおける視細胞分光感度の決意から<em&gt;インビボ</em&gt;細胞内記録

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;光刺激に感光体と介在ニューロン<em&gt;インビボ</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

記録と刺激アプリケーションの高接触密度、フラットインターフェイスの神経電極の作製

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

An Improved Method for Collection of Cerebrospinal Fluid from Anesthetized Mice

The cerebrospinal fluid (CSF) is a valuable body fluid for analysis in neuroscience research. It is one of the fluids in closest contact with the central nervous system and thus, can be used to analyze the diseased state of the brain or spinal cord without directly accessing these tissues. However, in mice it is difficult to obtain from the cisterna magna due to its closeness to blood vessels, which often contaminate samples. The area for CSF collection in mice is also difficult to dissect to and often only small samples are obtained (maximum of 5-7 &#181;L or less). This protocol describes in detail a technique that improves on current methods of collection to minimize contamination from blood and allow for the abundant collection of CSF (on average 10-15 &#181;L can be collected). This technique can be used with other dissection methods for tissue collection from mice, as it does not impact any tissues during CSF extraction. Thus, the brain and spinal cord are not affected with this technique and remain intact. With greater CSF sample collection and purity, more analyses can be used with this fluid to further aid neuroscience research and better understand diseases affecting the brain and spinal cord.

This protocol describes an improved technique for the abundant collection of cerebrospinal fluid (CSF) with no contamination from blood. With greater sample collection and purity, more analyses can be performed using CSF to further our understanding of diseases that affect the brain and spinal cord.

麻酔下のマウスから脳脊髄液のコレクションのための改良法

The cerebrospinal fluid (CSF) is a valuable body fluid for analysis in neuroscience research. It is one of the fluids in closest contact with the central ...

A Rat Model of Central Fatigue Using a Modified Multiple Platform Method

In this article, we introduced a rat model of central fatigue using the modified multiple platform method (MMPM). The Multiple Platform box was designed as a water tank with narrow platforms on the bottom. The model rats were put into the tank and stood on the platforms for 14 h (18:00 - 8:00) per day for a consecutive 21 days, with a blank control group set for contrast. At the end of modeling, rats in the model group showed an obvious fatigued appearance. To assess the model, we performed several behavioral tests, including the open field test (OFT), the elevated plus maze (EPM) test, and the exhaustive swimming (ES) test. The results showed that anxiety, spatial cognition impairment, poor muscle performance, and declined voluntary activity presented in model rats confirm the diagnosis of&#160;central fatigue. Changes of the central neurotransmitters also verified the result. In conclusion, the model successfully simulated central fatigue, and future study with the model may help reveal the pathological mechanism of the disease.

Here, we present a protocol to introduce a rat model of central fatigue using the modified multiple platform method (MMPM).

ラット モデル改良を使用して中枢性疲労の複数プラットフォーム メソッド

In this article, we introduced a rat model of central fatigue using the modified multiple platform method (MMPM). The Multiple Platform box was designed ...

A Neurosphere Assay to Evaluate Endogenous Neural Stem Cell Activation in a Mouse Model of Minimal Spinal Cord Injury

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied in vitro using the neurosphere assay. This colony-forming assay is a powerful tool to study the response of NSCs to exogenous factors in a dish; however, this can also be used to study the effect of in vivo manipulations with the proper understanding of the strengths and limitations of the assay. One manipulation of the clinical interest is the effect of injury on endogenous NSC activation. Current models of spinal cord injury provide a challenge to study this as the severity of common contusion, compression, and transection models cause the destruction of the NSC niche at the site of the injury where the stem cells reside. Here, we describe a minimal injury model that causes localized damage at the superficial dorsolateral surface of the lower thoracic level (T7/8) of the adult mouse spinal cord. This injury model spares the central canal at the level of injury and permits analysis of the NSCs that reside at the level of the lesion at various time points following injury. Here, we show how the neurosphere assay can be utilized to study the activation of the two distinct, lineally-related, populations of NSCs that reside in the spinal cord periventricular region - primitive and definitive NSCs (pNSCs and dNSCs, respectively). We demonstrate how to isolate and culture these NSCs from the periventricular region at the level of injury and the white matter injury site. Our post-surgical spinal cord dissections show increased numbers of pNSC and dNSC-derived neurospheres from the periventricular region of injured cords compared to controls, speaking to their activation via injury. Furthermore, following injury, dNSC-derived neurospheres can be isolated from the injury site &#8212; demonstrating the ability of NSCs to migrate from their periventricular niche to sites of injury.

Here, we demonstrate the performance of a minimal spinal cord injury model in an adult mouse that spares the central canal niche housing endogenous neural stem cells (NSCs). We show how the neurosphere assay can be used to quantify activation and migration of definitive and primitive NSCs following injury.

最小限の脊髄損傷のマウス モデルにおける内因性神経幹細胞の活性化を評価する Neurosphere アッセイ

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

くも膜下出血のマウスモデルにおける脳血管攣縮の定量化法の体積

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

Functional MRI in Conjunction with a Novel MRI-compatible Hand-induced Robotic Device to Evaluate Rehabilitation of Individuals Recovering from Hand Grip Deficits

Functional magnetic resonance imaging (fMRI) is a non-invasive magnetic resonance imaging technique that images brain activation in vivo, using endogenous deoxyhemoglobin as an endogenous contrast agent to detect changes in blood-level-dependent oxygenation (BOLD effect). We combined fMRI with a novel robotic device (MR-compatible hand-induced robotic device [MR_CHIROD]) so that a person in the scanner can execute a controlled motor task, hand-squeezing, which is a very important hand movement to study in neurological motor disease. We employed parallel imaging (generalized auto-calibrating partially parallel acquisitions [GRAPPA]), which allowed higher spatial resolution resulting in increased sensitivity to BOLD. The combination of fMRI with the hand-induced robotic device allowed precise control and monitoring of the task that was executed while a participant was in the scanner; this may prove to be of utility in rehabilitation of hand motor function in patients recovering from neurological deficits (e.g., stroke). Here we outline the protocol for using the current prototype of the MR_CHIROD during an fMRI scan.

We performed functional MRI using a novel MRI-compatible hand-induced robotic device to evaluate its utility for monitoring hand motor function in individuals recovering from neurological deficits.

手のグリップの欠陥から回復する個人のリハビリテーションを評価する新しいMRI互換手誘導ロボット装置と連動した機能MRI

Functional magnetic resonance imaging (fMRI) is a non-invasive magnetic resonance imaging technique that images brain activation in vivo, using endogenous ...

昆虫制御のロボット：移動ロボットプラットフォーム昆虫の匂い追跡能力を評価します

要約

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この動画の章

ブレインマシンインタフェースの閉ループ性能を研究する実験プラットフォーム

昆虫の触角葉でガスクロマトグラフィー - マルチユニットレコーディング（GCMR）を使用して、嗅覚揮発性物質の同定

昆虫モデルにおける視細胞分光感度の決意から

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法

記録と刺激アプリケーションの高接触密度、フラットインターフェイスの神経電極の作製

麻酔下のマウスから脳脊髄液のコレクションのための改良法

ラットモデル改良を使用して中枢性疲労の複数プラットフォームメソッド

最小限の脊髄損傷のマウスモデルにおける内因性神経幹細胞の活性化を評価する Neurosphere アッセイ

くも膜下出血のマウスモデルにおける脳血管攣縮の定量化法の体積

手のグリップの欠陥から回復する個人のリハビリテーションを評価する新しいMRI互換手誘導ロボット装置と連動した機能MRI

昆虫制御のロボット：移動ロボットプラットフォーム昆虫の匂い追跡能力を評価します

要約

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ブレインマシンインタフェースの閉ループ性能を研究する実験プラットフォーム

昆虫の触角葉でガスクロマトグラフィー - マルチユニットレコーディング（GCMR）を使用して、嗅覚揮発性物質の同定

昆虫モデルにおける視細胞分光感度の決意から

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法

記録と刺激アプリケーションの高接触密度、フラットインターフェイスの神経電極の作製

麻酔下のマウスから脳脊髄液のコレクションのための改良法

ラット モデル改良を使用して中枢性疲労の複数プラットフォーム メソッド

最小限の脊髄損傷のマウス モデルにおける内因性神経幹細胞の活性化を評価する Neurosphere アッセイ

くも膜下出血のマウスモデルにおける脳血管攣縮の定量化法の体積

手のグリップの欠陥から回復する個人のリハビリテーションを評価する新しいMRI互換手誘導ロボット装置と連動した機能MRI

ラットモデル改良を使用して中枢性疲労の複数プラットフォームメソッド

最小限の脊髄損傷のマウスモデルにおける内因性神経幹細胞の活性化を評価する Neurosphere アッセイ