We would like to acknowledge the technical assistance of Kristina Jurcic in the University of Western Ontario MALDI MS facility, as well as the National Sciences and Engineering Council (NSERC) for funding this work. The authors would also like to acknowledge the Caprioli group (Vanderbilt University, TN) and Chaurand group (Universit&#233; de Montreal, QC) for their advice in optimizing the sublimation technique presented in this manuscript.

以下で説明する全ての動物の取り扱い手順は、ウェスタンオンタリオの動物管理委員会の大学（2016から014）に準拠しています。 1.組織調製およびセクショニング<ol><li> 「新鮮凍結抽出」（FFE）と呼ばれるプロセスを介してラットから脳組織を抽出します。 <ol><li>ペントバルビタールナトリウムの過剰投与によりラットを安楽死させると手足の反射を監視します。すべての反射が停止したら、ギロチンを用いたラットの頭部を切断。 </li><li>慎重には、メスを用いて頭蓋骨から筋肉や他の組織を分離します。前方部分に頭蓋骨（大後頭孔）のベースから出発し、脳を露出するように頭蓋骨を破るために骨切り鉗子を使用してください。 </li><li>脳が露出されると、慎重に手術用へらでそれをかき出すと、すぐに瞬間冷凍のために砕いたドライアイス上に置きます。 注：脳は非常に可鍛性になります。上の脳を配置するときしたがって、細心の注意を取りますドライアイス。脳を粉砕または表面に押圧されている場合は、その形状を変化させ、その位置で凍結します。 </li></ol></li><li>ドライアイス上で80°Cの冷凍庫と場所 - から（ホルムアルデヒドで灌流または10月に埋め込まれていない）新鮮凍結組織を削除します。 </li><li>ドライアイスやクライオスタットフリーズバーのいずれかにクライオスタットホルダーと場所に水を数滴を置きます。押し組織は軽くクライオスタットホルダーの上には、組織のベースの周りの水が凍結するまで凍結して保持し始めると、所定の位置にそれを固定します。必要に応じてさらにホルダーに組織を固定するために追加の水を追加します。 注：水は、所望の信号の検出に影響を与えることができる化合物を用いて組織の汚染を回避するために、組織を取り付けるための代わりのOCT媒体に使用されます。 </li><li>クライオスタット内の位置組織。目的の解剖学的位置までの区間組織。 12ミクロン - 切断厚さが8の間であることを確認してください。 注：共同クライオスタットの組織を切片デバイスは、ブレード、ブラシ、アンチロールバー、ホルダーなどの個別の材料が化合物を埋め込むことによる汚染を回避するために使用されることが必須です。クライオスタットの内部には、使用前にエタノールで十分に洗浄する必要があります。 </li><li>クライオスタットアンチロールバーを使用して、ゆっくり部は、組織切片を平坦化。ロールバーの配置が間違っているか、ブレードが鈍いである場合、組織上の穴やマーキングが発生する可能性があります。きれいなペイントブラシを使用してプラットフォームをスライスの中心に組織を移動します。 </li><li>取り付け<ol><li>スライスながらクライオスタットにそれらを配置することにより、導電性スライドまたは金属プレートを凍結。スライドが完全に凍結されている場合には、慎重にきれいなペイントブラシを使用してスライドの導電性表面上に切片組織を動かします。すべての組織切片がスライド上に正しく配置されたらセクションでは、解凍するまで、スライドの下に指を置く組織反対し、を押します。 注：セクションは、ときに、解凍処理中に折ったりカールすることができますこの実装方法を使用して。これは、組織を解凍時クライオスタットでスライドを保持することによって低減することができます。これらの問題は、代替問題となる場合は、温かみのマウント方法を以下に記載されています。 </li><li>また、室温酸化インジウムスズ（ITO）スライド（または金属板）を取ると軽くダウン、スライスプラットフォーム表面上の凍結組織切片上に導電性の側を下に押します。これは、組織のほとんどカールや折りたたみとスライドの表面上に均一に解凍した組織切片につながります。 注：特定のタンパク質と脂質の損失につながる可能性があり、このメソッドを使用して実装する際に結露がセクションの下に表示されることがあります。 </li></ol></li><li> 10分 - 5のためにデシケーター中で組織を含むスライドを置きます。 </li></ol> 2.昇華装置セットアップ注：ドラフト内でこれらの手順を実行します。 <ol><li>金属シザーリフト上のホットプレートで、ホットプレート上にアルミニウム容器内の砂浴を配置（ホットプレートよりもすなわち大きい）適切な表面積の。ホットプレートの電源をオンにし、温度を140℃に設定してください。 注： - 〜190℃DAN行列のための融点は187との間にあります。ホットプレート上で、この温度を超えないようにしてください。 <ol><li>ホットプレートは、温度フィードバックプローブが装備されている場合、実験を通して砂の温度を監視し、温度の一貫性を保証するためにそれを使用します。この機能は、さまざまな昇華実験全体の実験の再現性を支援することができます。 注：砂浴は高温で破損することがあり、ガラス容器などのアルミニウム容器内に含まれるべきです。 </li></ol></li><li>昇華装置の底面にDAN行列の300ミリグラムを置きます。装置の中心に行列を配置し、昇華されているスライドのおおよその幅と長さであっても層に広がります。 注意：DAN行列は有毒です。したがって、重要な摩耗手袋、マスク、安全です粉末状のマトリックスを扱うすべての回でゴーグル。それは光に敏感であるようDANは、暗所で保存する必要があります。 </li><li>プレートは昇華中、スライドの表面全体にわたって冷却温度の均一な分布を確保するために、凝縮器の底部に直接接触することで、装置の内面に金属板をテープ。代替的に、砂凝縮器の底部は、平坦な表面を確保します。 <ol><li>プレートの外縁に沿ってテープを配置し、内側のガラス製品の側面に付着します。テープがプレートの下に置かれ、内側のガラス表面の底に付着した場合、温度分布がさえないかもしれないとスライドの表面にわたって不均一なマトリックス分布につながる可能性があります。 </li><li>テープのブランク（テスト）が再びスライドの外縁上に配置されたテープで金属板の表面を横切って斜めにスライドさせます。 </li></ol></li><li> wは、装置の上部と底部を接続します完全なシールを確実にするために途中でゴム製のOリングi番目。 </li><li>装置の中央付近に金属U-関節を置き、装置の上部と下部の半分はしっかりと一緒にシールされるまで、悪徳を締めます。砂浴上に金属Oリングに配置します。 </li><li>砕いた氷の一握りを取り、凝縮器に入れてください。氷のスラッシュを作成するために、冷水で完全な1/2に¼コンデンサーを記入してください。アイススラッシュは、それに付着した機器の内部、その後スライド上に金属板を冷却します。定常状態に到達するために温度のために、少なくとも5分待ってください。 </li><li>コールドトラップ容器内にエタノール300mlを注ぎ、容器にガラス製品を配置します。コールドトラップ容器の底にエタノールにドライアイスの3小片 - 2をドロップします。出力がないながらコールドトラップ入力は、シリンダの底部に実行されているガラス管を有しています。 </li><li>ゴム管を使用したコールドトラップ出力に真空ポンプを接続します。ゴムの別の部分を使用します昇華装置にコールドトラップ入力を接続するチューブ。利用可能な場合、チューブがしっかりと金属クランプを使用して保護されていることを確認してください。 </li><li> 50ミリテスラ - 30の真空を提供するために、真空ポンプを使用してください。ポンプは、圧力平衡化のために少なくとも5分間実行を許可します。昇華装置のU-リング上の悪徳は、真空ポンプが原因で装置内の圧力の低下によりオン動作すると、再び締めなければならないことがあります。 注：非常真空計が実験中に真空の圧力を監視し、実験間で可能な限り最高の再現性を実現するために、圧力の漏れをテストするためにポンプに接続されていることが推奨されます。しかし、ほとんどのポンプは、従ってゲージは経験豊富なユーザのために必須ではないが、一定の圧力を維持するように設計されています。さらに、真空シールグリースは、真空圧を維持するために使用することができます。 </li></ol> 3.昇華<ol><li>砂浴の温度はSTABILを持っていることを確認してください140℃及び装置が接続されたすべてのチューブと砂浴上メタルOリングで固定され、真空がオンになっていること化されました。 </li><li> 7分間のタイマーを設定しますが、タイマーを起動しないでください。昇華のU-関節がよく金属Oリングを超えるまでゆっくりと昇華装置にシザーリフトや砂浴を上に上げます。この余分なスペースは、砂の上に装置の調整を可能にします。 <ol><li>素早く装置は、砂の上に均等に座っていることを確認するために、砂の表面を軽く昇華を押して、すぐにタイマーを起動します。 </li></ol></li><li>タイマーが鳴ったら、真空ポンプをオフにして、慎重に昇華はもはや砂浴に接触している金属Oリングにしっかりと座っているまで、シザーリフトを下げます。 <ol><li>ゆっくり装置内の圧力を解放するために、マイクロベントバルブを緩めます。昇華装置のゴム管の周りに金属クランプを緩め、ゆっくりチューブを緩め始めます。 ruの一回BBERチューブは残留圧力を逃がすために、1つの側にチューブを曲げ、少し緩めてきました。 </li><li>周囲圧力が戻るには、慎重に昇華装置からゴム管を削除します。 </li></ol></li><li>装置のUジョイントの悪徳を緩めて取り外します。慎重に昇華装置の2つの半分を分離し、内側のガラス製品の上からスライドをやってのけます。でも、行列の分布を確認するために、スライドを調べます。 注意：マトリックスが不均一である場合には、昇華の底に粉末化マトリックスを再配置することができ、または昇華装置は、次のスライドのための砂の中に再配置することができます。昇華プロセスは、しかし、マトリックスは、最終的に繰り返される熱暴露粉末の量より暗くなり、同じ行列を用いて数回繰り返すことができる昇華時間を補償するためにわずかに調整されなければならないように減少します。このため、マトリックスBEIの量を監視することが重要ですngがスライド間マトリックス沈着の一貫性を確保するために、各実験の後に昇華しました</li><li>昇華行列の分布と量が十分である場合、昇華を繰り返し第3節の内側に組織に新しいスライドをテープで固定します。 注：品質管理（QC）の目的のために、昇華マトリックスの量は、前に昇華した後、スライドを秤量し、スライド2の表面積を有する昇華マトリックスの重量を割ることによって、各実験後に測定することができ、それことに留意すべきですQCの完全定量化可能な手段とは対照的に、高精度のバランスが使用されていない限りによる4進ポイントを超えて最もスケールの精度の欠如とスケール間の変動に、これらの測定値は、最適なマトリックス沈着のためのガイドを使用するする必要があります（ 図を参照してください3）。 </li></ol> 4.組織保存/再水和<ol><li>昇華した後、店は密封容器や小さなCASSにスライド密封されたビニール袋でETTE。 </li><li> 2時間または一晩-20℃の冷凍庫内のスライドをインキュベートします。 注：凍結工程の目的は、マトリックスに組織物質の脱離のための再水和工程として作用することです。凍結プロセスは、C 12 -80℃で保存した場合、最大1週間脂質信号の劣化を防止することが示されています。この理由のために、試料を冷凍庫に保存されている時間の量を有意に（我々の研究室で観察されるように）信号検出を変更することなく、実験者のニーズに合わせてある程度変化させることができます。サンプルは-20℃でより長い24時間のために凍結されている場合しかし、我々は、マトリックスの一部変色に気づきました。したがって、我々はその時間の前に昇華した組織を画像化する、またはより長いインキュベーション期間のため-80℃で組織を保存することをお勧めします。 </li><li>冷凍庫（容器）からスライドを外し、5デシケーターに置く - 10分。 </li></ol> 5.イメージングおよびAnalysis <ol><li>デシケーターからスライドを削除し、撮像中MALDI機器の質量精度を確保するための機器の基準を適用します。標準のタイプは、計測に依存して変化します。規格は、一般的に（ 図3D）画像化されるべき組織を取り囲む、スライド全体に均等に適用されます。 </li><li> MALDI機器にスライドを挿入し、（計器法が1000のために最適化されるべきである - 2000質量範囲）イメージング実験のための製造元の指示に従ってください。代表的結果（ 図4）は、70ミクロンのラスターと20ショット/スペクトル（取得時間〜2時間）でリフレクトネガティブモードで取得しました。 </li></ol>

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	<li>Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublimation+as+a+method+of+matrix+application+for+mass+spectrometric+imaging.">Sublimation as a method of matrix application for mass spectrometric imaging.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 18, 1646-1652 (2007).</li><li>Thomas, A., Charbonneau, J. L., Fournaise, E., Chaurand, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublimation+of+new+matrix+candidates+for+high+spatial+resolution+imaging+mass+spectrometry+of+lipids:+enhanced+information+in+both+positive+and+negative+polarities+after+1,5-diaminonapthalene+deposition.">Sublimation of new matrix candidates for high spatial resolution imaging mass spectrometry of lipids: enhanced information in both positive and negative polarities after 1,5-diaminonapthalene deposition.</a> Anal. Chem. 84, 2048-2054 (2012).</li><li>Caughlin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+Expression+of+Simple+Ganglioside+Species+GM2+and+GM3+Detected+by+MALDI+Imaging+Mass+Spectrometry+in+a+Combined+Rat+Model+of+A&#946;+Toxicity+and+Stroke.">Increased Expression of Simple Ganglioside Species GM2 and GM3 Detected by MALDI Imaging Mass Spectrometry in a Combined Rat Model of A&#946; Toxicity and Stroke.</a> PLoS ONE. 10, 0130364 (2015).</li><li>Weishaupt, N., Caughlin, S., Yeung, K., Whitehead, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+Anatomical+Expression+of+Ganglioside+GM1+Species+Containing+d18:1+or+d20:1+Sphingosine+Detected+by+MALDI+Imaging+Mass+Spectrometry+in+Mature+Rat+Brain.">Differential Anatomical Expression of Ganglioside GM1 Species Containing d18:1 or d20:1 Sphingosine Detected by MALDI Imaging Mass Spectrometry in Mature Rat Brain.</a> Front Neuroanatomy. 9 (155), (2015).</li><li>Whitehead, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Mass+Spectrometry+Detection+of+Gangliosides+Species+in+the+Mouse+Brain+following+Transient+Focal+Cerebral+Ischemia+and+Long-Term+Recovery.">Imaging Mass Spectrometry Detection of Gangliosides Species in the Mouse Brain following Transient Focal Cerebral Ischemia and Long-Term Recovery.</a> PLoS ONE. 6 (6), 20808 (2011).</li><li>Fuchs, B., S&#252;&#223;, R., Schiller, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+update+of+MALDI-TOF+mass+spectrometry+in+lipid+research.">An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research.</a> Progress in Lipid Research. 49, 450-475 (2010).</li><li>Barcel&#243;-Coblijn, G., Fern&#225;ndez, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+spectrometry+coupled+to+imaging+techniques:+the+better+the+view+the+greater+the+challenge.">Mass spectrometry coupled to imaging techniques: the better the view the greater the challenge.</a> Front Physiol. 6 (3), 1-5 (2015).</li><li>Angel, P. M., Spraggins, J. M., Baldwin, H. S., Caprioli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+sensitivity+for+high+spatial+resolution+lipid+analysis+by+negative+ion+mode+matrix+assisted+laser+desorption+ionization+imaging+mass+spectrometry.">Enhanced sensitivity for high spatial resolution lipid analysis by negative ion mode matrix assisted laser desorption ionization imaging mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 84, 1557-1564 (2012).</li><li>Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MALDI+imaging+of+lipids+after+matrix+sublimation/deposition.">MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).</li><li>Jaskolla, T. W., Karas, M., Roth, U., Steinert, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+vacuum+sublimed+matrices+and+conventional+dried+droplet+preparation+in+MALDI-TOF+mass+spectrometry.">Comparison between vacuum sublimed matrices and conventional dried droplet preparation in MALDI-TOF mass spectrometry.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 20, 1104-1115 (2009).</li><li>O'Rourke, M. B., Raymond, B. B., Djordjevic, S. P., Padula, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+cost-effective+method+for+the+analysis+of+fresh+frozen+tissue+sections+via+matrix-assisted+laser+desorption/ionisation+imaging+mass+spectrometry.">A versatile cost-effective method for the analysis of fresh frozen tissue sections via matrix-assisted laser desorption/ionisation imaging mass spectrometry.</a> Rapid Commun. Mass Spectrom. 29, 637-644 (2015).</li><li>Patterson, N. H., Thomas, A., Chaurand, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+time-dependent+degradation+of+phospholipids+in+sectioned+tissues+by+MALDI+imaging+mass+spectrometry.">Monitoring time-dependent degradation of phospholipids in sectioned tissues by MALDI imaging mass spectrometry.</a> J Mass Spectrom. 49, 622-627 (2014).</li><li>Cheng, H., Sun, G., Yang, K., Gross, R. W., Han, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+desorption/ionization+of+sulfatides+by+MALDI-MS+facilitated+using+9-aminoacridine+as+matrix.">Selective desorption/ionization of sulfatides by MALDI-MS facilitated using 9-aminoacridine as matrix.</a> J. Lipid Res. 51, 1599-1609 (2010).</li><li>Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solvent-free+matrix+dry-coating+for+MALDI+imaging+of+phospholipids.">Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).</li><li>Chaurand, P., Cornett, D., Angel, P., Caprioli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Whole-body+Sections+Down+to+Cellular+Level,+Multiscale+Imaging+of+Phospholipids+by+MALDI+Mass+Spectrometry.">From Whole-body Sections Down to Cellular Level, Multiscale Imaging of Phospholipids by MALDI Mass Spectrometry.</a> Mol Cell Proteomics. 10, (2011).</li><li>Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Matrix+pre-coated+MALDI+MS+targets+for+small+molecule+imaging+in+tissues.">Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).</li><li>Yang, J., Caprioli, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Matrix+precoated+targets+for+direct+lipid+analysis+and+imaging+of+tissue.">Matrix precoated targets for direct lipid analysis and imaging of tissue.</a> Anal. Chem. 85, 2907-2912 (2013).</li><li>Gemperline, E., Rawson, S., Li, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+and+comparison+of+multiple+MALDI+matrix+application+methods+for+small+molecule+mass+spectrometric+imaging.">Optimization and comparison of multiple MALDI matrix application methods for small molecule mass spectrometric imaging.</a> Anal. Chem. 86, 10030-10035 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

この作品は、MALDI IMS実験におけるガングリオシド、のような負に荷電した脂質の検出のための組織上にマトリクス昇華の標準化されたプロトコルを詳述します。 MALDI IMSのためのサンプル調製は非常に可変であり、目的の分析物のユニークな特性に合わせてカスタマイズする必要があります。組織サンプル表面上へのマトリックスの適用は、IMSにおける結果の品質に関して、サンプル調製プロセスの重要な側面です。行列は、対象の分析物と互換性があり、スペクトルにおけるマトリックス由来の成果物がないことを保証し、行列を選択する際に特に注意を払うべきです。昇華は、組織上の脂質のほとんど非局在化とマトリックス結晶均質性の高い学位を提供乾燥マトリックス堆積技術です。特にDANマトリックスは、ラット脳に示されているように、負に帯電した膜脂質の群の脱着のための感度の高い程度は、ガングリオシドと呼ばれる示しますセクション、およびイメージングアプリケーションの大部分との互換性を考慮して、長期間にわたって真空下で安定しています。 DANマトリックスはまた、正に荷電した脂質種に対して高い親和性を有し、従って、MALDI IMSアプリケーション2のために、この行列の多様性を増加させる付加的な利点を有しています。また、このIMSプロトコルを使用する場合、リン脂質を含む多数の脂質種が、同時に検出することができることに留意すべきです。 9他の一般的に使用されるマトリックスと比較して、DAN行列の特性の徹底的な検査は、以前に2を公開されています。 DANを用いた高分解能イメージングのための機能と同様に調べた他のマトリックスと比較して、この記事では、著者らは、負イオンモードでのDANマトリックスの増加した感度を強調表示します。 DANマトリックスは負極性イオンの最高の全体的な性能を有することが見出されました。興味深いことに、それはEQUAを行いましたLLYも正極性イオンのため。負極性のイオンに対して高い親和性を示した他の一般的なマトリックスは、DHA、DHB、および9-AAを含みます。マトリックスとしてのDHAの効率は、大部分の画像化アプリケーション2のため、それは非現実的になり、真空下での低い安定性により制限されます。 DHBマトリックス13に比べてネガティブモードで950質量範囲- 9-AAは、低バックグラウンドノイズと750におけるスルファチド信号の実証された濃縮を生成するという利点を有します。 DHBはポジティブモードで非常に有効であることが示されているが、DANマトリックス2と比較してより低い負極性のイオンシグナルを生じます。 DHB 2に比べ- DANマトリックスはまた、より低い質量範囲では負イオンモードで増加感度（950 650）を実証しました。さらに、DHBがダ2 750までの負イオンモードで有意なマトリックスクラスターを形成することができることが報告されています。 らによって記載されています。 、ここで接地マトリックスは微細なふるいを通過し、試料表面上に堆積されます。著者らは、湿ったマトリックス手動スプレー技術へのマトリックスの沈着のこの乾式法を比較し、それらが450中のリン脂質のための同等の信号を与えたことがわかった- 1200質量範囲14。ある研究では、しかし、著者らは二つの技術は、画像の解像度やイオン信号収率15で比較する方法についてはコメントしなかったが、リン脂質の発現を調べるために篩で昇華し、乾燥塗膜の両方を使用していました。 適用可能性の最も広い可能な範囲を確保するために、提示されるプロトコルは、MALDI IMSの新規およびより専門的なユーザが脂質撮像用途の多種多様な再現性の高い結果を達成することを可能にする基本的なワークフローでした。しかし、昇華プロトコルはuniquを満たすように修正することができます実験の電子事情。例えば、昇華により提供される微細なマトリックス結晶沈着は、組織をマウントする前に、マトリックスとのプレコーティングスライド/プレートによって試料調製の順序を逆にするオプションを可能にします。マトリックスは、予め導電性表面上に昇華依然として脂質検出16、17のために高感度を維持しながら試料調製時間後に切片を低減後の使用のために暗い環境下で保存することができます。脂質の検出のための信号を増強するために、このプロトコルに加えることができる他の修飾は、ギ酸アンモニウム8と2分の洗浄です。 昇華は、より小さく、より均質なマトリックス結晶析出1とほとんどの湿式成膜技術の欠点の多くを回避することができるが、そのように、自動化された噴霧器と比較して分析物の非局在化、および低コストの減少サンプル調製プロセス中、Me変動が避けられません。昇華の場合は、別の実験からのわずかな違いを引き起こす可能性があり、私たちの研究室で観察されている以下のものを含むことができるいくつかの要因があります。砂の上に昇華装置の位置の違いがある場合もあります。バックツーバックいくつかの昇華実験を実行する場合、砂浴中で砂は砂浴全体に熱の分散に影響を与えることができ、その位置を移動し始める可能性があります。昇華の各ラウンドの前に砂を平らにしても均一な温度に戻るには時間がかかる場合があります変位した砂のように熱の分散を変更することができます。昇華時間は、砂浴中で砂のシフトを補償するために、各ラウンドの間にわずかに調整されなければなりません。あるいは、油浴の使用は、より均一な熱分散をもたらし得ます。 第二に、昇華の下部にあるマトリックスの量は変えることができます。 DANマトリXは、塊状の灰色の外観を有し、大きなクラスターを形成する傾向があります。これらのクラスタは、手動で分割され、昇華の底部に配置されたが、完全になくすことはできないことができます。行列の大規模なクラスタは、加熱して昇華の最終製品に影響を与えることができる小さな部分よりも昇華に時間がかかります。 昇華装置上の真空出力は、別の重要な要因です。最もsublimatorsは、チューブは、昇華中に真空ポンプに接続するように取り付けられ、その上に単一の真空出力で作られています。圧力は、装置の側面に規制されているため、より多くの真空出力の側上に堆積されて、マトリックス沈着のわずかな凹凸があってもよいです。これは、いくらかの砂における装置の位置のいずれかをシフトすることによって、昇華の底部における行列の位置、または凝縮器のスライド/プレートの位置を変更することによって補償することができます。これらの事実ORSは、昇華法の主な欠点であり、このためには、その時間は、これらの変数を補償するように調整することができるように、実験サンプルを実行する前に昇華プロセスを通して試験スライドを実行することが重要です。 昇華の他の報告された欠点は、より高い質量分析物の検出が不十分な検体抽出および/またはマトリックスと混合することにより制限されることです。昇華後の再水和の段階では、この問題を回避するために、これらのより高い質量分析物を引き出すことができます。これは、典型的には、湿度チャンバ18を使用して達成されます。しかし、このプロトコルでは、凍結工程は、同じ目的を達成し、昇華した後に追加されます。 MALDI機器内に挿入する前に、サンプルの凍結と（デシケーター中）、その後の解凍は、TIを維持しながら、一時的に高い質量の脂質の抽出を可能にするために、サンプルを再水和試料表面に形成するために結露が発生します解析12、17用ssue。 全体的に、昇華はMALDI IMS実験中の脂質を検出するためのマトリックス・アプリケーションの高感度かつ費用効果的な方法です。私たちは、マトリックス沈着のための昇華法4にエアスプレー法3を使用してからずれたときに実際に、私たちのグループは、IMSの結果に大幅な改善に気づきました。本プロトコルは、脂質イメージングアプリケーションの数に適切であるが、実験者のニーズに合わせて変更することができます。

マトリックス支援レーザー脱離/イオン化（MALDI）イメージングマススペクトロメトリー（IMS）は、高度にそのまま試料表面全体の脂質の空間分布の可視化のための技術、ペプチドおよびタンパク質引っ張りだこになってきています。 MALDI IMSは、予め予備精製分析物のための分析技術として知られていたが、近年では、理由なしに、高解像度の視覚的/解剖学的基準点と質量分析の精度を結合する能力の他の多くの分野で注目されています任意の外部標識のために必要。この技術を利用する研究の科学的プールが成長し続けるにつれて、IMS実験の開発および最適化を支援するための標準化され、簡単に従うプロトコルの増加が必要です。ガングリオシド、中枢神経系に非常に豊富な膜脂質の群、膜内に埋め込まれたそれらの場所、としてMALDI IMS実験のための理想的であるが、特定の具体を作ります従来の免疫標識を用いて検出することは不可能エス。さらに、我々は、細胞シグナル伝達の調節因子として機能するこれらの脂質は、とりわけ、脳損傷3、4、5後に変更された健康な齧歯類脳における固有の解剖学的分布パターンを有することを、MALDI IMSを使用して、示されています。ガングリオシドは、ほとんどの脂質種と比較してより高い質量範囲にあり、したがって、MALDIイメージングプラットフォームに最適されています。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/55254/55254fig1.jpg" /> 図1：MALDI IMS実験のワークフロー。昇華を使用して、MALDI IMS実験の一般的なワークフローの図。 -80℃で凍結した組織は、クライオスタットに区分され、10μmの切片は、解凍は、導電性のITOスライド上にマウントされています。次いで、スライドを昇華するまでデシケーター中に置かれています。 SLIDESは、昇華装置内に挿入され、マトリックスの均一な層は、組織試料の表面に塗布されます。次いで、試料を10分間デシケーター中に入れ、-20℃の冷凍庫で一晩凍結されています。基準が適用された後、サンプルは、レーザーをイオン化するためにマトリックスに脱離した分子を引き起こす組織を横切って向けられているMALDI機器に挿入されます。イオンは、フライトチューブを下に移動し、彼らは検出器に到達するまで、その質量（飛行時間型/ TOF）に基づいて分離します。所定の質量対電荷（m / z）範囲内の検体のイオン豊富な情報を、分子画像とマススペクトルの両方として表示されます。このデータは、撮像された組織内の関心のある検体のイオン存在量を視覚化し、定量化の両方に使用することができます。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55254/55254fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 試料調製プロセスの各ステップは、目的の分析物に合わせてカスタマイズされなければならないようMALDI IMSのための非常に可変です。 MALDIベースの実験の決定的な特徴は、分析前に試料表面上に堆積マトリックスコーティングを使用することです。アブレーションプロセスの間にレーザからの放射エネルギーを吸収し、転写の役割に加えて、マトリックスは、それによって関心6,7の化合物の分析を容易にする、試料からの種々の分析物を分離するのに役立ちます。試料表面にマトリックスの均質な適用は、サンプル調製プロセスにおける最も重要な工程です。不適切なマトリックス沈着は、大規模な異種のマトリックス結晶形成や工芸品の開発、低イオン信号、および再現性が悪い7につながることができます。 原因特定の検体を分離するために、特定の行列の親和性に、マトリックスの種類は、実験のために選択することができます大幅に結果を変えます。タンパク質およびペプチドの画像化に使用されるマトリックスは、多くの場合、画像化脂質のために使用されるものとは異なる処理が正常組織からの信号を検出するために、そのような洗浄及び再水和の工程などの追加の手順を必要とすることにより、さらに複雑です。洗浄工程は、脂質シグナル8の増強のために存在するが、それらはほとんどの脂質種の検出のための前提条件ではありません。脂質イメージング実験のためのマトリックスを選択するとき、適切な基質の範囲が狭くなります。このような目的の脂質の極性を考慮することが重要です。例えば、ガングリオシドは、それらを全体的に負極性を与えるシアル酸残基が含まれています。効果的に脱着および組織からのガングリオシドをイオン化することができます行列の数があります。しかし、このような真空下での行列のスペクトルと安定性のマトリックス由来のピークのような要因が考慮の下で撮影する必要があります。 1,5- diaminonapthalene（DAN）マトリックスは、画像処理アプリケーションの大部分のための機器真空条件下で十分に安定であり、脂質の脱離のための高感度を示した正および負のイオンモード2の両方における脂質の分析のために使用することができます。このようなジヒドロキシ安息香酸（DHB）、9-アミノアクリジン（9-AA）、及び5-クロロ-2-メルカプトベンゾチアゾール（CMBT）のような他の負の脂質親和性マトリックスと比較した場合、DANマトリックスは、最も効率的にラット脳のガングリオシドを脱着することができました負イオンモード（原稿準備中）で組織。 マトリックス沈着の適切な方法を選択すると、マトリックス自体を選択することに等しく重要です。液体は、追加を可能にするために、試料を透過などの固体マトリックスは、有機溶媒に溶解し、空気圧によって堆積またはスプレーまたはスポッターを自動化された湿ったマトリックス沈着法は、タンパク質およびペプチドの脱離のために特に有効ですマトリックスを有する化合物と共結晶化のction。これらの技術は、脂質アプリケーション、検体の非局在化と不均一なマトリックス結晶形成のためにも使用することができるが、特に組織2,9において、溶媒中の脂質の高い存在量及び溶解度に起因する一般的な出来事です。脂質は容易に組織からイオン化されているため、例えば、昇華などの乾燥マトリックス堆積技術は、単純に提供これらの技法の欠点の多くを回避しながら、噴霧器への効果的な代替手段を要します。 MALDI IMS実験における昇華の成功は、このようなマトリックス-検体結合増加マトリックス純度、湿式マトリクス技術1、10と比較して増加した再現性をもたらす均一なマトリックス沈着のための表面積を増大させる微結晶マトリックスの形態などの機能に起因します。 昇華invo直ちに組織試料表面上に堆積する粉末マトリックスの気相転移を固体で得冷却試料表面下の真空下で粉末化マトリックスを加熱LVES。昇華中、マトリックス沈着は、時間、温度、および再現性の高い結果を提供するための圧力として変化要因によって制御することができます。単一昇華実験を廃棄する前に数回再使用することができる選択されたマトリックスのタイプに応じて5〜20分にかかります。この装置は、自動化された噴霧器の価格のほんの一部で商業的に購入することができ、容易にクリーニングやメンテナンスのために解体されます。低コストで、この行列の堆積技術の相対的なシンプルさが始まるまたはMALDI IMSにおける脂質イメージング用途に拡張する研究者に最適です。 IMSのための組織の昇華のためのプロトコルの詳細情報11が報告されているが、いくつかの標準化されたプロトコルは、Wが存在しますHICH、それが困難な大規模な試行錯誤することなく、技術を確立すること、負イオンモードで高質量の脂質を撮像するための昇華実験を行うことに伴う基本的なワークフローに焦点を当てます。以下は、ガングリオシドの高分解能イメージングおよび検出のために、ラットの脳切片上にDAN行列の昇華のためにそのギャップを埋めることを目指した実験のプロトコルです。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/55254/55254fig2.jpg" /> 図2：昇華装置。写真（A）及び昇華装置の概略図（B）。真空ポンプは、エタノール300mlを充填した冷却トラップにゴム管により接続されています。コールドトラップは、その後、昇華装置にゴム管により接続されています。装置は、金属Uジョイントと共に密封されているガラス製品の二つの別個の片から構成されています。昇華の上半分氷のスラッシュが充填されているコンデンサーが含まれています。サンプルプレートは、密閉ガラス装置内のコンデンサーの底部上にテープ止めされています。昇華装置の下半分は、均等にサンプルプレートに面して広がる、DAN行列が含まれています。昇華中、ガラス装置は、直接下にホットプレートにより140℃に加熱した砂浴上に配置されます。温度プローブは、実験用の設定温度に比べて砂浴温度のフィードバックを通じて昇華実験を通して安定した温度を維持するのに役立ちます。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55254/55254fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sublimator</td>
			<td>Chemglass Life Sciences</td>
			<td>CG3038-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1,5- Diaminonapthalene (DAN) matrix</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D21200&#160;</td>
			<td>100 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>CryoStar NX50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate with temperature feedback</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>HP88857290</td>
			<td>Isotemp ADVD 7x7 HP 100-120v</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Jack</td>
			<td>Thermo-Fisher Scientific</td>
			<td>2216479</td>
			<td>10x10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cold Trap</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom built on site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Pump</td>
			<td>Franklin Electric</td>
			<td>1102180403</td>
			<td>Savant VP100 Two Stage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Indium-tin-oxide (ITO) Slides</td>
			<td>Hudson Surface Technology</td>
			<td>PSI 1111000</td>
			<td>type II, 1.1mm/25 each</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MALDI TOF/TOF 5800 Instrument</td>
			<td>AB Sciex</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desiccator</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2797</td>
			<td>tabletop desiccator</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sublimation of dan matrix for the detection and visualization of gangliosides in rat brain tissue for maldi imaging mass spectrometry

試料調製は、マトリックス支援レーザー脱離/イオン化（MALDI）イメージング質量分析（IMS）の実験で最適な検出および分析物の可視化のための鍵です。各ステップは、目的の分析物の固有の特性に適合するように最適化されなければならないように、サンプル調製プロセスの全体にわたって追従するように適切なプロトコルを決定することは困難であり得ます。このプロセスは、効率的に目的の分子を脱着およびイオン化することができる互換性のマトリックスを求めるだけでなく、適切なマトリックス沈着技術を選択するだけでなく、を含みます。乾燥マトリックス沈着技術は、脂質のイオン化のために特に有効である一方で、例えば、溶媒中でマトリックスを溶解伴う湿式マトリックス沈着技術は、ほとんどのタンパク質およびペプチドの脱離のために優れています。昇華が原因homogeneiにMALDI IMSによる組織における脂質の検出のための乾燥マトリックス沈着の非常に効率的な方法として報告されています多くの湿式堆積方法1,2と比較して、マトリックス結晶沈着および最小の検体非局在化のTY。広義には、それは冷たい表面に押し付けサンプルと真空封止チャンバ内の試料と粉末マトリックスを配置することを含みます。装置を冷却し、組織試料表面上に粉末マトリックスの昇華の結果、加熱された浴（砂または油）に低下します。ここでは、MALDI IMSを使用して、ラット脳におけるガングリオシドの検出と可視化のための1,5-ジアミノナフタレン（DAN）行列を用いて昇華プロトコルを記述します。

昇華実験の完了時に、ガラス装置の2つの半分は、凝縮器にテープ、ドラフト及びスライドに分離された（ 図3A）を除去することができます。この時点で、スライドは、温度、不均一なマトリックス分布と時間について試験されるべき、または砂浴内装置の配置は、次のスライドのために調整されなければなりません。成功したDANの昇華実験は、組織の解剖学的特徴を明確に可視化することができ、スライドガラス上にマトリックスの量は、組織上の量に類似しているスライドの表面に沿ってグレー/ブラウンマトリックスの均一なコーティングをもたらすであろう（ 図3B）。あまりにも多くのマトリックスが組織に昇華されている場合たとえば、マトリックスの厚さは、組織の機能をカバーするだけの一般的な形状が識別可能になります。少なすぎるマトリックスが昇華する場合は、組織は、HA意志スライド（ 図3C）の残りの部分よりも暗い外観VEの。どちらも多すぎると少なすぎるマトリックスは、MALDI楽器で劣悪な信号になります。品質管理の目的で、Thomasら。スライド上に堆積されたマトリックスの量を秤量し、スライドの表面領域によって量を割りました。彼らは、DAN（110μgの/ cm 2で）2を含むいくつかの行列に対してマトリックス沈着の最適量を報告しました。ほとんどの残高は、このような結果を再現するために必要な精度を欠いているが、我々は、QCのこの方法を試みてきました。しかしながら、可変性の高い程度に、我々は、機器内の信号検出により決定されるようなDANマトリックスで失敗昇華実験に対して成功関連することが見出さマトリックス沈着の適切な範囲を助言することができます。 140以上のμgの/ cm 2での測定があった以下を100μg/ cm 2での行列の測定は、「少なすぎる」マトリックス条件と関連していました「あまり」に関連付けられています。 100および140μgの/ cm 2の間にマトリックス沈着は、DANマトリックスと画像化のために最適な量であることが見出されました。較正標準は、検出されたIMS信号（ 図3D）の質量精度を確保するために、組織サンプルの周りをスライドガラス上に適用されるべきです MALDI IMS実験では、分子の画像は、所定の質量範囲で存在することができる任意の未知の種と一緒に目的の分析物の空間分布の可視化を可能にします。この実験におけるガングリオシドの分子画像は、ラット脳（ 図4A）の皮質と皮質下の地域でいくつかのガングリオシド種の解剖学的分布を示すために、ImageJソフトウェアを使用して重層しました。脳内で最も豊富なガングリオシドは、Aシリーズの種GD1aとGM1であるだけでなく、すべての間で見つけることができガングリオシドGM2とGM3が含まれています1,000〜2,000のm / zの質量範囲、最も一般的な脳の脂質よりも高い質量範囲、スペクトル（ 図4B）に沿って識別することが、これらのガングリオシドを容易にします。各ガングリオシド種のイオン存在量は同じ画像内のガングリオシド種で半定量化の違いや変化に使用することができます。スキャン比較を半定量的であると考えられている間に試料調製の変動の一定量は、IMSに避けることができないからです。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/55254/55254fig3.jpg" /> 3. DAN昇華図。ラットの脳組織上のDAN行列の昇華の代表的な結果。 （A）は、昇華が完了すると、装置の2つの半分を分離し、スライドを凝縮器から除去されます。 （B）DANマトリックスは、高度のreprを可能にするために、スライドの表面上の複数のラット脳組織切片全体に均等に広がりますoducible結果（100〜 - 150μgの/ cm 2で）。 （C）（左- &lt;90μgの/ cm 2で）またはあまりにも多くのマトリックス（右- &gt;あまりにも少ない行列失敗した昇華実験の例を150μg/ cm 2で）を堆積させました。あまりにも多くのマトリックスは、レーザーは、低イオン検出の結果、取得時に組織に浸透することはできませんしながら、あまりにも少し行列は、検体の不十分な脱離になります。 （D）DAN行列とキャリブレーション標準が適用されて昇華したラットの脳組織切片を含むスライドは、イメージングのためのMALDI機器に挿入するための準備ができています。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55254/55254fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/55254/55254fig4.jpg" /> 図ラット脳におけるガングリオシドの4 MALDI IMS。 Representativ電子MALDI IMS分子像とDANマトリックスと昇華後のラット脳におけるガングリオシドの質量スペクトル。分子画像は、スペクトル内の複数のガングリオシド種の複合重ねて脳全体ガングリオシド種のユニークな解剖学的分布を示すために、イメージJソフトウェアを使用して疑似カラーされます。種GM1d18：1（赤、質量〜1547 Da）で、GM1d20：1（緑、質量〜1573 Da）で、GM3d18：1（ブルー、質量〜1178ダ）、およびGM3d20：1（ティール、質量〜1207ダ）されています表現。 2000質量範囲 - 質量スペクトルは千内の検体のイオン存在量を表示します。主要なAシリーズのガングリオシドは、スペクトルに沿って標識されています。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55254/55254fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Sublimation of DAN Matrix for the Detection and Visualization of Gangliosides in Rat Brain Tissue for MALDI Imaging Mass Spectrometry

A protocol for the sublimation of DAN matrix onto rat brain tissue for the detection of gangliosides using MALDI Imaging Mass Spectrometry is presented.

MALDIイメージングマススペクトロメトリーのためのラット脳組織におけるガングリオシドの検出と可視化のためのDANマトリックスの昇華

Sample preparation is key for optimal detection and visualization of analytes in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization (MALDI) Imaging Mass ...

sublimation-dan-matrix-for-detection-visualization-gangliosides-rat

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.7K ビュー.  The University of Western Ontario. A protocol for the sublimation of DAN matrix onto rat brain tissue for the detection of gangliosides using MALDI Imaging Mass Spectrometry is presented.

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Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

神経科学

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

大人のラットの特定の脳領域の興奮毒性病変に対する定位手術

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

脳組織の慢性Optogenetic刺激のための光ファイバ注入

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

ラット中枢神経系および末梢リンパ節の組織切片での免疫組織化学的解析

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

A Dual Tracer PET-MRI Protocol for the Quantitative Measure of Regional Brain Energy Substrates Uptake in the Rat

We present a method for comparing the uptake of the brain&#39;s two key energy substrates: glucose and ketones (acetoacetate [AcAc] in this case) in the rat. The developed method is a small-animal positron emission tomography (PET) protocol, in which&#160;11C-AcAc and 18F-fluorodeoxyglucose (18F-FDG) are injected sequentially in each animal. This dual tracer PET acquisition is possible because of the short half-life of 11C (20.4 min). The rats also undergo a magnetic resonance imaging (MRI) acquisition seven days before the PET protocol. Prior to image analysis, PET and MRI images are coregistered to allow the measurement of regional cerebral uptake (cortex, hippocampus, striatum, and cerebellum). A quantitative measure of 11C-AcAc and 18F-FDG brain uptake (cerebral metabolic rate; &#956;mol/100 g/min) is determined by kinetic modeling using the image-derived input function (IDIF) method. Our new dual tracer PET protocol is robust and flexible; the two tracers used can be replaced by different radiotracers to evaluate other processes in the brain. Moreover, our protocol is applicable to the study of brain fuel supply in multiple conditions such as normal aging and neurodegenerative pathologies such as Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s diseases.

Small-animal positron emission tomography enables the assessment of the brain&#39;s two main energy substrates:&#160;glucose and ketones. In the present method, 11C-acetoacetate and 18F-fluorodeoxyglucose are injected sequentially in each animal, and their uptake is measured quantitatively in specific brain regions determined from the magnetic resonance images.

We present a method for comparing the uptake of the brain&#39;s two key energy substrates: glucose and ketones (acetoacetate [AcAc] in this case) in the ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

発生中のマウス胚性皮質における有糸分裂のライブイメージング

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

Non-invasive Parenchymal, Vascular and Metabolic High-frequency Ultrasound and Photoacoustic Rat Deep Brain Imaging

Photoacoustics and high frequency ultrasound stands out as powerful tools for neurobiological applications enabling high-resolution imaging on the central nervous system of small animals. However, transdermal and transcranial neuroimaging is frequently affected by low sensitivity, image aberrations and loss of space resolution, requiring scalp or even skull removal before imaging. To overcome this challenge, a new protocol is presented to gain significant insights in brain hemodynamics by photoacoustic and high-frequency ultrasounds imaging with the animal skin and skull intact. The procedure relies on the passage of ultrasound (US) waves and laser directly through the fissures that are naturally present on the animal cranium. By juxtaposing the imaging transducer device exactly in correspondence to these selected areas where the skull has a reduced thickness or is totally absent, one can acquire high quality deep images and explore internal brain regions that are usually difficult to anatomically or functionally describe without an invasive approach. By applying this experimental procedure, significant data can be collected in both sonic and optoacoustic modalities, enabling to image the parenchymal and the vascular anatomy far below the head surface. Deep brain features such as parenchymal convolutions and fissures separating the lobes were clearly visible. Moreover, the configuration of large and small blood vessels was imaged at several millimeters of depth, and precise information were collected about blood fluxes, vascular stream velocities and the hemoglobin chemical state. This repertoire of data could be crucial in several research contests, ranging from brain vascular disease studies to experimental techniques involving the systemic administration of exogenous chemicals or other objects endowed with imaging contrast enhancement properties. In conclusion, thanks to the presented protocol, the US and PA techniques become an attractive noninvasive performance-competitive means for cortical and internal brain imaging, retaining a significant potential in many neurologic fields.

The present work describes a new protocol to perform non-invasive high-frequency ultrasound and photoacoustic based imaging on rat brain, to efficiently visualize deep subcortical regions and their vascular patterns by directing signals on skull foramina naturally present on animal cranium.

非侵襲的実質細胞、血管および代謝高周波超音波および光音響ラット脳深部イメージング

Photoacoustics and high frequency ultrasound stands out as powerful tools for neurobiological applications enabling high-resolution imaging on the central ...

Visualization of Amyloid &#946; Deposits in the Human Brain with Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry

The neuropathology of Alzheimer&#39;s disease (AD) is characterized by the accumulation and aggregation of amyloid &#946; (A&#946;) peptides into extracellular plaques of the brain. The A&#946; peptides, composed of 40 amino acids, are generated from amyloid precursor proteins (APP) by &#946;- and &#947;-secretases. A&#946; is deposited not only in cerebral parenchyma but also in leptomeningeal and cerebral vessel walls, known as cerebral amyloid angiopathy (CAA). While a variety of A&#946; peptides were identified, the detailed production and distribution of individual A&#946; peptides in pathological tissues of AD and CAA have not been fully addressed. Here, we develop a protocol of matrix-assisted laser desorption/ionization-based imaging mass spectrometry (MALDI-IMS) on human autopsy brain tissues to obtain comprehensive protein mapping. For this purpose, human cortical specimens were obtained from the Brain Bank at the Tokyo Metropolitan Institute of Gerontology. Frozen cryosections are cut and transferred to indium-tin-oxide (ITO)-coated glass slides. Spectra are acquired using the MALDI system with a spatial resolution up to 20 &#181;m. Sinapinic acid (SA) is uniformly deposited on the slide using either an automatic or a manual sprayer. With the current technical advantages of MALDI-IMS, a typical data set of various A&#946; species within the same sections of human autopsied brains can be obtained without specific probes. Furthermore, high-resolution (20 &#181;m) imaging of an AD brain and severe CAA sample clearly shows that A&#946;1-36 to A&#946;1-41 were deposited into leptomeningeal vessels, while A&#946;1-42 and A&#946;1-43 were deposited in cerebral parenchyma as senile plaque (SP). It is feasible to adopt MALDI-IMS as a standard approach in combination with clinical, genetic, and pathological observations in understanding the pathology of AD, CAA, and other neurological diseases based on the current strategy.

Molecular imaging with matrix-assisted laser desorption/ionization-based imaging mass spectrometry (MALDI-IMS) allows the simultaneous mapping of multiple analytes in biological samples. Here, we present a protocol for the detection and visualization of amyloid &#946; protein on brain tissues of Alzheimer&#39;s disease and cerebral amyloid angiopathy samples using MALDI-IMS.

マトリックス支援レーザー脱離イオン化質量顕微鏡を用いたひと脳のアミロイド β の堆積物の可視化

The neuropathology of Alzheimer&#39;s disease (AD) is characterized by the accumulation and aggregation of amyloid &#946; (A&#946;) peptides into ...

Light-Induced Molecular Adsorption of Proteins Using the PRIMO System for Micro-Patterning to Study Cell Responses to Extracellular Matrix Proteins

Cells sense a variety of extracellular cues, including the composition and geometry of the extracellular matrix, which is synthesized and remodeled by the cells themselves. Here, we present the method of Light-Induced Molecular Adsorption of Proteins (LIMAP) using the PRIMO system as a patterning technique to produce micro-patterned extracellular matrix (ECM) substrates using a single or combination of proteins. The method enables printing of ECM patterns in micron resolution with excellent reproducibility. We provide a step-by-step protocol and demonstrate how this can be applied to study the processes of neuronal pathfinding. LIMAP has significant advantages over existing micro-printing methods in terms of the ease of patterning more than one component and the ability to generate a pattern with any geometry or gradient. The protocol can easily be adapted to study the contribution of almost any chemical component towards cell fate and cell behavior. Finally, we discuss common issues that can arise and how these can be avoided.

Our overall aim is to understand how cells sense extracellular cues that lead to directed axonal growth. Here, we describe the methodology of Light-Induced Molecular Adsorption of Proteins, used to produce defined micro-patterns of extracellular matrix components in order to study specific events that govern axon outgrowth and pathfinding.

細胞外マトリックスタンパク質に対する細胞応答を研究するためのマイクロパターニングのためのPRIMOシステムを用いてタンパク質の光誘導分子吸着

Cells sense a variety of extracellular cues, including the composition and geometry of the extracellular matrix, which is synthesized and remodeled by the ...

Labeling and Imaging of Amyloid Plaques in Brain Tissue Using the Natural Polyphenol Curcumin

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). Therefore, detection of the presence of A&#946; in AD brain tissue is a valuable tool for developing new treatments to prevent the progression of AD. Several classical amyloid binding dyes, fluorochrome, imaging probes, and A&#946;-specific antibodies have been used to detect A&#946; histochemically in AD brain tissue. Use of these compounds for A&#946; detection is costly and time consuming. However, because of its intense fluorescent activity, high-affinity, and specificity for A&#946;, as well as structural similarities with traditional amyloid binding dyes, curcumin (Cur) is a promising candidate for labeling and imaging of A&#946; plaques in postmortem brain tissue. It is a natural polyphenol from the herb Curcuma longa. In the present study, Cur was used to histochemically label A&#946; plaques from both a genetic mouse model of 5x familial Alzheimer&#39;s disease (5xFAD) and from human AD tissue within a minute. The labeling capability of Cur was compared to conventional amyloid binding dyes, such as thioflavin-S (Thio-S), Congo red (CR), and Fluoro-jade C (FJC), as well as A&#946;-specific antibodies (6E10 and A11). We observed that Cur is the most inexpensive and quickest way to label and image A&#946; plaques when compared to these conventional dyes and is comparable to A&#946;-specific antibodies. In addition, Cur binds with most A&#946; species, such as oligomers and fibrils. Therefore, Cur could be used as the most cost-effective, simple, and quick fluorochrome detection agent for A&#946; plaques.

Curcumin is an ideal fluorophore for labeling and imaging of amyloid beta protein plaques in brain tissue due to its preferential binding to amyloid beta protein as well as its structural similarities with other traditional amyloid binding dyes. It can be used to label and image amyloid beta protein plaques more efficiently and inexpensively than traditional methods.

天然ポリフェノールクルクミンを用いた脳組織におけるアミロイドプラークの標識とイメージング

Deposition of amyloid beta protein (A&#946;) in extra- and intracellular spaces is one of the hallmark pathologies of Alzheimer&#39;s disease (AD). ...