この作品は、国立衛生研究所健康補助金 Praveen Thumbikat (NIDDK R01 DK094898)、Sarki Abdulkadir (NCI R01 CA167966、NCI R01 CA123484 NCI P50 CA180995)、ジョナサン ・ アンカー (NCI F30 CA203472) によって支えられました。

すべてのこのプロトコルに記載されている動物のプロシージャが倫理規程と適切な大学機関動物ケアの承認および使用委員会 (IACUC) に準拠して実行されます。
1. 手術材料やがん細胞の調製
<ol><li>前にオートクレーブ ミクロ解剖はさみ、グレーフェ ピンセット、グレーフェ組織鉗子針縫合カッター ホルダー外科の日とカーテンの適切な番号。酸化エチレンガス (図 1) で 50 μ L のシリンジと 28 ゲージ針を消毒します。</li>
	<li>手術、Myc キャップ細胞 10% 牛胎児血清 (FBS) と 37 ° C 5% CO2インキュベーターで 1% ペニシリン/ストレプトマイシン (P/S) 補われる RPMI で 10 cm 皿の前日。発光や蛍光腫瘍監視、適切なベクトルで 293 t 細胞を transfect、その後 0.45 μ m のフィルター レンチ31Myc キャップ セルを変換します。100% 伝達積極性を持つ安定したセルラインを生成するセルを並べ替えます。 注: は、無菌条件の下ですべての組織培養を行い、すべての細胞が無料のマイコ プラズマであることを確認します。Myc キャップ32, 本研究で利用したマウスの前立腺癌細胞株は、ホタルのルシフェラーゼと mCherry の両方を安定して表現する導入です。C mycから分離した Myc キャップ セル行 iss-強制こんにち myc マウス、およびこれらの細胞含む増幅アンドロゲン受容体 (AR)、アンドロゲン依存性32と33マウス去勢後 CRPC 腫瘍を形成します。本研究ではすべてのマウスは、6-8 週齢雄/ニュージャージー州 FVB マウスです。代替マウス前立腺癌細胞は、マウスで適切な遺伝的背景と同様、ひと前立腺癌細胞株またはプライマリ患者由来の前立腺癌細胞のマウスで使用できます。最適な注入あたりの細胞数は、代替細胞の経験的に決定する必要があります。さらに、mCherry の代替として GFP、ポジトロン断層法 (PET)、磁気共鳴画像 (MRI) やコンピューター断層撮影 (CT) を含む腫瘍を可視化する画像診断の代替を利用できます。</li>
	<li>手術前に、の晩は、雪解けへの 4 ° C でマトリゲル基底膜マトリックスおよびフェノールレッド フリーの氷を配置します。</li>
	<li>手術の日、リン酸緩衝生理食塩水 (PBS) で洗ったと 0.25% トリプシン-EDTA をデタッチによって細胞を収集します。10 %fbs と 1 %rpmi とトリプシンを中和する P/s.</li>
	<li>5 分間 400 x g で細胞を遠心します。</li>
	<li>FBS または P/S なし RPMI 10 mL でセルを洗浄して</li>
	<li>セルをカウントし、6.67x107セル/mL (1 × 106セル/15 μ L) の濃度で PBS で細胞を再懸濁します。</li>
	<li>最終濃度 1 × 106セル/30 μ L で 1:1 PBS/マトリゲル細胞懸濁液を作成するマトリゲルの等しいボリュームを追加し、凝固を防ぐために注射まで氷の上細胞を保ちます。 注: は、マトリゲルに細胞懸濁液を準備する 3 h 内イントラ前立腺注射を実行します。以上 5 マウスに前立腺内注射を実行している場合は、新鮮なマトリゲル細胞懸濁液を準備する上記の手順を繰り返します。</li>
</ol>2. 術前マウス作製
注: 家のマウス大学動物施設における少なくとも 1 週間手術前に十分な適応を可能にし、動物のストレスを最小限に抑える。手順 2.1 2.6 は、外科医の助手によって実行されます。すべての後の手術の手順は、無菌手技と滅菌手袋と手術器具を使用して外科医によって実行されます。
<ol><li>イソフルラン (商工会議所経由で誘導の 2-5%、鼻の円錐形によってメンテナンスのための 1-3%) を持つマウスを麻酔します。つま先ピンチ反射の消失、完全な誘導を確認します。</li>
	<li>マウスの重量を量るし、管理鎮痛ブプレノルフィンの少なくとも 0.05 mg/kg 皮下 注: マウス重量 ≥20 g は成功した前立腺内注入に最適です。</li>
	<li>角膜の乾燥を防ぐために両方の目に、眼軟膏に潤滑します。</li>
	<li>腹部からのすべての毛を剃る。</li>
	<li>腹部を手術時手洗い滅菌アルコール ワイプに続いて滅菌非付着パッドを使用しての円形のアプリケーションの 3 つのラウンドで滅菌します。乾燥する腹部を許可します。 注: 外科プロシージャの残りの部分、滅菌手袋、手術器械だけ連絡することが滅菌マウス腹部。</li>
	<li>きれいな手術顕微鏡の目的の下で直接加熱パッドできれいな表面の上に仰臥位のマウスを転送します。</li>
	<li>滅菌ドレープとマウスを小さな穴を腹部の上にカットでカバーします。</li>
</ol>3. 内前立腺注入
注: 無菌条件の下ですべての手術手順に従います。顕微鏡やマウス配置のいずれかを調整する非滅菌の他のオブジェクトは外科医の助手によって行う必要があります。
<ol><li>実行、陰茎や包皮腺 (図 1) に優れた腹部の正中線に沿って外側の皮膚の約 1 cm 切開します。</li>
	<li>外側の腹部の皮膚と内側の腹部の筋肉間の結合組織の層間ハサミを開くを区切ります。</li>
	<li>腸や膀胱 (図 1) を刺さないように筋肉を高めるために鉗子を使用しながら内側の腹部の筋肉のような切開を実行します。</li>
	<li>二国間の精嚢 (図 1 a白) の 1 つを見つける/前立腺前葉 (図 1 aブラック)、しばしば後部, 側の, と膀胱 (図 1 a黄色)、しかしこれにわずかに優れているがマウスの間に異なる場合があります。.前立腺前葉は、半透明と白の精液小胞の小彎側に接続されています。</li>
	<li>グレーフェ組織鉗子を使用して組織に精嚢 (図 1E) 穴をあけることがなく張力を作成する精嚢の先端をゆっくりと上げてください。</li>
	<li>セルがペレットが、異邦人のピペッティング (外科医の助手によって実行されます)、Myc キャップ マトリゲル ソリューションをミックスとゆっくりと気泡を避けるために針に 30 μ L (1 x 10 の6セル) を吸引します。</li>
	<li>前立腺前葉の長い軸に平行に、針の傾斜面を慎重に挿入します。ゆっくりと、葉に 30 μ L を注入し、(図 1 f) の漏れを防ぐために針をゆっくりと上げます。前立腺前葉 (図 1) の充血によって十分な注入を確認します。</li>
	<li>精嚢と約 30 のマウス外挿入された前立腺葉を慎重に保持、葉の内で部分的に固めるにマトリゲルを許可する s。この時間の間に挿入された前立腺葉で押すことがなく非同所性同種腫瘍の開発を防ぐためにアプリケーターの先端滅菌ポリエステルを使用腹部の携帯ソリューション漏洩を収集します。</li>
	<li>耳たぶを圧迫せず腹部に精嚢と前立腺注入の葉に戻ります慎重に。任意の外部組織を交換してください。</li>
	<li>5-0 vicryl 吸収逆カット針縫合糸と内側の腹部の筋肉を閉じるに連続縫合を実行します。</li>
	<li>縫合 4-0 ナイロン モノフィラメント非吸収性逆カット針縫合糸と外側の腹部の皮膚を閉じますを実行します。 注: 滅菌 9 mm ステープルは、外側の腹部の皮膚を閉じるにも使用できます。ただし、縫合糸と対照をなして、彼らは信号のイメージング、後続発光と蛍光腫瘍を妨げます。</li>
	<li>(オープン外科医助手) 滅菌エタノール ワイプときれいにすべてのツール、次のマウスを使用する前に乾燥するためのツールの 30 s. ガラス ビーズ滅菌器で配置。</li>
	<li>残マトリゲルによる目詰まりを防ぐために注射器や針 (オープン外科医助手) 滅菌生理食塩水をフラッシュします。 注: 外科医助手が表示されますすべての操作、注射前に Myc キャップ マトリゲル溶液を混合するすべての非無菌マウスの術前準備およびマウスの術後ケアを実行します。マウスの前立腺内の各プロシージャが 20-30 分必要になりますので、時間を最小限に抑える外科医助手として外科医が現在のマウスを縫合、次のマウスを準備を開始できます。</li>
</ol>4. 術後マウス ケア
<ol><li>鎮痛剤メロキシカムの 1 mg/kg の管理すぐにサウスカロライナ、24 h、および手術後 48 時間。</li>
	<li>加熱パッドの上半分に配置ない寝具ケージ内回復するマウスを許可します。彼らを取り戻すまで通常の機動性と、活動後、ケージの床の上に食べ物ときれいなケージでそれらを置く手術後、少なくとも 30 分間マウスを監視します。</li>
	<li>さらに手術後適切な創傷治癒、体重、グルーミング、および歩行の毎日マウスを監視します。戦いのすべての証拠に個々 のケージに別のマウス。</li>
	<li>手術後 14 日以内の任意の残りの縫合糸を削除します。</li>
</ol>5. 発光腫瘍イメージング
<ol><li>滅菌フィルター Na+または K+の製造元によって説明し、光から保護として D-ルシフェリンを準備します。</li>
	<li>ルシフェリンの体重の 10 μ L/g とマウスの腹腔内ベンゼン挿入します。</li>
	<li>34,35と前述したように、少なくとも 10 分後、IVIS スペクトル イメージング システム、画像マウス。</li>
	<li>上記34,35として生活のイメージ ソフトウェアを使用して画像を分析します。 注: IVIS 画像解析は正常前立腺内注入と実験群間で腫瘍量を正常化する初期の腫瘍の開発を判断するのに役立ちます。ただし、発光や蛍光信号の強さに応じて彩度はで実際の腫瘍の大きさの増加にもかかわらずイメージ定量化、高原を引き起こす可能性があります。したがって、腫瘍の成長の後の段階で IVIS イメージング有用かもしれない画像飽和後治療の成功時に腫瘍サイズの減少ではなくサイズの増加を決定します。</li>
</ol>6. 腫瘍、腫瘍の分析のコレクション生存エンドポイント
<ol><li>腫瘍症例の分析を収集し場合、人道的安楽死によって CO2の露出とセカンダリの頚部転位または方法承認 IACUC によってマウスそして腹部から腫瘍を解剖します。腫瘍は前立腺にあるがんをする必要があります。 注: 腫瘍前腹壁に添付または腹部全体シードを示し貧しいまたは漏れ前立腺内注入、同所性同種腫瘍と考えはないです。</li>
	<li>腫瘍の重量を量る。</li>
	<li>腫瘍体積として π/6 × L × W × H を計算 (L = 腫瘍、W の長い軸の長さ = 垂直幅、H = 垂直高さ)。</li>
	<li>腫瘍の組織学 (10% 中性緩衝ホルマリンで修正) によって分析することができます, フローサイトメトリー (単一細胞懸濁液を作成)、タンパク質 (組織ライセート RIPA バッファーの準備)、または RNA (RNAlater ですぐに場所組織)。</li>
	<li>免疫学的解析、また前立腺腫瘍排水傍大動脈のリンパ節 (図 1 b、オレンジ) と脾臓を収集します。 注: 次の生存のためのマウス、このモデルのエンドポイントが出血腹部腹水36の外観として定義や歩行やグルーミング、立毛37を減少しました。生存時間解析のマウスは前と術後鎮痛法 (プロトコル手順 2.2 4.1) を受け定期的に監視する必要があります。マウスは、すべての戦いが発生し、上記のエンドポイント情報のいずれかの出現に人道的に安楽死する必要がある場合、個々 のケージに区切る必要があります。</li>
</ol>7. 手術去勢 CRPC をモデル化する
<ol><li>上記を実行、CRPC をモデリングする前立腺内注入プロトコル (プロトコルの手順 1-5)。</li>
	<li>少なくとも一週間後、腫瘍の開発の後前述38経由で焼灼、外科的去勢を実行します。</li>
	<li>生物発光イメージングによる腫瘍縮小および再発を監視します。去勢後、腫瘍の回帰が 3 日以内に発生して再発は CRPC を表す約 30 日間内で行われます。</li>
</ol>

著者が明らかに何もありません。

本稿では外科内前立腺癌細胞の注射を実行するプロトコルの概要を説明します。我々 はアンドロゲン依存性とMYC過剰発現を利用 (ひと前立腺癌39の 80-90% を発現増加見て) マウスの前立腺癌細胞株、Myc キャップ、もともとこんにち Myc マウス32 から分離されました。、33。この細胞株はルシフェラーゼと非侵襲的体内の生物発光と蛍光腫瘍イメージングのための mCherry の両方をそれぞれ表現する導入安定。さらに、外科的去勢は腫瘍の回帰とその後の再発につながる、アンドロゲン依存性腫瘍の開発後も行った。したがって、我々 は免疫ホストの同所性同種アンドロゲン依存性前立腺癌と CRPC の両方をモデル化する詳細を提供します。
マウスの前立腺前葉に myc キャップ細胞を注入しました。マウス前立腺前立腺の前方、腹側、背側に葉から成り、ひと前立腺周辺ゾーン、経過のゾーン、および単一の葉40内中央のゾーンで構成されています。先行研究解剖学的および組織学的に比較しているひと末梢に背マウス葉中ゾーン、前立腺癌41の大半の人間の中央ゾーン42, , マウス葉サイト43より最新かつ包括的な分析は前頭葉と背外側の葉が前葉と比較すると、密接に関連遺伝子発現パターンを表示することを示しています。44はさらに、前立腺癌の開発は宝石40前頭葉で観察されているし、前立腺内のプロシージャの前葉は最小量の漏れでがん細胞のソリューションに必要な量の注入、変動。
サウスカロライナおよびトランスジェニック宝石を使用して癌モデル複数の欠陥と限界があります。人工 TME で栽培皮下腫瘍差分レスポンス同じ細胞およびひと疾患20,21,22から同所性同種腫瘍とは対照的に、化学療法があります。これは皮下腫瘍、抗血管新生療法18,19への差動応答によって代表されるよう変更された血管起因する可能性があります。それどころか、同所性同種腫瘍は適切な TME、ドレインのリンパ節と血管系を開発し、マウス細胞株、またそれにより腫瘍免疫と免疫療法への応答の分析を可能に実行することができます。
トランスジェニック宝石開発腫瘍免疫ホストの適切な TME はまだこれらのモデルは通常29単一または少数の遺伝子変異と腫瘍を開発することによって人間の癌を単純化します。Myc キャップと他の前立腺癌細胞株の解析では、彼らは多くの大きい体コピー数変化とやあ Myc マウスとされた派生29の他の宝石からの腫瘍よりも染色体の変化含まれていることを明らかにしました。さらに、宝石は、コストの増加とマウス繁殖の十分な力の実験を実行するために必要な時間によって制限されます。同所性同種腫瘍モデルでは、これらの制限を克服できます。人間とマウスの前立腺癌細胞株はひと疾患29に関連する多くの遺伝子を含むし、人間癌のようなまた個々 のセル30間偉大な異質性を示します。同所性同種マウス同系腫瘍免疫学的分析を可能にする同所性同種しながら人間の異種腫瘍ひと細胞治療の解析できます。最後とは異なり、注射、腫瘍の成長を監視できるように生物発光・蛍光イメージング分子式の正規化, 実験群間で腫瘍の負担する前に行を変更することができますセルの宝石と治療とに対応を監視します。外科的去勢後の CRPC 再発と腫瘍の回帰に従ってください。
このプロトコルの重要なステップは、検索および他の組織の損傷や細胞の 30 μ L の成功した前立腺内注入を実行する精嚢に穴をあけることがなく精嚢と前立腺添付前葉を外在化懸濁液の漏れと腹部全体の非直交異方性腫瘍の開発を防ぐために任意の漏れを正しく収集なし。前立腺内注入の主要な制限はマウス腫瘍の可変性を最小限に抑えるために必要な技術的なスキルを達成します。これは CRPC は、外科的去勢の追加の変数を持つのモデリングに特に重要です。Prostatically 内注入および去勢マウスも従わなければなりません密接に回復と有害事象のため彼らは 2 つの主要な生存の手術を受けていると。別の制限は、各前立腺内注入の時間です。これは削減することができますに低 20 分として、外科医としてアシスタントを準備できます次のマウスと現在のマウスは縫合されています。最後に、同所性同種 Myc キャップ腫瘍は積極的な高速成長し、原発腫瘍のため (と早くも 35 日) 約 46 日に生存エンドポイントに到達腫瘍大量。遅い腫瘍開発や長期的な治療を必要とする研究は、初期注入細胞数と治療療法の経験的最適化する必要があります。皮下腫瘍や宝石の制限と対照をなして同所性同種腫瘍モデルの上記の制限のすべてを克服することができます、およびプロトコルの追加変更は個々 の実験的ニーズに基づいて行うことができます。
として、同所性同種腫瘍モデルは生体外での使用を含む-処理された細胞、これらの細胞は研究のニーズに応じて変更できます。ここでは、ルシフェラーゼと生体内で腫瘍を監視するための mCherry を安定して表現するこれらの細胞を変更しました。腫瘍のサプレッサー PTEN、同所性同種腫瘍 (レビューで原稿) として速く育つより積極的な臨床的に関連したセルラインを生成するための CRISPR Cas9 ノックアウトも行ってきました。同所性同種腫瘍モデルでは、アンドロゲン依存性前立腺癌と CRPC とイメージ投射様相やノックダウンまたは過剰の選択遺伝子を表現する可能性の両方を勉強することの利点と、このプロトコルは、すべての貴重なリソースとして機能します。前立腺癌の研究。

前立腺癌は、最高率 (161,360 男性) を持ち、2017年1で (84,590 男性) の第 3 最も男性のがんによる死亡を引き起こすと推定されます。診断時に、前立腺の腫瘍でありアンドロゲン非依存、手術前立腺摘除術、放射線療法、および/またはアンドロゲン除去療法 (ADT) によって扱われるがそれぞれの治療は複数の主要な合併症と合併症の2に関連付けられています。,3,4,5,6,7,8,9,10. 去勢抵抗性前立腺癌 (CRPC) として ADT 後腫瘍退縮、にもかかわらずほぼすべての腫瘍が再発します。この段階で承認された治療法は、ドセタキセル、シプロイセル T 免疫療法と抗アンドロゲンの低分子 enzalutamide、abiraterone、まだ個々 の療法は 5.2 ヶ月11,以上の生存延長効果を付与12,13,14,15,16,17します。 したがって、前立腺癌のすべての段階で、男性は必要改良された治療法の選択肢とする最適な前臨床疾患モデリングは重要な合併症の管理。
正しい手順で前立腺癌細胞株は、同系や異種同所性同種腫瘍の開発につながる、マウス前立腺に外科的注入できます。同所性同種腫瘍モデルはすべて腫瘍生物学と創薬開発研究、臨床的に代表的な腫瘍微小環境 (TME) と腫瘍の開発を可能にするに最適です。先行研究は、皮下皮下腫瘍ある変更された腫瘍血管系、抗血管新生療法18,19に差分なり臨床的に正確な応答につながることを示しています。さらに、複数の研究はそれがあったかどうかに応じて、同じセル行の治療に複数の化学療法の増加又は減少の有効性投与皮下またはがん、後者の最高表現人間で見られるものを観察しています。がん20,21,22。さらに、sc のモデルではなく大腸癌同所性モデルにのみ腫瘍生成でした転移23を誘導するために必要な正しい分解酵素。最後に、免疫療法が癌治療の最前線に出てくるにつれ、彼らは前立腺癌24,25、正確な TME と同系の前臨床モデルの重要な利点を提供するためにまだ持っている、特にとして、免疫ホストのドレインのリンパ節は重要です。
腫瘍部位に基づいてこれらの矛盾した結果の責任多くの要因があります。異なる TME と癌細胞は別の組織に固有の内皮にさらされている、血管新生、腫瘍開発26,27に影響することを変更します。正しい TME と同所性同種腫瘍臨床的に関連する薬物送達、低酸素状態、抗血管新生治療28の評価を可能にします。遺伝子組み換えモデル (宝石) は長いが必要、正確な TME が含まれて繁殖、高コストとはしばしば時間単一または少数の遺伝子ノックアウトまたは臨床的に関連するレベルを超えて過剰発現の操作に基づいています。対照的に、人間の腫瘍のような同所性同種腫瘍で使用されている人間またはマウスの前立腺癌細胞株、単一細胞内および細胞29,30間異質性を表示するためにより遺伝的に複雑です。また宝石とは異なり同所性同種癌細胞イメージ投射様相を表現するように設計したり増加または、関心との in vitroとin vivoの実験結果の他の分子の減らされたレベルを直接比較することができます。同所性同種腫瘍は、プライマリ患者由来の細胞から形作ることができます。ここでは、直交異方性アンドロゲン依存性腫瘍を形成し、去勢後、同所性同種 CRPC として再発前立腺癌細胞の内前立腺注射を実行するための方法論を報告します。

<table><tbody><tr><td>Myc-CaP cell line</td><td>ATCC</td><td>CRL-3255</td><td>Verify as mycoplasma-free before use</td></tr><tr><td>Micro-dissecting scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5910</td><td></td></tr><tr><td>Graege forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>Graefe tissue forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar needle holder with suture cutters</td><td>FST</td><td>12002-12</td><td></td></tr><tr><td>50 &amp;micro;L Syringe 705 RN SYR</td><td>Hamilton</td><td>7637-01</td><td>Sterilize by ethylene oxide gas</td></tr><tr><td>28-gauge Needles Small Hub RN</td><td>Hamilton</td><td>7803-02</td><td>Point style 4, Angle 45&amp;deg;, Length 0.75 in. Sterilized by ethylene oxide gas</td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Gibco</td><td>18875-093</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>10437-028</td><td></td></tr><tr><td>Pencillin/Streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>0.25% trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel basement membrane matrix, phenol red-free, LDEV-free</td><td>Corning</td><td>356237</td><td>Thaw on ice in 4&amp;deg;C overnight before use</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>11695-0500-2</td><td>Acquired from Northwestern University Center for Comparative Medicine (CCM)</td></tr><tr><td>26 5/8-gauge syringe</td><td>BD</td><td>309597</td><td>For meloxicam and buprenorphine injections</td></tr><tr><td>Buprenorphine hyrochloride 0.3 mg/mL</td><td></td><td>12496-0757-5</td><td>Controlled substance, acquired from Northwestern University CCM</td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment lubrication</td><td>Akron</td><td>17478-162-35</td><td></td></tr><tr><td>Betadine surgical scrub (povidone-iodine, 7.5%)</td><td>Purdue Products</td><td>67618-151-16</td><td></td></tr><tr><td>Sterile non-adhering pads</td><td>Moore Medical</td><td>10775</td><td></td></tr><tr><td>Sterile alcohol wipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-750</td><td></td></tr><tr><td>Surgical microscope Stemi DV4</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile polyester tipped applicators</td><td>Puritan</td><td>25-806 1PD</td><td></td></tr><tr><td>5-0 vicryl absorbable reverse cutting needle sutures</td><td>eSutures</td><td>J493G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 nylon monfilament non-absorbable reverse cutting needle sutures</td><td>eSutures</td><td>699H</td><td></td></tr><tr><td>Glass bead sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Sterile saline 0.9% sodium chloride</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-02</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam (Eloxiject) 5 mg/mL</td><td>Henry Schein</td><td>11695-6925-1</td><td>Acquired from Northwestern University CCM</td></tr><tr><td>D-luciferin Firefly, sodium salt monohydrate</td><td>Goldbio</td><td>LUCNA</td><td></td></tr><tr><td>IVIS Spectrum Imaging System</td><td>PerkinElmer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cauery surgical pen</td><td>Bovie Medical Corporation</td><td>AA01</td><td></td></tr><tr><td>CD3&amp;epsilon; antibody (clone 2GV6)</td><td>Ventana</td><td>790-4341</td><td></td></tr><tr><td>Caliper</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-648-17</td><td></td></tr><tr><td>Androgen receptor antibody</td><td>Thermo Scientific</td><td>RB-9030-P1</td><td>1:500 staining dilution</td></tr><tr><td>Synaptophysin antibody (clone Z66)</td><td>Life Technologies</td><td>18-0130</td><td>1:200 staining dilution</td></tr></tbody></table>

a bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer

皮下の両方上の複数の利点を有するトランスジェニック遺伝子組み換えマウス モデルと、同所性同種腫瘍モデルは前臨床前立腺癌研究のための貴重なツールです。皮下腫瘍とは異なり同所性同種腫瘍は臨床的により正確な血管、腫瘍微小環境、複数の治療の反応を含まれています。対照的に遺伝子組み換えマウスのモデル、モデル低コストで実行できるし、短い時間、非常に複雑な異機種混在のマウスやひとがん細胞株の使用を伴う直交異方性にむしろその 1 つの遺伝子の変異とこれらのセル行することがでく遺伝子組み換え、イメージング エージェントを表現するような。ここでは、外科的マウスの前立腺前葉にルシフェラーゼを mCherry 発現マウスの前立腺癌細胞株を注入するためのプロトコルを提案する.これらのマウスでは、同所性同種腫瘍生体内非侵襲的監視され腫瘍体積、重量、マウスの生存、免疫の浸透をさらに分析を開発しました。さらに、同所性同種担癌マウス外科的去勢、即時腫瘍の回帰とその後の再発につながる、去勢抵抗性前立腺癌を表します。技術的なスキルは、この手順を実行する必要がある両方のアンドロゲン依存性や去勢抵抗性前立腺癌のこの同系同所性同種モデルはフィールドのすべての捜査に大いに役立つ。

本稿では、我々 手術を注射したマウス前立腺癌細胞株、Myc-キャップ (図 1 a)、前立腺前葉に臨床的に関連する TME と正しい同所性同種前立腺の腫瘍の開発につながる前立腺排出リンパ節 (図 1 b)。ミクロ解剖はさみ、グレーフェ鉗子、グレーフェ組織鉗子、縫合糸カッターと針ホルダー、50 μ L のシリンジを用いた 28 ゲージ針 (図 1) が実施されました。包皮腺 (図 1) の上約 1 cm 正中腹部切開、1 つ精嚢と前立腺添付前葉に位置していた、(図 1E) で外部化を実行する後と 30 μ L (1 x 10 の6セル) の1:1 PBS/マトリゲル細胞懸濁液は、前立腺 (図 1 階) として最初に葉の充血と漏れ (図 1) の欠如によって検証されますに注入されました。
同所性同種腫瘍の成長を監視するには、私たち安定発現するホタルのルシフェラーゼと mCherry を表現する Myc キャップ細胞腫瘍非侵襲体内の発光 (図 2 a) および蛍光 (図が続くことを可能にします。2 b)、それぞれ。このイメージングの制限の 1 つは、信号の強さに応じてを腫瘍のサイズが増加を続けながらに飽和定量化をイメージングがあります、です。したがって、高い信号強度と、この生体内イメージングは当初実験的グループ間で腫瘍量を正規化、および実験的治療後腫瘍サイズの減少の後で決定により便利。MRI や PET、CT. 小動物などの他のイメージ投射様相も利用できます。
同所性同種腫瘍は前立腺内注入 (図 3 a) 後 30 日目に腹部から切除した.同所性同種腫瘍前立腺前葉のサイトに置く必要があります。腫瘍、腹部全体の固まりまたは前方の腹部壁に接続されている不適切な前立腺内注入し、リークを示します。適切な技術と腫瘍体積 (図 3 b) と重量 (図 3) が比較的小さい標準エラーを記録できます。ただし、観察、小規模および大規模な腫瘍塊といくつかの変動があります。したがって、前処理イメージング定量化実験腕の間腫瘍負荷を均等化するための最初の使用は、すべての実験のため重要です。さらに、これらのマウスのがん細胞は、免疫の/ニュージャージー州 FVB マウスに注入したと、TME は CD3 T 細胞 (図 3 D) (または他の免疫細胞型) の免疫組織染色 (IHC) (またはフローサイトメトリーまたは他の技術) によって分析できます。最後に、このモデルは (図 3E) 大きな原発腫瘍質量原因出血腹部腹水36として客観的生存エンドポイントを提供および/または歩行やグルーミング、立毛37を減少しました。時折、死は、尿の出力をブロック腫瘍の成長によって引き起こされる可能性があります。
最後に、このモデルは、アンドロゲン依存性前立腺癌と CRPC、後者の予後不良を与えるし、新規治療法の選択肢が必要な研究に利用できます。後同所性同種腫瘍開発、マウス外科的去勢、前述38として。これは、主要な生存術は、回復や有害事象の合併症を監視するため細心の注意を与えられなければなりません。去勢後、3 日以内 CRPC (図 4 a) を表す約 30 日後以降腫瘍再発が続く強い抗腫瘍が観察されました。CRPC 腫瘍郭清をすることができます組織学的分析し、AR の高レベルを維持し、神経内分泌マーカー、シナプトフィジン (図 4 b) に負の値が任意の神経内分泌分化を表示されません。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57301/57301fig1.jpg"> 図 1: 前立腺前葉、ドレイン リンパ節、前立腺内の細胞注射の代表的な手法です。(A)右前前立腺葉の画像 (黒、*)、右精嚢 (白)、右睾丸と脂肪パッド (緑) と膀胱 (黄色)、 (B)両側前立腺排水傍大動脈リンパ節 (オレンジ)、 (C)を添付ミクロ解剖はさみ、グレーフェ鉗子、グレーフェ組織鉗子、縫合糸カッターと針ホルダー、28 ゲージ針 (左右から)、 (D)正中切開、 (E)精嚢と前立腺前葉 50 μ L のシリンジ外部化、 (F)、 (G)前立腺前葉の充血の前立腺内注入<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57301/57301fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57301/57301fig2.jpg"> 図 2: In vivo発光と蛍光腫瘍イメージングします。(A)ルシフェラーゼと(B) mCherry-表現する IVIS スペクトル イメージング システムを用いた同所性同種 Myc キャップ腫瘍をイメージしました。生物発光の全光束 (光子/s) によって定量化を行った。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57301/57301fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57301/57301fig3.jpg"> 図 3: 腫瘍体積、重量、免疫の浸潤、および生存のための組織学の同所性同種腫瘍解析します。同所性同種腫瘍が前立腺内注入後 30 日目に解剖し、 (A)総イメージング、 (B)腫瘍体積 (π/6 × L × W × H;L 腫瘍、W の長い軸の長さを = = 垂直幅、H = 垂直高さ)、 (C)腫瘍重量、 (D) CD3 IHC (スケールバー = 100 μ m)、および出血性の腹部の外観として目的のエンドポイントとの(E)存続腹水。(B)平均の平均 ± 標準誤差として表されるデータ。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57301/57301fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57301/57301fig4.jpg"> 図 4: アンドロゲン依存性前立腺癌と CRPC の両方をモデルにその後外科的去勢と前立腺内注射。(A)発光前と後の去勢 (Cx) で同所性同種ルシフェラーゼを表現する腫瘍を有するマウスをイメージしましたし、 (B)は、CRPC を再発した腫瘍を切除した (黒 = 同所性同種前立腺腫瘍; 黄色 = 膀胱)、H によって分析 &E、AR IHC とシナプトフィジン IHC (積極的なマウス コントロール) と (スケールバー = 50 μ m)。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57301/57301fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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A Bioluminescent and Fluorescent Orthotopic Syngeneic Murine Model of Androgen-dependent and Castration-resistant Prostate Cancer

アンドロゲン依存性去勢抵抗性前立腺癌の生物発光と蛍光の同所性同種同系マウスモデル

このプロトコルの目的は、その後去勢と、前立腺癌細胞の前立腺内注入を示すことです。同所性同種アンドロゲン依存性去勢抵抗性前立腺癌の前臨床モデルは臨床的に関連する腫瘍微小環境と免疫ホストのコンテキストで疾病研究にとって重要です。

Orthotopic tumor modeling is a valuable tool for pre-clinical prostate cancer research, as it has multiple advantages over both subcutaneous and ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

13.0K ビュー.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. このプロトコルの目的は、その後去勢と、前立腺癌細胞の前立腺内注入を示すことです。同所性同種アンドロゲン依存性去勢抵抗性前立腺癌の前臨床モデルは臨床的に関連する腫瘍微小環境と免疫ホストのコンテキストで疾病研究にとって重要です。

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A Murine Orthotopic Bladder Tumor Model and Tumor Detection System

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified to secrete human Prostate Specific Antigen (PSA), and the procedure for the confirmation of tumor implantation. In brief, mice are anesthetized using injectable drugs and are made to lay in the dorsal position. Urine is vacated from the bladder and 50 &#181;L of poly-L-lysine (PLL) is slowly instilled at a rate of 10 &#181;L/20 s using a 24 G IV catheter. It is left in the bladder for 20 min by stoppering the catheter. The catheter is removed and PLL is vacated by gentle pressure on the bladder. This is followed by instillation of the murine bladder cancer cell line (1 x 105 cells/50 &#181;L) at a rate of 10 &#181;L/20 s. The catheter is stoppered to prevent premature evacuation. After 1 h, the mice are revived with a reversal drug, and the bladder is vacated. The slow instillation rate is important, as it reduces vesico-ureteral reflux, which can cause tumors to occur in the upper urinary tract and in the kidneys. The cell line should be well re-suspended to reduce clumping of cells, as this can lead to uneven tumor sizes after implantation.
This technique induces tumors with high efficiency. Tumor growth is monitored by urinary PSA secretion. PSA marker monitoring is more reliable than ultrasound or fluorescence imaging for the detection of the presence of tumors in the bladder. Tumors in mice generally reach a maximum size that negatively impacts health by about 3 - 4 weeks if left untreated. By monitoring tumor growth, it is possible to differentiate mice that were cured from those that were not successfully implanted with tumors. With only end-point analysis, the latter may be mistakenly assumed to have been cured by therapy.

This protocol describes the generation of murine orthotopic bladder tumors in female C57BL/6J mice and the monitoring of tumor growth.

マウス同所性膀胱腫瘍モデルおよび腫瘍検出システム

This protocol describes the generation of bladder tumors in female C57BL/6J mice using the murine bladder cancer cell line MB49, which has been modified ...

がん研究

Virus Delivery of CRISPR Guides to the Murine Prostate for Gene Alteration

With an increasing incidence of prostate cancer, identification of new tumor drivers or modulators is crucial. Genetically engineered mouse models (GEMM) for prostate cancer are hampered by tumor heterogeneity and its complex microevolution dynamics. Traditional prostate cancer mouse models include, amongst others, germline and conditional knockouts, transgenic expression of oncogenes, and xenograft models. Generation of de novo mutations in these models is complex, time-consuming, and costly. In addition, most of traditional models target the majority of the prostate epithelium, whereas human prostate cancer is well known to evolve as an isolated event in only a small subset of cells. Valuable models need to simulate not only prostate cancer initiation, but also progression to advanced disease.
Here we describe a method to target a few cells in the prostate epithelium by transducing cells by viral particles. The delivery of an engineered virus to the murine prostate allows alteration of gene expression in the prostate epithelia. Virus type and quantity will hereby define the number of targeted cells for gene alteration by transducing a few cells for cancer initiation and many cells for gene therapy. Through surgery-based injection in the anterior lobe, distal from the urinary track, the tumor in this model can expand without impairing the urinary function of the animal. Furthermore, by targeting only a subset of prostate epithelial cells the technique enables clonal expansion of the tumor, and therefore mimics human tumor initiation, progression, as well as invasion through the basal membrane.
This novel technique provides a powerful prostate cancer model with improved physiological relevance. Animal suffering is limited, and since no additional breeding is required, overall animal count is reduced. At the same time, analysis of new candidate genes and pathways is accelerated, which in turn is more cost efficient.

This protocol describes a newly established method for virus delivery to the murine prostate. Using either CRISPR/Cas9 technology, gene overexpression, or Cre recombinase delivery, the technique allows orthotopic alteration of gene expression and implements a novel mouse model for prostate cancer.

ウイルスの遺伝子改変マウスの前立腺に CRISPR ガイドの配信

With an increasing incidence of prostate cancer, identification of new tumor drivers or modulators is crucial. Genetically engineered mouse models (GEMM) ...

Generation of Tumor Organoids from Genetically Engineered Mouse Models of Prostate Cancer

Methods based on homologous recombination to modify genes have significantly furthered biological research. Genetically engineered mouse models (GEMMs) are a rigorous method for studying mammalian development and disease. Our laboratory has developed several GEMMs of prostate cancer (PCa) that lack expression of one or multiple tumor suppressor genes using the site-specific Cre-loxP recombinase system and a prostate-specific promoter. In this article, we describe our method for necropsy of these PCa GEMMs, primarily focusing on dissection of mouse prostate tumors. New methods developed over the last decade have facilitated the culture of epithelial-derived cells to model organ systems in vitro in three dimensions. We also detail a 3D cell culture method to generate tumor organoids from mouse PCa GEMMs. Pre-clinical cancer research has been dominated by 2D cell culture and cell line-derived or patient-derived xenograft models. These methods lack tumor microenvironment, a limitation of using these techniques in pre-clinical studies. GEMMs are more physiologically-relevant for understanding tumorigenesis and cancer progression. Tumor organoid culture is an in vitro model system that recapitulates tumor architecture and cell lineage characteristics. In addition, 3D cell culture methods allow for growth of normal cells for comparison to tumor cell cultures, rarely possible using 2D cell culture techniques. In combination, use of GEMMs and 3D cell culture in pre-clinical studies has the potential to improve our understanding of cancer biology.&#160;

We show a method for necropsy and dissection of mouse prostate cancer models, focusing on prostate tumor dissection. A step-by-step protocol for generation of mouse prostate tumor organoids is also presented.

前立腺癌の遺伝子組み換えマウスモデルからの腫瘍オルガノイドの生成

Methods based on homologous recombination to modify genes have significantly furthered biological research. Genetically engineered mouse models (GEMMs) ...

遺伝学

Using the Chicken Chorioallantoic Membrane In Vivo Model to Study Gynecological and Urological Cancers

Mouse models are the benchmark tests for in vivo cancer studies. However, cost, time, and ethical considerations have led to calls for alternative in vivo cancer models. The chicken chorioallantoic membrane (CAM) model provides an inexpensive, rapid alternative that permits direct visualization of tumor development and is suitable for in vivo imaging. As such, we sought to develop an optimized protocol for engrafting gynecological and urological tumors into this model, which we present here. Approximately 7 days postfertilization, the air cell is moved to the vascularized side of the egg, where an opening is created in the shell. Tumors from murine and human cell lines and primary tissues can then be engrafted. These are typically seeded in a mixture of extracellular matrix and medium to avoid cellular dispersal and provide nutrient support until the cells recruit a vascular supply. Tumors may then grow for up to an additional 14 days prior to the eggs hatching. By implanting cells stably transduced with firefly luciferase, bioluminescence imaging can be used for the sensitive detection of tumor growth on the membrane and cancer cell spread throughout the embryo. This model can potentially be used to study tumorigenicity, invasion, metastasis, and therapeutic effectiveness. The chicken CAM model requires significantly less time and financial resources compared to traditional murine models. Because the eggs are immunocompromised and immune tolerant, tissues from any organism can potentially be implanted without costly transgenic animals (e.g., mice) required for implantation of human tissues. However, many of the advantages of this model could potentially also be limitations, including the short tumor generation time and immunocompromised/immune tolerant status. Additionally, although all tumor types presented here engraft in the chicken chorioallantoic membrane model, they do so with varying degrees of tumor growth.

We present the chicken chorioallantoic membrane model as an alternative, transplantable, in vivo model for the engraftment of gynecological and urological cancer cell lines and patient-derived tumors.

生体内における鶏絨毛性膜モデルを用いて婦人科癌と泌尿器科癌を研究する

Mouse models are the benchmark tests for in vivo cancer studies. However, cost, time, and ethical considerations have led to calls for alternative in vivo ...

MR Molecular Imaging of Prostate Cancer with a Small Molecular CLT1 Peptide Targeted Contrast Agent

Tumor extracellular matrix has abundance of cancer related proteins that can be used as biomarkers for cancer molecular imaging. In this work, we demonstrated effective MR cancer molecular imaging with a small molecular peptide targeted Gd-DOTA monoamide complex as a targeted MRI contrast agent specific to clotted plasma proteins in tumor stroma. We performed the experiment of evaluating the effectiveness of the agent for non-invasive detection of prostate tumor with MRI in a mouse orthotopic PC-3 prostate cancer model. The targeted contrast agent was effective to produce significant tumor contrast enhancement at a low dose of 0.03 mmol Gd/kg. The peptide targeted MRI contrast agent is promising for MR molecular imaging of prostate tumor.

To demonstrate MR cancer molecular imaging with a small peptide targeted MRI contrast agent specific to clotted plasma proteins in tumor stroma in a mouse prostate cancer model.

低分子CLT1ペプチド標的造影剤を用いて前立腺がんの分子イメージングのMR

Tumor extracellular  matrix has abundance of cancer related proteins that can be used as biomarkers  for cancer molecular imaging. In this work,  we ...

医学

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

ヒト前立腺癌転移の同所マウスモデル

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

Intra-Cardiac Injection of Human Prostate Cancer Cells to Create a Bone Metastasis Xenograft Mouse Model

As the most common male malignancy, prostate cancer (PC) ranks second in mortality, primarily due to a 65%-75% bone metastasis rate. Therefore, it is essential to understand the process and related mechanisms of prostate cancer bone metastasis for developing new therapeutics. For this, an animal model of bone metastasis is an essential tool. Here, we report detailed procedures to generate a bone metastasis mouse model via intra-cardiac injection of prostate cancer cells. A bioluminescence imaging system can determine whether prostate cancer cells have been accurately injected into the heart and monitor cancer cell metastasis since it has great advantages in monitoring metastatic lesion development. This model replicates the natural development of disseminated cancer cells to form micro-metastases in the bone and imitates the pathological process of prostate cancer bone metastasis. It provides an effective tool for further exploration of the molecular mechanisms and the in vivo therapeutic effects of this disease.

Here, we present a protocol for the intra-cardiac injection of human prostate cancer cells to generate a mouse model with bone metastasis lesions.

骨転移異種移植マウスモデルを作成するためのヒト前立腺癌細胞の心臓内注射

As the most common male malignancy, prostate cancer (PC) ranks second in mortality, primarily due to a 65%-75% bone metastasis rate. Therefore, it is ...

Murine Prostate Micro-dissection and Surgical Castration

Mouse models are used extensively to study prostate cancer and other diseases. The mouse is an excellent model with which to study the prostate and has been used as a surrogate for discoveries in human prostate development and disease. Prostate micro-dissection allows consistent study of lobe-specific prostate anatomy, histology, and cellular characteristics in the absence of contamination of other tissues. Testosterone affects prostate development and disease. Androgen deprivation therapy is a common treatment for prostate cancer patients, but many prostate tumors become castration-resistant. Surgical castration of mouse models allows for the study of castration resistance and other facets of hormonal biology on the prostate. This procedure can be coupled with testosterone reintroduction, or hormonal regeneration of the prostate, a powerful method to study stem cell lineages in the prostate. Together, prostate micro-dissection and surgical castration opens up a multitude of opportunities for robust and consistent research of prostate development and disease. This manuscript describes the protocols for prostate micro-dissection and surgical castration in the laboratory mouse.

This manuscript describes the protocols for prostate micro-dissection and surgical castration in the laboratory mouse. We also depict representative results produced by these protocols. Finally, we discuss the advantages and utilization of these protocols.

マウス前立腺マイクロ解剖と外科的去勢

Mouse models are used extensively to study prostate cancer and other diseases. The mouse is an excellent model with which to study the prostate and has ...

Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information about this disease. The human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model provides a useful alternative approach for understanding the specific interactions between genetically and molecularly altered tumor cells, their organ microenvironment, and for evaluation of efficacy of therapeutic regimens. This is a well characterized model designed to study the molecular events of primary tumor development and it recapitulates the early events in the metastatic cascade prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. Thus it allows elucidation of molecular mechanisms underlying the initial phase of metastatic disease. In addition, this model can annotate drug targets of clinical relevance and is a valuable tool to study prostate cancer progression. In this manuscript we describe a detailed procedure to establish a human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model.

Prostate cancer is the second most common cause of cancer-related deaths in the United States. An orthotopic cancer model provides a useful approach to understand the biology of prostate cancer and to evaluate the efficacy of therapeutic regimens. This protocol describes detailed steps necessary to establish an orthotopic prostate cancer mouse model.

ヒト前立腺癌の前臨床同所性マウスモデル

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information ...

Generating a Murine Orthotopic Metastatic Breast Cancer Model and Performing Murine Radical Mastectomy

In vivo mouse models to assess breast cancer progression are essential for cancer research, including preclinical drug developments. However, the majority of the practical and technical details are commonly omitted in published manuscripts which, therefore, makes it challenging to reproduce the models, particularly when it involves surgical techniques. Bioluminescence technology allows for the evaluation of small amounts of cancer cells even when a tumor is not palpable. Utilizing luciferase-expressing cancer cells, we establish a breast cancer orthotopic inoculation technique with a high tumorigenesis rate. Lung metastasis is assessed utilizing an ex vivo technique. We, then, establish a mastectomy model with a low local recurrence rate to assess the metastatic tumor burden. Herein, we describe, in detail, the surgical techniques of orthotopic implantation and mastectomy for breast cancer with a high tumorigenesis rate and low local recurrence rates, respectively, to improve breast cancer model efficiency.

We introduce a murine orthotopic breast cancer model and radical mastectomy model with bioluminescence technology to quantify the tumor burden to mimic human breast cancer progression.

マウス実験転移性乳癌癌モデルを生成、およびマウス乳癌根治術を実行

In vivo mouse models to assess breast cancer progression are essential for cancer research, including preclinical drug developments. However, the majority ...