この研究は、ルーヴェンに支えられてきた (「未来を開く' と C1)、科学的なフランダース研究 (FWO フランデレン)、ティエリー Latran 財団、協会犬 contre レ病気神経 Musculaires (ABMM)、筋ジストロフィーための基金協会 (MDA)、ALS 協会と ALS リーガ (ベルギー)。PVD は FWO フランデレンの上級 investigatorship を保持します。RP 中央治療クリニック (CRC) アイルランドからの補助金に支えられ、現在サポートされているアイルランド (NUI) と、FWO の国立大学。

すべての動物は、標準条件のガイドラインに従って - ルーヴェンのルーヴェン大学と関連付けられたヨーロッパのガイドライン (欧州連合指令 2010年/63/EU 動物実験) の下で収容されました。すべての動物実験は、ルーヴェンのローカル倫理委員会で承認されました。
1. 動物の作製と麻酔
<ol><li>イソフルラン/酸素吸入とマウスの麻酔します。イソフルラン麻酔の誘導のための 4%、2-3% を 2.5 L/分の酸素の流れを維持するために使用します。すなわちマウスの条件によると麻酔の維持のためイソフルラン割合を調整、小さくて弱いマウスが少ない麻酔薬を必要とします。痛み逃避反射の有無をチェックするにはパッドを歩いて後肢に穏やかな圧力を適用することによって適切な麻酔などを確認します。</li>
	<li>37 ° C で麻酔中の体温の低下を防ぐためにサーモスタットのヒーター プレートを使用してマウスの体の温度を制御します。</li>
	<li>麻酔の維持のためノーズを持つマウスを合わせてください。動物がチェックされ、ノーズが気道をブロックしないし、動物が着実に呼吸は酸素の十分な配信をあることを確認します。</li>
	<li>、記録中にマウスが十分に呼吸率 (麻酔で約 1 Hz) と穏やかな圧力の逃避反射の有無を観察することによって麻酔かどうかを監視します。麻酔が十分に深くない場合は、手動でイソフルラン濃度を増やします。</li>
	<li>測定の後それは約 2-5 分のための胸骨の内股を維持するために十分な意識を取り戻したまで加熱板、赤外線ランプの暖かさを回復するためにマウスを残します。マウスは、無人と他のマウスの会社で、それは完全に麻酔から回復するまでには、放置しないでください。</li>
</ol>2、後肢、前肢で CMAP の計測
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig1.jpg"> 図 1。CMAP 計測用電極の位置決め。ハインド - (A) と (B) の前肢の電極の位置が表示されます。電極は次のように番号が付けられます: 1: アノードと 2: 陰極刺激電極、3: アクティブな記録電極、4: 参照電極と 5: 接地電極。<a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<ol><li>後肢、前肢の CMAP 測定用 27 G 針電極を使用します。電極位置の推奨される場所は、図 1を参照してください。</li>
	<li>とおり、後肢に電極を配置します。<ol>
<li>腹臥位で加熱パッドの上にマウスを置きます。膝で後肢を拡張し、粘着テープ (図 1 a) を使用して作業面に足を添付します。</li>
		<li>約 2 cm の距離で坐骨切痕の両側皮下刺激電極を配置 (1 = アノード、2 = カソード) 電極間。基になる筋肉を貫通せずに皮膚とプッシュ約 5 mm の皮膚の下に針を垂直に針を挿入するために皮膚を持ち上げます。</li>
		<li>同様に、皮下筋肉を合わせ記録電極 (3) を配置します。横に 30 度の角度でアキレス腱皮下参照電極 (4) を挿入し、2-5 mm の皮膚の下に針を残します。刺激電極と同様の方法で皮下マウス側に接地電極 (5) がこの電極の位置が測定のために重要ではありません。</li>
	</ol>
</li>
	<li>とおり前肢に電極を配置します。<ol>
<li>仰臥位で使用粘着テープ (図 1 b) 体の両側に両方の前肢を拡張する加熱パッドにマウスを配置します。</li>
		<li>刺激電極を配置 (1 = アノード、2 = カソード) に合わせて腕神経叢神経前肢の両側皮下。基になる筋肉を貫通せずに皮膚とプッシュ約 5 mm の皮膚の下に針を垂直に針を挿入するために皮膚を持ち上げます。</li>
		<li>上腕二頭筋の筋肉の上に皮下記録電極 (3) を配置するには、皮膚を持ち上げます。30 度の角度で 3 mm の深さで歩行のパッドに参照電極 (4) を配置します。マウス皮下側に接地電極 (5) を配置します。 注: 電極は、このセットアップで互いの近くです。これは録音を歪め、お互いに触れてから電極を防ぐ。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. データ集録
<ol><li>コント ローラー単位で再発刺激ボタンを押すことによって刺激を開始し、刺激を増やす強度コント ローラーのノブを回します。1 パルス/秒を用いた刺激の持続時間を 0.1 ms すべて軸索を刺激します。ソフトウェアのドロップ ダウン メニューから正しい頻度と期間を選択します。</li>
	<li>激刺激に到達する (5-20 mA; 脱髄における条件最大 60 mA)、CMAP の応答の振幅は増加を停止するまで輝度コント ローラーのノブを回して増加刺激を適用。そこから、さらに刺激 20% 増 CMAP 振幅が極大応答に達したことを確認します。再び再発刺激ボタンを押すことによって刺激を終了します。</li>
	<li>録音に次のポイントを示すマーカー ツールを使用: 刺激、応答、最大の正のピークに、最大の負のピーク (図 2) の開始の開始。</li>
	<li>刺激の開始から反応 (図 2) の開始への遅延として、待機時間 (ミリ秒) を決定します。振幅が増加し始める最も早いポイントとして反応の開始を定義します。待ち時間を使用すると、軸索の脱髄を評価できます。</li>
	<li>最大の正のピーク (図 2) を最大のネガから振幅 (mV) を測定します。振幅の大きさを使用して、機能軸索の数を関連付けます。</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig2.jpg"> 図 2。CMAP 応答の代表的なイメージです。(A) 潜時や振幅を計算するために使用されるポイントを示すわかりやすい CMAP 応答。待ち時間は、CMAP 応答の発症に、刺激からの遅延によって決まります。ピーク-ピーク振幅は、二相性の波の最大の肯定的なピークに最大負から測定されます。健康な非遺伝子組換え動物 (B) および長時間の遅延と低振幅 (C) 病気にかかった動物の代表的な録音。<a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<ol start="6"><li>電極を交換し、3 回同じ神経を測定電極の正確な位置は記録の結果値に影響を与える、ので激刺激を使用して最大応答が得られることを確認します。録音の平均を使用します。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Al-Chalabi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyotrophic+Lateral+Sclerosis.">Amyotrophic Lateral Sclerosis.</a> N Engl J Med. 377 (2), 162-172 (2017).</li><li>Prior, R., Van Helleputte, L., Benoy, V., Van Den Bosch, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defective+axonal+transport:+A+common+pathological+mechanism+in+inherited+and+acquired+peripheral+neuropathies.">Defective axonal transport: A common pathological mechanism in inherited and acquired peripheral neuropathies.</a> Neurobiol Dis. , 300-320 (2017).</li><li>de Carvalho, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrodiagnostic+criteria+for+diagnosis+of+ALS.">Electrodiagnostic criteria for diagnosis of ALS.</a> Clin Neurophysiol. 119 (3), 497-503 (2008).</li><li>Krajewski, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurological+dysfunction+and+axonal+degeneration+in+Charcot-Marie-Tooth+disease+type+1A.">Neurological dysfunction and axonal degeneration in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A.</a> Brain. 123 (Pt 7), 1516-1527 (2000).</li><li>Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+between+axonal+and+demyelinating+neuropathies:+identical+segments+recorded+from+proximal+and+distal+muscles.">Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles.</a> Muscle Nerve. 18 (4), 402-408 (1995).</li><li>Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+abnormalities+in+P0-deficient+mice+resemble+human+hereditary+neuropathies+linked+to+P0+gene+mutations.">Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations.</a> Muscle Nerve. 19 (8), 946-952 (1996).</li><li>Arnold, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Motor+Unit+Number+Estimation+(MUNE)+Measuring+Compound+Muscle+Action+Potential+(CMAP)+in+Mouse+Hindlimb+Muscles.">Electrophysiological Motor Unit Number Estimation (MUNE) Measuring Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse Hindlimb Muscles.</a> J Vis Exp. (103), (2015).</li><li>Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+electrophysiological+measurements+on+mouse+sciatic+nerves.">In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li><li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu,Zn+superoxide+dismutase+mutation.">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264 (5166), 1772-1775 (1994).</li><li>Mitchell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+human+wild-type+FUS+causes+progressive+motor+neuron+degeneration+in+an+age-+and+dose-dependent+fashion.">Overexpression of human wild-type FUS causes progressive motor neuron degeneration in an age- and dose-dependent fashion.</a> Acta Neuropathol. 125 (2), 273-288 (2013).</li><li>Robertson, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+pmp22+transgenic+mouse+line+with+other+mouse+models+and+human+patients+with+CMT1A.">Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A.</a> J Anat. 200 (4), 377-390 (2002).</li><li>Huxley, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+between+varying+levels+of+PMP22+expression+and+the+degree+of+demyelination+and+reduction+in+nerve+conduction+velocity+in+transgenic+mice.">Correlation between varying levels of PMP22 expression and the degree of demyelination and reduction in nerve conduction velocity in transgenic mice.</a> Hum Mol Genet. 7 (3), 449-458 (1998).</li><li>Turner, B. J., Talbot, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenics,+toxicity+and+therapeutics+in+rodent+models+of+mutant+SOD1-mediated+familial+ALS.">Transgenics, toxicity and therapeutics in rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS.</a> Prog Neurobiol. 85 (1), 94-134 (2008).</li><li>Manganelli, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+conduction+velocity+in+CMT1A:+what+else+can+we+tell.">Nerve conduction velocity in CMT1A: what else can we tell.</a> Eur J Neurol. 23 (10), 1566-1571 (2016).</li><li>Cornett, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotypic+Variability+of+Childhood+Charcot-Marie-Tooth+Disease.">Phenotypic Variability of Childhood Charcot-Marie-Tooth Disease.</a> JAMA Neurol. 73 (6), 645-651 (2016).</li><li>Jacobson, W. C., Gabel, R. H., Brand, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+vs.+fine-wire+electrode+ensemble-averaged+signals+during+gait.">Surface vs. fine-wire electrode ensemble-averaged signals during gait.</a> J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 37-44 (1995).</li><li>Parker, V., Warman Chardon, J., Mills, J., Goldsmith, C., Bourque, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Supramaximal+Stimulus+Intensity+as+a+Diagnostic+Tool+in+Chronic+Demyelinating+Neuropathy.">Supramaximal Stimulus Intensity as a Diagnostic Tool in Chronic Demyelinating Neuropathy.</a> Neurosci J. 2016, 6796270 (2016).</li><li>Benoy, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+Improved+HDAC6+Inhibitors+as+Pharmacological+Therapy+for+Axonal+Charcot-Marie-Tooth+Disease.">Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease.</a> Neurotherapeutics. 14 (2), 417-428 (2017).</li><li>Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+caudal+tail+and+sciatic+motor+nerve+conduction+studies+in+adult+mice:+technical+aspects+and+normative+data.">Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data.</a> Muscle Nerve. 41 (6), 850-856 (2010).</li><li>Srivastava, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutant+HSPB1+overexpression+in+neurons+is+sufficient+to+cause+age-related+motor+neuronopathy+in+mice.">Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice.</a> Neurobiol Dis. 47 (2), 163-173 (2012).</li><li>Arnold, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Biomarkers+in+Spinal+Muscular+Atrophy:+Preclinical+Proof+of+Concept.">Electrophysiological Biomarkers in Spinal Muscular Atrophy: Preclinical Proof of Concept.</a> Ann Clin Transl Neurol. 1 (1), 34-44 (2014).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

敏感な記録方法には病気の進行と特に神経疾患の動物モデルで治療の有効性を評価するために不可欠です。決定する、概念地図は、定期的に診療所と実験のセットアップを使用神経、神経因性疾患3,18で神経伝導を評価する低侵襲電気生理学的テクニックです。ここでは、CMAP の前肢の腕神経叢の神経の神経伝導を測定するためにマウスの記録のための新たな応用について述べる。提案手法は、神経変性疾患のモデル マウスで神経機能のより汎用性と詳細な縦断的評価をできます。
針の電極はリング電極よりもわずかにより侵襲的な組織の損傷を最小限に抑えるための注意縦断研究に特にする必要があります。メソッドの 1 つの可能な欠点は、神経や筋肉のピアスから傷害の結果です。ただし、慎重に電極の皮下配置後、けがや筋肉や神経の破壊を防止できます。リング電極を使用してのメソッドと異なり、ここで紹介した方法では体の大きい部分から毛皮のシェービングの操作は不要です。その結果、動物の体温調節に及ぼす影響や不快感はありません。
電極の位置決めは、CMAP 振幅と待ち時間の正しいと一貫して記録するため重要です。電極の位置を変更して、最大の刺激のことを確認する各サイトで 2 ~ 3 測定を実行することをお勧めだし、レスポンスを実現します。正しい録音相性カーブは図 2に示すようになります必要があります。方法を標準化するために神経損傷なし非トランスジェニック マウスは適切かつ一貫性のある電極の最適な刺激のためのポジショニングを確立する最高のモデルです。再利用可能な針の電極は、彼らが定期的に殺菌する、例えば動物の間 20 分、グルタルアルデヒドは、繰り返しの使用に適した、シャープネスのため検査します。
健康な大人のマウスに、提案手法で記録された CMAP 振幅は、通常、坐骨神経、腕神経叢を刺激後の 80-100 mV です。結果は 20-40 mV8,19,20のリング電極の皮膚によって引き起こされるより高いインピー ダンスがあるので、これはリング電極と測定された応答よりもさらに大きな。ALS マウス モデル、坐骨神経や腕神経叢麻痺肢の刺激後 CMAP 振幅は 10-30 mV に減少します。CMAP 振幅開発21中に増加するので、CMAP の振幅の大きさは若い動物で小さいです。
ここで説明するメソッドは前13前肢よりも後肢の神経とその後の運動障害が発生する ALS のマウス ・ モデルで特に役立ちます。除、に加えてメソッドは CMAP 振幅で阻止または遅延の減少として決定される抜歯を検出できます。発症の年齢で既に、後肢の筋肉の CMAP 振幅の劇的な減少を妨げるさらに疾患進行のフォロー アップCMAP 振幅病気の初期の段階で非常に低い値に達するとさらに小さく病気プロセス中に。対照的に、軸索損失は、前肢の腕神経叢の神経の遅いペースで進行し、病気の長い期間にわたって病気の進行を測定するためのより敏感なオプションを提示します。さらより少なく退化した前肢は、軸索機能の強化を目的と治療のアプローチを評価するためのより強力なサイトを提供できます。
紹介したテクニックは、神経筋疾患のモデル マウスの解析に新たな可能性を提供するは明らかです。坐骨神経、腕神経叢から針電極と CMAP の録音は、軸索の損失を評価し、ハインド-も前肢のように脱髄迅速かつ再現性のある方法です。方法の感度著しい運動障害が記録することができますこれらの欠陥の早期の定量化できるように前にも軸索障害の検出が可能にします。また、繰り返しテストの可能性は必要な動物の数が減る、個々 の動物の異なるサイトで神経、神経因性の病気の進行の詳細な概要を提供します。

電気生理学は、運動ニューロン疾患、plexopathies、ニューロパシー、神経筋接合部の障害、ミオパシーなど神経筋疾患の診断ツールとして使用されます。筋萎縮性側索硬化症 (ALS)、運動ニューロンを主に、影響を受ける軸索損傷や筋麻痺1が、減らされた CMAP 振幅の神経伝導検査 (NCS) に反映されます。シャルコー ・ マリー ・ トゥース病 (CMT) NCS2を使用して末梢神経の軸索変性と脱髄を推定できます。この手法は、疾患進行3,4の評価に関して同様の診断を確認するため使用できます。NCS は活動電位振幅5の大きさから推測して、軸索の病理学の評価を有効にして、遠位の遅延または伝導ブロック - 減らされた伝導速度の結果、脱髄の程度が長期化6。
CMAP 測定は、神経伝導の人間とマウスの両方を評価するため高速で機密性の高い方法です。患者も、NCS はマウスで別の神経と筋肉を記録する様々 なサイトで定期的に実行されるに対し、CMAP の測定は通常、後肢の神経機能を評価するために坐骨神経のためにだけ行われます。ただし、いくつかの動物実験であろうレコード CMAP 前面と後肢の両方に有利であるたとえば、前面と ALS モデルマウス後肢間差分の病気の進行に従うこと。
針電極を用いたマウスの前肢から概念地図を記録するためのメソッドを紹介します。さらに、針電極と同様に、後肢から概念地図を測定するためのアプローチを提供します。リング電極と後肢から概念地図の測定は、以前の7、8を提示されています。針電極を用いた概念地図の記録は迅速測定法、毛皮のシェービングを必要としない、ハインド - と前肢の両方を測定するための手順は、経験豊富な研究員動物あたりわずか 10 分。また、この低侵襲アプローチは動物の複数の神経の縦フォロー アップできるように繰り返し測定可能です。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1251px;" width="1250">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:340px;">Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir</td>
			<td style="width:137px;">Technomed</td>
			<td style="width:145px;">TE/S61-434</td>
			<td style="width:628px;">The Needle is 13 mm (0.51&#34;) in length, 0.4 mm (27G) in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:340px;">Natus electrodiagnostic system</td>
			<td style="width:137px;">Natus Neurology</td>
			<td style="width:145px;">UltraPro S100</td>
			<td>EMG device</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:340px;">Synergy</td>
			<td style="width:137px;">Natus Neurology</td>
			<td style="width:145px;">version 20.1.0.100</td>
			<td>EMG software for UltraPro S100</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">Physitem Controller</td>
			<td style="width:137px;">Rothacher-Medical GmbH</td>
			<td style="width:145px;">TCAT-2LV</td>
			<td>Heating pad</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter with TEC 3 Vaporize</td>
			<td style="width:137px;">Rothacher &#38; Partner</td>
			<td style="width:145px;">CV 30-301-D</td>
			<td>Isoflurane Vaporizer and flowmeter</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">Iso-Vet 1000 mg/g&#160;</td>
			<td style="width:137px;">Piramal Healthcare UK Limited</td>
			<td style="width:145px;">AP/DRUGS/220/96</td>
			<td>Isoflurane</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">SOD1-G93A mice</td>
			<td style="width:137px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:145px;">#002726</td>
			<td>ALS tg and non-tg control littermates, only females</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">PrP-hFUS-WT3 mice</td>
			<td style="width:137px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:145px;">#017916&#160;</td>
			<td>ALS tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:340px;">C57BL/6Jax mice</td>
			<td style="width:137px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:145px;">#000664</td>
			<td>Non-tg mice for axotomy, male and female</td>
		</tr>
		<tr height="103">
			<td height="103" style="height:103px;width:340px;">C61-PMP22 mice</td>
			<td style="width:137px;">Mouse line was generously donated&#160; by Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, G&#246;ttingen, Germany).</td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>CMT tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo electrophysiological measurement of compound muscle action potential from the forelimbs in mouse models of motor neuron degeneration

神経軸索の機能を評価する神経筋疾患の進行の詳細情報を提供します。電気生理学的記録は、人間と齧歯動物モデルにおける神経伝導を測定する敏感なアプローチを提供します。マウスにおける筋電図計測のための技術的な可能性を広げる、針電極を用いた前肢の腕神経叢神経からの複合筋活動電位 (概念地図) の測定が記載されています。CMAP 録音後後肢の坐骨神経を刺激することが報告されています。新たに導入されたメソッドは、ここで追加のサイトで神経伝導性の評価は、し、したがって神経筋機能のより深遠な概要を提供します。技術は、機能軸索の相対的な数および髄鞘化レベルの両方の情報を提供します。これにより、このメソッドは、軸索の疾患だけでなく、脱髄性の条件の両方を評価するために適用できます。この低侵襲法は神経の抽出を必要としない、したがって同じ動物で縦方向のフォロー アップのための繰り返しの測定に適しています。同じような録音は、メソッドの並進運動の関連性を強調するため臨床設定で実行されます。

針電極を用いた概念地図の電気生理学的測定は、時間の経過とともに神経筋機能に従う低侵襲と非常に敏感な方法です。説明する手法はマウスの前肢神経伝導の評価をここでことができます、したがって、神経の機能に洞察力を提供します。
ALS、SOD1 G93A9と PrP hFUS WT310 (図 3) の 2 つのマウス モデルと CMT、C61 PMP2211,12 のマウスモデルの病コース中に後肢、前肢から CMAP 振幅と待機時間を測定しました。(図 4)。ALS 関連人間の遺伝子、すなわち、変異SOD1または野生型FUSの過剰発現による ALS マウス モデルを作成しました。両方のモデルでは、マウスは麻痺に至る進行性運動ニューロン変性に似た ALS を開発します。非遺伝子組換えの濾胞ハインド - と前肢の CMAP の振幅が時間 (図 3 a) をかけて変わらなかったと。その一方で、後肢から坐骨神経 CMAP 振幅が激減し 60 日頃発症前であってもに、、SOD1 G93A マウス (最初の運動症状は通常、3 ヶ月の年齢で観察される) に対し13.振幅は 90 非トランスジェニック (tg 以外) 祖父にその歳で mV SOD1 G93A マウス 30 のみだったに対し mV。のみ最小限のさらなる低下にあった振幅病気が 150 日の年齢で症候性後期に進むにつれて。CMAP の振幅の減少と前肢、後肢から坐骨神経と比較しての腕神経叢の神経の軸索の変性に遅れたしたがって。、前肢で病気の進行も CMAP としてはそれほど振幅減少 70 から 30 mV mV これらのマウスの運動障害の症状の前後に測定したとき。
ALS の PrP hFUS WT3 マウス モデルで運動障害の発症を約 28 日10CMAP の振幅の低下の開始と一致する年齢で開始します。これはマウス約 65 日間の年齢で終末期に達すると加速性が高い病気モデルです。CMAP 振幅の減少は、前肢、後肢 (3 D の図) で、以前の軸索変性を示す腕神経叢神経に比べて後肢の坐骨神経により急速に発生しました。この観察はこれらのマウス モデルの両方で特に病気プロセスの後期まで機能を維持前肢より前、後肢が麻痺しているの臨床的観察をサポートします。
一般に、刺激から活動電位の開始の遅延は前肢に比べて後肢 (図 3 b, E) で短かった。これは単に刺激と記録電極との間の短い距離です。待ち時間は、軸索の髄鞘化レベルの指標を提供します。着眼点は CMAP 待ち時間が、ALS のマウス ・ モデルにおける疾患進行中に長期化する ALS は脱髄性疾患ではないです。これは高速モータ軸索を行って、大きいの損失可能性があります。
人間 PMP22 の 3-4 のコピーを過剰発現する C61 PMP22 マウスとヘテロ マウスは、非常に穏やかな CMT1A 疾患表現型軽度の脱髄と削減の概念地図がない目に見える表現型11,12を要約します。1.5-2 年年齢 C61 PMP22 マウスの CMAP の振幅が減少し、待ち時間延長両方後肢で前肢 (図 4)。振幅の減少と健康な主題からの録音と比較して遅延応答を表示する代表的な録音はそれぞれ図 2bはで表示されます。前肢で CMAP 待ち時間は、後肢に限り、影響はありません。これは CMT1A 患者患者多い長さ依存障害14として CMT の病態生理学的性質のため下肢で深刻な減少または検出不可能な概念地図を持って.また、病気の重症度の程度と相関している遅延または伝導の速度よりもむしろ CMAP 振幅軸索整合性14,15度振幅を相互に関連付ける。それにもかかわらず、このメソッドは CMT1A で観察などのプロセスを脱髄性検出に十分に敏感な示唆されました。
潜時や振幅の変動は非組み換えグループで最下位 (係数変化の 2-15% と 1 ~ 13%、それぞれ)。遺伝子組み換えの場合、動物の間で病気の進行の違いによって引き起こされる可能性が最も高い測定 (振幅 8 51%、待機時間 1-21% の変動係数) より多くの変化があった。すべてのケースで、変化は、後肢、前肢に似ていた。針と表面電極の使用の変化は、16と同様に報告されています。
必要な刺激強度は非組み換え間大幅に変わらないと ALS モデル (図 3, F)。同様に、これらのケースで激刺激に到達するための必要な刺激と後肢に類似していた、5-12 mA の間で変化します。CMT の増加刺激強度の必要性は、認識された17をされており、C61 PMP22 マウス (図 4) に同じ表現が見られました。現象は、肥大 endoneurial 変更17から電気インピー ダンス増加によって説明されています。
5 ヶ月非組み換え C57BL/6Jax マウス (男性と女性) (の腕神経叢の神経の前肢から記録された CMAP 振幅が神経刺激と筋刺激がないことが原因だったことを確認するため行った一方的な部分的な膠図 5)。膠は、90 から CMAP 振幅を減少 20 mV mV、操作で軸索のほとんどが切断されたことを示します。対側の前肢、後肢の振幅で変化はないです。この結果強くことを示します上腕二頭筋の検出応答だった神経刺激による筋肉刺激起因しなかった。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig3.jpg"> 図 3。CMAP 振幅、遅延、および必要な刺激でハインド - 病気のコースと ALS の前肢をマウス モデル。非トランスジェニック (tg 以外) 同腹子と PrP-hFUS-WT3 (D-F) トランスジェニック (tg) マウス SOD1 G93A (A-C) の症状の段階で、運動症状の発症で測定した、病気の後期症状段階処理、年齢 57、91、147 日 (d)、または SOD1 G93A と PrP hFUS WT3 マウス、29、38、53 日でそれぞれ。黒: 非組み換え後肢、黒い破線: 非組み換え前肢、灰色: トランスジェニック後肢、灰色の破線: トランスジェニック前肢。± SD. 振幅を意味するように結果が表示されます (A, D) は、非遺伝子組換え動物後肢、前肢の両方で時間をかけて安定していた。トランスジェニック動物の病気プロセスの間に振幅が減少しました。待ち時間 (B, E) は病気によって受ける影響が小さく、後肢、前肢、遺伝子型に関係なく間の主な違いが認められました。すべてのグループ (C, F) の必要な刺激の変化が少なかった。SOD1 G93A N = tg 147 d、N を除くすべてのグループ 4 3 を =。年齢 29、38、および 53 の PrP hFUS WT3 マウス、N は 4、5、および 4、tg 以外の tg 7、5、3、それぞれ。シンボルは次のようにグループ間の差を意味: *: tg 後肢、# 対非 tg 後肢: tg 前肢対非 tg 前肢 ¤: 非 tg 前肢、灰色対非 tg 後肢 *: tg tg 前肢と後肢。テューキーの二元の多重比較検定 *: p < 0.05 * *: p < 0.01 * * *: p < 0.001 * * *: p < 0.0001 #: p < 0.05、##: p < 0.01 ###: p < 0.001 ###。: p < 0.0001。 ¤: p < 0.05 埋: p < 0.01 ¤¤¤: p < 0.001 ¤¤¤: p < 0.0001。<a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig4.jpg"> 図 4。CMAP 振幅、遅延、および後肢-必要な刺激と CMT1A マウスの前肢。C61 PMP22 トランスジェニック (tg) マウスと非トランスジェニック (tg 以外) 同腹子を 1.5-2 歳で測定しました。振幅 (A) は、ハインドとトランスジェニック マウスの前肢の両方を減少しました。待ち時間 (B) の延長を認めたすべての CMT のマウスの手足と前肢にも微妙な変化がこの測定で検出されました。刺激強度 (C) の要件は CMT1A 患者で検出された表現型に似ている C61 PMP22 マウスで増加しました。結果を示す平均 ± SD 以外 tg N = 4 と tg N = 3。Sidak で双方向の分散分析の多重比較検定 * *: p < 0.01 * * *: p < 0.0001。<a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57741/57741fig5.jpg"> 図 5。前肢活動電位は神経刺激によって引き起こされます。観測された CMAP は筋肉刺激によって引き起こされた可能性を除外するには、(部分的な) 膠は腕神経叢の神経で実行されました。CMAP 振幅 (A) と (B) の遅延は、(前に) 前に記録された 4 日後 (ポスト) 腕神経叢の膠大人非トランスジェニック マウスと。膠は、神経刺激による応答があったことを示す CMAP 振幅を減少しました。黒: 後肢、灰色: 対側の前肢、灰色点線: 同側の前肢。結果は、平均 ± SD、N として表示 = 2。<a href="/files/ftp_upload/57741/57741fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

生体内で運動ニューロンの変性症のマウスモデルの前肢からの複合筋活動電位の電気生理学的測定

神経伝導測定神経変性のマウス ・ モデルを評価するために有用なツールだけど、よく後肢で坐骨神経を刺激するためにのみ適用されます。ここでは、複合筋活動電位 (CMAP)生体内で腕神経叢によって支配されているマウスの前肢筋を測定する手法について述べる。

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

19.1K ビュー.  KU Leuven - University of Leuven. 神経伝導測定神経変性のマウス ・ モデルを評価するために有用なツールだけど、よく後肢で坐骨神経を刺激するためにのみ適用されます。ここでは、複合筋活動電位 (CMAP)生体内で腕神経叢によって支配されているマウスの前肢筋を測定する手法について述べる。

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Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle. This is a direct consequence of the accessibility to both cell types and ability to visually distinguish the single segmental CaP motor-neuron on the basis of morphology and location. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type. Identification of the CaP motor-neuron type is confirmed by either dye filling or by the biophysical features such as action potential waveform and cell input resistance. Motor-neuron recordings routinely last for one hour permitting long-term recordings from multiple different target muscle cells. Control over the motor-neuron firing pattern enables measurements of the frequency-dependence of synaptic transmission at the neuromuscular junction. Owing to a large quantal size and the low noise provided by whole cell voltage clamp, all of the unitary events can be resolved in muscle. This feature permits study of basic synaptic properties such as release properties, vesicle recycling, as well as synaptic depression and facilitation. The advantages offered by this in vivo preparation eclipse previous neuromuscular model systems studied wherein the motor-neurons are usually stimulated by extracellular electrodes and the muscles are too large for whole cell patch clamp. The zebrafish preparation is amenable to combining electrophysiological analysis with a wide range of approaches including transgenic lines, morpholino knockdown, pharmacological intervention and in vivo imaging. These approaches, coupled with the growing number of neuromuscular disease models provided by mutant lines of zebrafish, open the door for new understanding of human neuromuscular disorders.

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target skeletal muscle. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a segmental CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type.

モーターニューロンとターゲットゼブラフィッシュの骨格筋からの対のパッチクランプ記録

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

神経科学

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

によるマウス網膜神経節細胞のトランスフェクション in vivoでエレクトロポレーション

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

マウス坐骨神経に生体内電気生理学的測定値の

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

The Neuromuscular Junction: Measuring Synapse Size, Fragmentation and Changes in Synaptic Protein Density Using Confocal Fluorescence Microscopy

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. Structural changes at the NMJ can result in neurotransmission failure, resulting in weakness, atrophy and even death of the muscle fiber. Many studies have investigated how genetic modifications or disease can alter the structure of the mouse NMJ. Unfortunately, it can be difficult to directly compare findings from these studies because they often employed different parameters and analytical methods. Three protocols are described here. The first uses maximum intensity projection confocal images to measure the area of acetylcholine receptor (AChR)-rich postsynaptic membrane domains at the endplate and the area of synaptic vesicle staining in the overlying presynaptic nerve terminal. The second protocol compares the relative intensities of immunostaining for synaptic proteins in the postsynaptic membrane. The third protocol uses Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) to detect changes in the packing of postsynaptic AChRs at the endplate. The protocols have been developed and refined over a series of studies. Factors that influence the quality and consistency of results are discussed and normative data are provided for NMJs in healthy young adult mice.

The neuromuscular junction (NMJ) is altered in a variety of conditions that can sometimes culminate in synaptic failure. This report describes fluorescence microscope-based methods to quantify such structural changes.

神経筋接合部：測定シナプスサイズ、断片化および共焦点蛍光顕微鏡を用いてシナプスタンパク質の密度の変化

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. ...

Modeling Neuronal Death and Degeneration in Mouse Primary Cerebellar Granule Neurons

Cerebellar granule neurons (CGNs) are a commonly used neuronal model, forming an abundant homogeneous population in the cerebellum. In light of their post-natal development, abundance, and accessibility, CGNs are an ideal model to study neuronal processes, including neuronal development, neuronal migration, and physiological neuronal activity stimulation. In addition, CGN cultures provide an excellent model for studying different modes of cell death including excitotoxicity and apoptosis. Within a week in culture, CGNs express N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors, a specific ionotropic glutamate receptor with many critical functions in neuronal health and disease. The addition of low concentrations of NMDA in conjunction with membrane depolarization to rodent primary CGN cultures has been used to model physiological neuronal activity stimulation while the addition of high concentrations of NMDA can be employed to model excitotoxic neuronal injury. Here, a method of isolation and culturing of CGNs from 6 day old pups as well as genetic manipulation of CGNs by adenoviruses and lentiviruses are described. We also present optimized protocols on how to stimulate NMDA-induced excitotoxicity, low-potassium-induced apoptosis, oxidative stress and DNA damage following transduction of these neurons.

This protocol describes a simple method for isolating and culturing primary mouse cerebral granule neurons (CGNs) from 6-7 day old pups, efficient transduction of CGNs for loss and gain of function studies, and modelling NMDA-induced neuronal excitotoxicity, low-potassium-induced cell death, DNA-damage, and oxidative stress using the same culture model.

神経細胞死とマウス プライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング

Cerebellar granule neurons (CGNs) are a commonly used neuronal model, forming an abundant homogeneous population in the cerebellum. In light of their ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and latency detect chronic axon loss and demyelination, respectively. Axonal excitability techniques &#34;by threshold tracking&#34; expand upon these measures by providing information regarding the activity of ion channels, pumps and exchangers that relate to acute function and may precede degenerative events. As such, the use of axonal excitability in animal models of neurological disorders may provide a useful in vivo measure to assess novel therapeutic interventions. Here we describe an experimental setup for multiple measures of motor axonal excitability techniques in the rat ulnar nerve.
The animals are anesthetized with isoflurane and carefully monitored to ensure constant and adequate depth of anesthesia. Body temperature, respiration rate, heart rate and saturation of oxygen in the blood are continuously monitored. Axonal excitability studies are performed using percutaneous stimulation of the ulnar nerve and recording from the hypothenar muscles of the forelimb paw. With correct electrode placement, a clear compound muscle action potential that increases in amplitude with increasing stimulus intensity is recorded. An automated program is then utilized to deliver a series of electrical pulses which generate 5 specific excitability measures in the following sequence: stimulus response behavior, strength duration time constant, threshold electrotonus, current-threshold relationship and the recovery cycle.
Data presented here indicate that these measures are repeatable and show similarity between left and right ulnar nerves when assessed on the same day. A limitation of these techniques in this setting is the effect of dose and time under anesthesia. Careful monitoring and recording of these variables should be undertaken for consideration at the time of analysis.

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Axonal excitability techniques provide a powerful tool to examine pathophysiology and biophysical changes that precede irreversible degenerative events. This manuscript demonstrates the use of these techniques on the ulnar nerve of anesthetized rats.

生体内で軸索興奮性のテストでラットの尺骨神経の電気生理学的測定

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal degeneration are remarkably similar in humans and invertebrates as are the molecular mechanisms that drive these processes. The fruit fly, Drosophila melanogaster, provides a powerful yet simple genetic model organism to study the cellular complexities of neurodegenerative diseases. In fact, approximately 70% of disease-associated human genes have a Drosophila homolog and a plethora of tools and assays have been described using flies to study human neurodegenerative diseases. More specifically the neuromuscular junction (NMJ) in Drosophila has proven to be an effective system to study neuromuscular diseases because of the ability to analyze the structural connections between the neuron and the muscle. Here, we report on an in vivo motor neuron injury assay in Drosophila, which reproducibly induces neurodegeneration at the NMJ by 24 h. Using this methodology, we have described a temporal sequence of cellular events resulting in motor neuron degeneration. The injury method has diverse applications and has also been utilized to identify specific genes required for neurodegeneration and to dissect transcriptional responses to neuronal injury.

A Simple Neuronal Mechanical Injury Methodology to Study Drosophila Motor Neuron Degeneration

Here we describe a simple and widely accessible method to injure segmental nerves in Drosophila larvae to visualize and quantify neurodegeneration of motor neurons at the neuromuscular junction (NMJ) of third instar larvae.

研究のための単純な神経細胞学的損傷法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;運動ニューロン変性

The degeneration of neurons occurs during normal development and in response to injury, stress, and disease. The cellular hallmarks of neuronal ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

経瞳孔二光子マウス網膜のin vivoイメージング

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

Semi-Quantitative Determination of Dopaminergic Neuron Density in the Substantia Nigra of Rodent Models using Automated Image Analysis

Estimation of the number of dopaminergic neurons in the substantia nigra is a key method in pre-clinical Parkinson's disease research. Currently, unbiased stereological counting is the standard for quantification of these cells, but it remains a laborious and time-consuming process, which may not be feasible for all projects. Here, we describe the use of an image analysis platform, which can accurately estimate the quantity of labeled cells in a pre-defined region of interest. We describe a step-by-step protocol for this method of analysis in rat brain and demonstrate it can identify a significant reduction in tyrosine hydroxylase positive neurons due to expression of mutant &#945;-synuclein in the substantia nigra. We validated this methodology by comparing with results obtained by unbiased stereology. Taken together, this method provides a time-efficient and accurate process for detecting changes in dopaminergic neuron number, and thus is suitable for efficient determination of the effect of interventions on cell survival.

Here we present an automated method for semi-quantitative determination of dopaminergic neuron number in the rat substantia nigra pars compacta.

自動画像解析を用いたげっ歯類モデルのサブスタチングニグラにおけるドーパミン作動性ニューロン密度の半定量的決定

Estimation of the number of dopaminergic neurons in the substantia nigra is a key method in pre-clinical Parkinson's disease research. Currently, unbiased ...

生体内で運動ニューロンの変性症のマウスモデルの前肢からの複合筋活動電位の電気生理学的測定

要約

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この動画の章

モーターニューロンとターゲットゼブラフィッシュの骨格筋からの対のパッチクランプ記録

によるマウス網膜神経節細胞のトランスフェクション in vivoでエレクトロポレーション

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

マウス坐骨神経に生体内電気生理学的測定値の

神経筋接合部：測定シナプスサイズ、断片化および共焦点蛍光顕微鏡を用いてシナプスタンパク質の密度の変化

神経細胞死とマウスプライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング

生体内で軸索興奮性のテストでラットの尺骨神経の電気生理学的測定

研究のための単純な神経細胞学的損傷法

経瞳孔二光子マウス網膜のin vivoイメージング

自動画像解析を用いたげっ歯類モデルのサブスタチングニグラにおけるドーパミン作動性ニューロン密度の半定量的決定

生体内で運動ニューロンの変性症のマウスモデルの前肢からの複合筋活動電位の電気生理学的測定

要約

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モーターニューロンとターゲットゼブラフィッシュの骨格筋からの対のパッチクランプ記録

によるマウス網膜神経節細胞のトランスフェクション in vivoでエレクトロポレーション

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

マウス坐骨神経に生体内電気生理学的測定値の

神経筋接合部：測定シナプスサイズ、断片化および共焦点蛍光顕微鏡を用いてシナプスタンパク質の密度の変化

神経細胞死とマウス プライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング

生体内で軸索興奮性のテストでラットの尺骨神経の電気生理学的測定

研究のための単純な神経細胞学的損傷法

経瞳孔二光子マウス網膜のin vivoイメージング

自動画像解析を用いたげっ歯類モデルのサブスタチングニグラにおけるドーパミン作動性ニューロン密度の半定量的決定

神経細胞死とマウスプライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング