Name: neutron crystallography data collection and processing for modelling hydrogen atoms in protein structures
Uploaded: 2020-12-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
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タンパク質発現、精製、結晶化実験は、オークリッジ国立研究所の米国エネルギー環境研究局の構造分子生物学センター(CSMB)で行われました。中性子回折データは、米国エネルギー省エネルギー省基礎エネルギー科学局の科学ユーザー施設部門が後援するORNLのスマレーション中性子源(SNS)のBL-11B MaNDiで収集されました。著者らはブレンダン・サリバンに対し、データ削減に関する支援に感謝している。X線回折データは、ノースカロライナ州が支援するノースカロライナ州立大学の分子教育・技術・研究イノベーションセンター(METRIC)施設で収集されました。GCSは、国立研究財団(NRF)、南アフリカ、およびORNLの大学院機会(GO!)プログラムからの支援を認めています。FMは、USDA NIFAハッチ211001からのサポートを認めています。

著者らは開示するものは何もない。

中性子タンパク質結晶学は、タンパク質におけるプロトネーション状態と水分子の配向をプローブする高感度技術です。この情報は、プロトン化と水素結合相互作用の変化がしばしば酵素化学10の中心であるため、タンパク質触媒機構に光を当てます。中性子タンパク質結晶学は、有益な技術であるにもかかわらず、中性子回折実験を計画する前に考慮すべき多くの要因を有する。
<ol><li>データ収集のための大きなタンパク質結晶の要件。</li>
	<li>水素や金属イオンなどの他の元素の散乱特性。</li>
	<li>重なったサンプルを扱う場合の構造の改良およびモデル構築ソフトウェアの制限。</li>
</ol>中性子タンパク質結晶学は、フラックス限定の技術です。X線回折データセットとは対照的に、Rファクターが高く、完全性が低く、中性子データセットの冗長性と信号対雑音比が期待されています。1 つのフレームのデータ収集は、通常 12 ~ 18 時間です。実験の成功は、サンプルのサイズと0.1 mm3の結晶を使用した品質に大きく依存します。中性子回折では、10~800μLの結晶化液を設定するために大量のタンパク質を生産する必要があります。十分に大きな結晶を成長するための最小体積は、結晶とサンプルパラメータ(https://neutrons.ornl.gov/imagine)を与えられたボリューム計算機を使用して推定することができます。大きな結晶の成長は、蒸気拡散3によって最も一般的に達成されている。吊り落としの結晶化により、10~25μLの大きな滴で結晶の成長が可能となり、市販のシッティングドロップ装置14,54を使用して、最大~50μLまでの大きな滴を設定できます。シリコン化された9ウェルガラスプレートは、最大800 μLの体積で非常に大きな滴をセットするために使用できます。これらのガラス板はハンプトンリサーチから市販されている「サンドイッチボックス」に入れられます。さらなる結晶化技術は、容器によって滴径の限界が決まるバッチ結晶化を含む。バッチ結晶化実験をセットアップすると、マイクロリットルからミリリットル55までの範囲が可能です。また、透析は、透析膜を介して沈殿物と平衡化される透析技術を用いて、あるいは沈殿物濃度勾配に沿った逆拡散またはアガロース56,57などの多孔質プラグを介して行うこともできます。シードは、所望の体積の結晶を得るための別の代替手段を提供する。NcLPMO9D45の大結晶を含む、大結晶成長のためにマイクロおよびマクロシードがうまく採用されている。溶解度に対する温度の影響を含むタンパク質相図の知識は、大きな結晶成長に役立つ。
中性子回折実験を計画する際には、回折データ収集中のシグナル対ノイズ比を最大化するタンパク質調製の最適化が不可欠である7。H原子による密度の取り消しと高い支離滅裂散乱を回避するために、正のコヒーレント散乱長と低い支離滅裂散乱長を有する同位体DのH原子を交換することで、中性子SLDマップを改善することができます。これを達成するために、重水素化結晶化緩衝液に対する水素化タンパク質結晶の蒸気交換が行われる。これにより、溶媒分子と不安定でtitratableタンパク質H atoms23のH/D交換が保証されます。蒸気交換は、水素化結晶をD2O系の重水素化結晶化バッファー「プラグ」を用いて石英キャピラリーに取り付けることによって行われ、最も頻繁に適用される効果的で穏やかな技術を表します14,23,35。交換には数週間かかる場合があり、最大H/D交換を確実にするために、重水素化バッファーを頻繁に変更する必要があります。H/D交換は、重水素化緩衝液中に結晶を直接浸すことによっても行うことができる。D2O露光によるストレス下に結晶を配置することを避けるために、D2O:H2O比58を段階的に増加させることによって、浸漬プロセスを徐々に行う必要があります。これに加えて、水素化タンパク質の結晶化は、不安定性H部位22,59でのH/D交換用の重水素化緩衝液でも行うことができる。ただし、D2O系緩衝液は、公知のH2O系条件の更なる調整を必要とするタンパク質溶解度に影響を及ぼす3,59である。D2O系バッファーは、場合によっては小さい結晶につながることも観測されています59。Titratableと炭素結合H原子をDに完全に交換するには、重膜媒体中のタンパク質を発現させて透過サンプル20を生成する。透過サンプルの結果として得られる中性子SLDマップは大幅に改善され、水素化されたサンプルの密度キャンセルが表示されなくなりました。これは、タンパク質または補因子において交換不可能な部位で結合したH/Dを特徴付けると効果的である。しかし、透過タンパク質の発現は、コストが高く、かつyield60では低い。オークリッジ国立研究所(ORNL)構造分子生物学センター(CSMB)は、透過サンプル(https://www.ornl.gov/facility/csmb)を生成しようとするユーザーのための重水素化施設を提供しています。透過化発現は、典型的には、精製タンパク質61の〜50mgの収量を1Lスケールでバイオリアクターで行う。
中性子回折データの収集に続いて、洗練とインタラクティブモデル構築が行われます。改良は、phenix.refine、nCNS、またはSHELXL28、31、32、33を含む複数のソフトウェアスイートを使用して実行できます。Phenixスイートは、中性子SLD map34からモデルを手動で構築するために使用されるクートと組み合わせて中性子回折データを改良するために最も一般的に利用されるソフトウェアです。フェニックスとクートの両方が中性子回折データの処理を可能にするが、中性子データおよび重水素化されたサンプルに関連する特異性を処理するために必要な特定の特徴を欠いている可能性がある。例えば、Cootは重水素化残基のジオメトリ最適化を含まないため、「リアルスペースリファイン」機能は「爆発」残基を生じるため、モデル構築中に複雑化を招く可能性があります(補足図26)62。これは、すべての重水素残基の拘束ファイルを生成することによって解決することができます。ただし、これは集中的なプロセスであり、そのようなライブラリは現在一般に公開されていません。Phenix で改良を行う場合、交換可能な H/D サイトは、最初は H および D の占有率 0.50 に設定されます。改良が行われると、HとDの占有率は中性子SLDマップに従って洗練されます。インタラクティブモデル構築中、差分密度 Fo-Fc マップは、H/D 占有を評価する上で非常に有益です。マップを使用して、どのサイトが高 D 占有率を持っているのかを判断できます。ただし、H:D占有率は0.70:0.30に近く、中性子SLDマップ64で完全な信号キャンセルが発生します。また、準ラウエ中性子データセットは、多くの場合、X線回折データの98%≥日常的に観測されるよりも低い80%の完全性を有することを考慮する必要があります。Phenixで中性子回折データをリファインする場合、欠落している観測振幅(Fo)がモデルから計算されて反射リストが完成し、モデルバイアスが導入されます。この潜在的なバイアスを考慮するには、「no_fill」マップではなく、インタラクティブモデルの構築中に検討する必要があります。
ユーザーは、構造の共同X線/中性子データの洗練、または中性子データのみの改良を実行することができます。中性子SLDマップの視覚化は、特に低解像度で、特にH/D蒸気交換にもかかわらず交換不可能な部位にHがまだ存在する水素化タンパク質に対して、特に混乱している可能性があります。これにより、中性子密度マップのキャンセルが発生し、不連続マップの印象を与える65,66。対応する X 線データセットを収集すると、これらの取り消しを共同絞り込みで補完できます (図 13A および図 13B)。関節改良戦略では、通常、X線データに対してタンパク質骨格座標を改良し、中性子回折データを使用して交換可能な部位28におけるH/D原子の位置と占有率を改良する。交換可能な場所でのジョイント H/D 占有率の導入により、洗練されるパラメータの数が増えるため、X線データによるジョイントの絞り込みによって、データ対パラメータ比も増加します。関節の改良には、同じ結晶または同じ条件で成長した結晶上の同じ温度で、対応する X 線データセットを収集する必要があります。室温(300K)で収集された中性子回折データの場合、放射線損傷を制限するために低線量のデータ収集戦略を用いて、対応するX線データセットを室温で収集する必要があります。対照的に、透過サンプルは、H/D信号のキャンセルの同じ大きさを持たないので、改善された、連続的な中性子SLDマップを提供する。しかし、金属や硫黄を含む特定の元素の中性子散乱の長さは、たとえタンパク質が透過化されていても、中性子SLDマップでは見えにくい(図13C-F)18。金属を特徴付ける必要がある場合は、関節の細分化でX線回折を利用するか、分光技術を適用して回折実験を補完するのが最善です。中性子のみのデータの改良は、中性子データセットが高解像度の場合や、透過性タンパク質を使用した場合に行われることがよくあります。また、X線由来の構造が放射線誘発物を保有する可能性があるため、放射線損傷に対して高感度なタンパク質が研究されている場合は、中性子のみのデータ精製が特に有用です。中性子データのみの改良を行う場合は、対応する中性子データセットに十分な完全性と解像度があるかどうかを確認する必要があります。
ORNLは、HFIRのIMAGINEビームラインとSNS36,67のMaNDiビームラインの2つの中性子回折データを収集するための2つの施設を提供しています。どちらの装置も同様の原理を用いた中性子回折データセットを収集する有効な手段を提供しますが、各機器にはビーム時間を適用する際に考慮すべき固有の仕様があります。IMAGINEは、準ラウデータを収集し、単位セルを持つ結晶上の室温データ収集に最適化されています。.MaNDiは、~300Åまでのユニットセルを持つ結晶上のTOF-Laueコレクションを用いた室温および低温データの収集に使用できます。完全なデータセットを収集する前に、結晶に対してテストを行い、結晶が単一フレームの中性子ビームに露出する回折パターンの品質を評価します。結晶が十分な品質の場合、完全な中性子回折データセットが収集され、インデックス化され、統合され、スケーリングされ、X線データ処理に類似したプロセスにマージされます。IMAGINEはラウエゲンとLscaleを利用し、MaNDiはマンティッドパッケージを利用し、3次元プロファイルフィッティング48、50、51、68、69,70を採用しています。これらの施設のいずれかでユーザーになる科学者は、さらなる分析のためにMTZまたはHKL形式のデータセットを提供されます。
中性子回折は、生体高分子のプロトネーション状態と水素結合相互作用を調査するための非破壊性、高感度の技術です。特に光感受性タンパク質やメタロタンパク質に有用です。実験を行う前に、この技術とデータの処理に関するいくつかの考慮事項を考慮する必要がありますが、結果は結果をもたらし、目的のタンパク質の触媒メカニズムに関する貴重な洞察を与える可能性があります。中性子タンパク質結晶学は、計算、構造、生化学的、分光学的研究を補完し、生物学者の生物学的高分子を特徴付けるために使用される技術の貴重なツールとなっています。

中性子高分子結晶学は、タンパク質の構造と基礎となる化学に独特の窓を提供する技術です。概念的にはX線回折と同様に、中性子回折は高分子構造の原子論的詳細を提供するが、中性子と核の相互作用は光原子の局在化を可能にし、しばしばX線回折1で検出することが困難である。X線回折の間、X線は電子雲から散乱し、水素(H)などの光原子が、近くにある電子密度マップでは見え難く、サブオーングストローム解像度2に近い。対照的に、中性子の散乱強度は、同じ元素の同位体が異なる散乱長さを示す、核との複雑な相互作用に依存する。したがって、水素(1H)や重水素(2HまたはD)などの光原子とその同位体は、中性子散乱長さ密度(SLD)マップにおける骨格炭素、窒素および酸素原子と同等の視認性を有する。さらに、中性子散乱の大きさは電子の数とは無関係であるため、X線散乱で観測されるように、重元素から散乱しても重元素が近くにある場合には、重元素によって散乱が隠れつづけない。中性子回折を採用する際のHとその同位体Dの視認性の向上は、触媒的に重要な残基、補因子および配位子の原発状態に関する貴重な情報を提供し、水分子の配向を助け、触媒機構およびタンパク質化学3に関する重要な情報を明らかにする。中性子回折は、特に金属中心や感光性の酸化還元剤2を有するタンパク質などのイオン化に敏感な生体試料に特に適した非破壊技術であるという利点を提供する。本稿の主な焦点は、高品質の中性子タンパク質結晶構造を得るためのワークフローの概要を提供することです。中性子散乱のさらなる応用については、関心のある読者をPodjarny et al.4、Blakeley5、Blakeleyらら、O'Dellら3に紹介し、中性子タンパク質回折とアシュカーらの優れた概要を紹介します。
中性子は主に、原子炉源での核分裂または加速器ベースのソースでのスフレ化の2つのプロセスのいずれかを採用した核反応中に生成されます8。原子炉源は 235U同位体の核分裂を採用して連続的な中性子ビームを提供し、スマレーション中性子源はターゲット(例えば水銀などの液体金属)をprotons9で爆撃してパルス中性子ビームを生成する。テネシー州オークリッジにあるオークリッジ国立研究所(ORNL)は、高磁束同位体原子炉(HFIR)の定常中性子源と、スマレーション中性子源(SNS)で60Hzパルス源の両方をホストしています。イマジンビームラインは、HFIRに位置し、生体高分子用に最適化された中性子回折計です(補足図1)10。IMAGINEは、中性子画像プレート検出器を採用し、ユニットセルエッジ<150 Åの単結晶から2.8~4.5Åの狭いバンドパスを使用して、準ラウエのデータを測定します。SNSに位置する高分子中性子回折計(MaNDi)は、球状検出器アレイフレーム(DAF)を搭載した飛行時間(TOF)ラウエ中性子回折計です(補足図2)11。MaNDiは、2.0~6.0 Å12の間で調整可能な2 Å波長帯域幅を採用することにより、ユニットセルエッジが10~300 Åの範囲にある単結晶からのデータを測定します。
中性子の生成過程はエネルギー集約性が高く、放射光源13でのX線ビームフラックスと対比すると、比較的弱い中性子ビームフラックスが生じる。データ収集中に十分な信号対雑音比を確保するためには、適切なサイズと品質14の結晶を成長させる必要があります。通常、ボリューム>0.1 mm3の結晶は、適切な統計15でデータを収集するために必要です。より低い流束に加えて、中性子とサンプル核の間の相互作用の固有の特性を考慮する必要があります16。中性子の散乱長は、同じ元素の同位体では異なり、小さな角度中性子散乱(SANS)で有利に利用され、サンプルの領域をマスクまたはハイライトする特性である-コントラストマッチング17と呼ばれるプロセス。回折実験では、H(-3.741 fm for 1H)の負のコヒーレント中性子散乱長は、炭素(12Cの6.6511fm)、窒素(14Nの場合は9.37 fm)、酸素(14Nのための9.37 fm)を含む他の生物学的に関連する原子の一貫した中性子散乱長さから、中性子散乱密度マップの特徴を取り消す可能性があります(5.803fmOの場合は5.803fmO)。 リン(31Pの場合は5.13fm)および硫黄(32Sの場合は2.804 fm)は、正(表1)12,14である。さらに、H (25.274 fm) の大きな支離滅裂な散乱の長さは、データ収集中に背景を増加させ、データセットの品質を妨げ、データ解像度を損なう7。Hによってもたらされるこれらの制限を回避するには、中性子回折のために、正のコヒーレント中性子散乱長(6.671fm)と離離滅裂散乱長(4.04fm)19を有する同位体重水素とHを交換する必要がある。 これは、H部位20におけるDの完全な組み込みを保証する完全に重い培地で増殖した生物によってタンパク質が発現するプロセスであるパーデレートによって達成することができる。また、交換可能な部位(titraable基)のみでHをDに置換することによってタンパク質を部分的に重水素化することも可能であり、非交換可能な炭素結合部位は水素化21のままである。これは、重水素化母液22中の水素化タンパク質結晶の成長によって達成することができる。しかし、最も一般的には、水素化タンパク質のH/D交換は、H2Oベースのbuffer23における適切に大きな結晶の成長後の蒸気交換によって行われる。このような場合、結晶は水晶キャピラリーに取り付けられ、D20系の母液で気相を平化する。
中性子源の限られた中性子フラックスは、数日から数週間まで、より長いデータ収集時間をもたらす24。ORNLでは、IMAGINEとMaNDiの両方が2-6 Å範囲の狭波長バンドパスを使用してデータ収集25を最適化しています。データは室温または低温で収集することができます。Cryo-dataコレクションはデータ品質を向上させる可能性があり、凍結トラップ触媒中間体の可能性を開くことができます。中性子回折データ収集後、X線データセットは通常、同じ温度または同じ条件下で成長した結晶上の同じ結晶上で収集されます26。同じ温度でのデータ収集により、X線と中性子の両方のデータに対して構造の改良が行われ、水の可視性や位置の変化、または代替立体構造を持つ残留物の占有など、温度誘発の可能性のあるアーティファクトを防ぐことができます。ジョイントX線中性子データの精製は、データ対パラメータ比を増加させ、タンパク質バックボーン座標をX線データに対して改良できる利点を提供し、中性子回折データを使用してH/D原子28の位置を調整します。これは、タンパク質上の非交換可能な部位におけるH原子による密度の取り消しが存在する部分的に重水素化されたサンプルを使用する場合に特に有用である。X線構造の数はタンパク質データバンク(PDB)に堆積する中性子構造の数をはるかに上回っていますが、X線データの改良のために最初に設計されたソフトウェアパッケージは、中性子データだけでなく、3,29,30を包含するように拡張されました。データ収集後、モデルは、phenix.refine、CNSsolve (nCNS) または SHELXL28,31,32,33 などの絞り込みパッケージを使用して改良できます。改良プロセス中に、中性子散乱密度マップを、COOT34を使用して手動フィッティングのために視覚化することができます。構造解に続いて、座標および中性子および/またはX線回折データファイルをPDBに提出し、モデルを検証して堆積させ、公開アクセス18,29,30に利用できるようにする。
タンパク質の構造解析は、多くの手法を用いてその機能とメカニズム35を探る多面的アプローチです。中性子タンパク質結晶学は、X線回折、分光法、核磁気共鳴(NMR)またはマイクロ結晶電子回折(microED)36などの追加研究からの知見を拡大し、補完するための貴重な化学的洞察を提供します。中性子タンパク質回折は、H原子が化学の中心であるため、酵素メカニズムに関する洞察を提供するためにユニークに配置されています。中性子によって誘発される放射線損傷の欠如は、メタロタンパク質37の研究に非常に適したプローブを作る。ここでは、サンプル調製からデータ収集、精製、解析までの中性子タンパク質回折のプロセスの代表的な例を紹介します(図1)。中性子回折実験に十分な大きさの結晶が、金属蛋白質ニューロスポラ・クラッサLPMO9D(NcLPMO9D)の成長を行っている。NcLPMO9Dは、グリコシド結合38,39における酸素原子挿入によるレカルシラントセルロースの分解に関与する銅含有メタロタンパク質である。NcLPMO9D活性部位は、N末端ヒスチジンと第2の保存ヒスチジンで構成される特徴的な「ヒスチジンブレース」内の単核銅中心を含む(補足図3)40。真菌性LPMのN末端はメチル化されるが、移行後の修飾は酵母における組換え発現中には起こらない。NcLPMO9D静止状態では、銅中心はCu2+酸化状態で存在し、Cu1+への単一電子還元によって活性化され、分子酸素が結合し、急速にスーパーオキシド種41,42に還元されることによって活性化される。全体的なNcLPMO9D反応は、ヒドロキシル化多糖生成物を形成するために1つの電子と2つの陽子をさらに添加する必要があります。多糖基質からの水素原子アブストラクション(HAA)を担う活性酸素種の同一性は特定されておらず、構造研究や計算研究の集中が現在進行中である。NcLPMO9D活性部位における酸化還元化学を考えると、放射線損傷の軽減は特に関連する。ここでは、NcLPMO9D結晶上の室温および低温データ収集を図示し、それぞれ46の静止状態および活性化還元型でNcLPMO9D構造を決定する。タンパク質結晶実装、データ収集用ビームライン機器の設定、データと座標ファイルの準備、全原子中性子構造をモデル化するために必要な改良ステップに重点が置かれる。

<table><tbody><tr><td>Absorbent Paper Points Size #30-#40, 60 mm length</td><td>DiaDent/DiaVet</td><td>218-292</td><td></td></tr><tr><td>Capillary wax</td><td>Hampton</td><td>HR4-328</td><td></td></tr><tr><td>CCP4</td><td></td><td>Version 7.0.077</td><td></td></tr><tr><td>Conical Centrifuge Tubes (15 mL)</td><td>Corning</td><td>CLS430790</td><td></td></tr><tr><td>Conical Centrifuge Tubes (50mL)</td><td>Corning</td><td>CLS430828</td><td></td></tr><tr><td>Coot</td><td></td><td>Version 0.8.9.2</td><td></td></tr><tr><td>CrystalCap ALS</td><td>Hampton</td><td>HR4-779</td><td></td></tr><tr><td>Curved-Tip Forceps</td><td>Mitegen</td><td>TW-CTF-1</td><td></td></tr><tr><td>Deuterium chloride solution, 35 wt. % in D2O, &amp;ge;99 atom % D</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>543047</td><td></td></tr><tr><td>Deuterium oxide 99.9 atom % D</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>151882</td><td></td></tr><tr><td>Dual Thickness MicroLoops 1000 &amp;micro;m</td><td>Mitegen</td><td>M5-L18SP-1000</td><td></td></tr><tr><td>FiveEasy pH meter F20-Std-Kit</td><td>Mettler Toledo</td><td>30266626</td><td></td></tr><tr><td>Foam Dewars Standard Vessel 800 ml</td><td>Spearlab</td><td>M-FD-800</td><td></td></tr><tr><td>Four Color Mounting Clay</td><td>Hampton</td><td>HR4-326</td><td></td></tr><tr><td>HEPES, BioUltra, for molecular biology, &amp;ge;99.5% (T),</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>54457</td><td></td></tr><tr><td>High flux rotating anode X-ray diffractomemeter with EIGER 4M detector</td><td>Rigaku, Oxford Cryostream and Dectris</td><td>XtaLAB Synergy-R</td><td>Home source X-ray diffractometer</td></tr><tr><td>Magnetic Wand Straight</td><td>Mitegen</td><td>M-R-1013198</td><td></td></tr><tr><td>Microloader, tip for filling Femtotips and other glass microcapillaries (for research use only), 0.5 &amp;ndash; 20 &amp;micro;L, 100 mm, light gray, 192 pcs. (2 racks &amp;times; 96 pcs.)</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Microtubes volume 1.5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>Z606340</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dishes with Clear Lid 100 mm diameter</td><td>Fischerbrand</td><td>FB0875713</td><td></td></tr><tr><td>Phenix</td><td></td><td>Version 1.14-3260</td><td></td></tr><tr><td>Pin Tong 18 mm</td><td>Mitegen</td><td>M-R-1013196</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Volume 0.1-2.5 &amp;mu;L</td><td>Eppendorf Research</td><td>Z683779</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Volume 100-1000 &amp;mu;L</td><td>Eppendorf Research</td><td>Z683825</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Volume 10-100 &amp;mu;L</td><td>Eppendorf Research</td><td>Z683809</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Volume 20-200 &amp;mu;L</td><td>Eppendorf Research</td><td>Z683817</td><td></td></tr><tr><td>Poly(ethylene glycol) BioXtra, average mol wt 3,350, powder</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4338</td><td></td></tr><tr><td>Quartz Capillary , 1.00 mm inner diameter, 80 mm length</td><td>Hampton</td><td>HR6-146</td><td>Thin-walled capillary</td></tr><tr><td>Research Stereomicroscope System</td><td>Olympus</td><td>SZX16</td><td></td></tr><tr><td>Reusable B3 (SSRL/SAM Style) Goniometer Bases</td><td>Mitegen</td><td>GB-B3-R</td><td></td></tr><tr><td>Round - Miniature Hollow Glass Tubing (VitroTubes) Clear Fused Quartz / 1.00 mm inner diameter, 100 mm length</td><td>VitroCom</td><td>CV1012</td><td>Thick-walled capillary</td></tr><tr><td>Sandwich Box with cover</td><td>Hampton</td><td>HR3-132</td><td></td></tr><tr><td>Siliconized 9 Well Glass Plate</td><td>Hampton</td><td>HR3-134</td><td></td></tr><tr><td>Sitting Drop Crystallization Plate (24 Big Well)</td><td>Mitegen</td><td>XQ-P-24S-A</td><td></td></tr><tr><td>Sodium deuteroxide solution, 40 wt. % in D2O, 99 atom % D</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>176788</td><td></td></tr><tr><td>Thick Siliconized circle cover slides (22 mm x 0.96 mm)</td><td>Hampton</td><td>HR3-247</td><td></td></tr><tr><td>Universal Pipet Tips, 0.1 - 10 &amp;micro;L</td><td>VWR</td><td>76322-528</td><td></td></tr><tr><td>Universal Pipet Tips, 1 - 100 &amp;micro;L</td><td>VWR</td><td>76322-136</td><td></td></tr><tr><td>Universal Pipet Tips, 100 - 1000 &amp;micro;L</td><td>VWR</td><td>76322-154</td><td></td></tr><tr><td>Universal Pipet Tips, 20 - 200 &amp;micro;L</td><td>VWR</td><td>76322-150</td><td></td></tr><tr><td>Universal Pipet Tips, 1 - 20 &amp;micro;L</td><td>VWR</td><td>76322-134</td><td></td></tr><tr><td>Wax pen</td><td>Hampton</td><td>HR4-342</td><td></td></tr></tbody></table>

neutron crystallography data collection and processing for modelling hydrogen atoms in protein structures

中性子晶出学は、生体高分子内の水素原子位置を決定し、放射線損傷を誘発しない一方で、プロトン化と水和状態に関する重要な情報を生み出す構造技術です。対照的に、X線回折は光原子の位置に関する限られた情報しか提供せず、X線ビームは感光性補因子および金属中心の放射線損傷を急速に誘発する。ここでは、オークリッジ国立研究所(ORNL)のIMAGINEとMaNDiビームラインに採用され、適当なサイズ(>0.1mm3)のタンパク質結晶が成長した後に中性子回折構造を得るためのワークフローを紹介します。中性子回折データ収集のための石英毛細血管中の水素化タンパク質結晶の取り付けについて実証する。また、重水素を交換可能な場所で水素原子の交換を確実にするために、D2O含有バッファーを有するマウントされた結晶の蒸気交換プロセスも提示される。重水素の組み込みは、水素原子の支離滅裂な散乱に起因する背景を減少させ、負のコヒーレント散乱長に起因する密度の取り消しを防ぎます。サンプルアライメントおよび室温データ収集戦略は、高磁束同位体反応器(HFIR)でのIMAGINEでの準ラウデータ収集を使用して示されています。さらに、水晶体の取り付けと液体窒素中の急速凍結、凍結データ収集用の不安定反応中間体をトラップする場合は、SNS(スマレーション中性子源)のMaNDi飛行時間計で実証されています。モデル座標と回折データファイルの作成と中性子散乱長密度(SLD)マップの可視化も行います。対象となるタンパク質の全原子構造を得るために、中性子データのみのデータや共同X線/中性子データに対する構造の微細化が最終的に議論される。中性子構造を決定するプロセスは、グリコシド結合の酸化的切断を介した再焼結合性多糖類の分解に関与する銅含有メタロタンパク質である、単糖多糖類の単糖類の結晶を用いて実証される。

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Neutron Crystallography Data Collection and Processing for Modelling Hydrogen Atoms in Protein Structures

中性子タンパク質結晶学は、水素原子の局在化を可能にする構造技術であり、タンパク質機能の重要な機械的な詳細を提供します。ここでは、タンパク質結晶の実装、中性子回折データの収集、構造の微細化、中性子散乱長密度マップの解析のワークフローを紹介します。

中性子結晶学データの収集とタンパク質構造における水素原子のモデリング処理

Neutron crystallography is a structural technique that allows determination of hydrogen atom positions within biological macromolecules, yielding ...

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ビデオ: Neutron Crystallography Data Collection and Processing for Modelling Hydrogen Atoms in Protein Structures

Atomic Scale Structural Studies of Macromolecular Assemblies by Solid-state Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy

Supramolecular protein assemblies play fundamental roles in biological processes ranging from host-pathogen interaction, viral infection to the propagation of neurodegenerative disorders. Such assemblies consist in multiple protein subunits organized in a non-covalent way to form large macromolecular objects that can execute a variety of cellular functions or cause detrimental consequences. Atomic insights into the assembly mechanisms and the functioning of those macromolecular assemblies remain often scarce since their inherent insolubility and non-crystallinity often drastically reduces the quality of the data obtained from most techniques used in structural biology, such as X-ray crystallography and solution Nuclear Magnetic Resonance (NMR). We here present magic-angle spinning solid-state NMR spectroscopy (SSNMR) as a powerful method to investigate structures of macromolecular assemblies at atomic resolution. SSNMR can reveal atomic details on the assembled complex without size and solubility limitations. The protocol presented here describes the essential steps from the production of 13C/15N isotope-labeled macromolecular protein assemblies to the acquisition of standard SSNMR spectra and their analysis and interpretation. As an example, we show the pipeline of a SSNMR structural analysis of a filamentous protein assembly.

Structures of supramolecular protein assemblies at atomic resolution are of high relevance because of their crucial roles in a variety of biological phenomena. Herein, we present a protocol to perform high-resolution structural studies on insoluble and non-crystalline macromolecular protein assemblies by magic-angle spinning solid-state nuclear magnetic resonance spectroscopy (MAS SSNMR).

固体核磁気共鳴分光法による高分子アセンブリの原子スケール構造の研究

Supramolecular protein assemblies play fundamental roles in biological processes ranging from host-pathogen interaction, viral infection to the ...

生化学

Microcrystallography of Protein Crystals and In Cellulo Diffraction

The advent of high-quality microfocus beamlines at many synchrotron facilities has permitted the routine analysis of crystals smaller than 10 &#181;m in their largest dimension, which used to represent a challenge. We present two alternative workflows for the structure determination of protein microcrystals by X-ray crystallography with a particular focus on crystals grown in vivo. The microcrystals are either extracted from cells by sonication and purified by differential centrifugation, or analyzed in cellulo after cell sorting by flow cytometry of crystal-containing cells. Optionally, purified crystals or crystal-containing cells are soaked in heavy atom solutions for experimental phasing. These samples are then prepared for diffraction experiments in a similar way by application onto a micromesh support and flash cooling in liquid nitrogen. We briefly describe and compare serial diffraction experiments of isolated microcrystals and crystal-containing cells using a microfocus synchrotron beamline to produce datasets suitable for phasing, model building and refinement.
These workflows are exemplified with crystals of the Bombyx mori cypovirus 1 (BmCPV1) polyhedrin produced by infection of insect cells with a recombinant baculovirus. In this case study, in cellulo analysis is more efficient than analysis of purified crystals and yields a structure in ~8 days from expression to refinement.

Microcrystallography of Protein Crystals and In Cellulo Diffraction

A protocol is presented for X-ray crystallography using protein microcrystals. Two examples analyzing in vivo-grown microcrystals after purification or in cellulo are compared.

タンパク質結晶の微結晶化および<em&gt;セルロで</em&gt;回折

The advent of high-quality microfocus beamlines at many synchrotron facilities has permitted the routine analysis of crystals smaller than 10 &#181;m in ...

Biochemical and Structural Characterization of the Carbohydrate Transport Substrate-binding-protein SP0092

Development of new antimicrobials and vaccines for Streptococcus pneumoniae (pneumococcus) are necessary to halt the rapid rise in multiple resistant strains. Carbohydrate substrate binding proteins (SBPs) represent viable targets for the development of protein-based vaccines and new antimicrobials because of their extracellular localization and the centrality of carbohydrate import for pneumococcal metabolism, respectively. Described here is a rationalized integrated protocol to carry out a comprehensive characterization of SP0092, which can be extended to other carbohydrate SBPs from the pneumococcus and other bacteria. This procedure can aid the structure-based design of inhibitors for this class of proteins. Presented in the first part of this manuscript are protocols for biochemical analysis by thermal shift assay, multi angle light scattering (MALS), and size exclusion chromatography (SEC), which optimize the stability and homogeneity of the sample directed to crystallization trials and so enhance the probability of success. The second part of this procedure describes the characterization of the SBP crystals using a tunable wavelength anomalous diffraction synchrotron beamline, and data collection protocols for measuring data that can be used to resolve the crystallized protein structure.

A streamlined protocol for performing an extensive biochemical and structural characterization of a carbohydrate substrate binding protein from Streptococcus pneumoniae is presented.

炭水化物輸送基質結合タンパク質 SP0092 の生化学的および構造特性

Development of new antimicrobials and vaccines for Streptococcus pneumoniae (pneumococcus) are necessary to halt the rapid rise in multiple resistant ...

Combining X-Ray Crystallography with Small Angle X-Ray Scattering to Model Unstructured Regions of Nsa1 from S. Cerevisiae

Determination of the full-length structure of ribosome assembly factor Nsa1 from Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae) is challenging because of the disordered and protease labile C-terminus of the protein. This manuscript describes the methods to purify recombinant Nsa1 from S. cerevisiae for structural analysis by both X-ray crystallography and SAXS. X-ray crystallography was utilized to solve the structure of the well-ordered N-terminal WD40 domain of Nsa1, and then SAXS was used to resolve the structure of the C-terminus of Nsa1 in solution. Solution scattering data was collected from full-length Nsa1 in solution. The theoretical scattering amplitudes were calculated from the high-resolution crystal structure of the WD40 domain, and then a combination of rigid body and ab initio modeling revealed the C-terminus of Nsa1. Through this hybrid approach the quaternary structure of the entire protein was reconstructed. The methods presented here should be generally applicable for the hybrid structural determination of other proteins composed of a mix of structured and unstructured domains.

Combining X-Ray Crystallography with Small Angle X-Ray Scattering to Model Unstructured Regions of Nsa1 from S. Cerevisiae

This method describes the cloning, expression, and purification of recombinant Nsa1 for structural determination by X-ray crystallography and small-angle X-ray scattering (SAXS), and is applicable for the hybrid structural analysis of other proteins containing both ordered and disordered domains.

S. 酵母から Nsa1 の非構造化領域をモデル化する x 線小角散乱と x 線結晶解析を組み合わせること

Determination of the full-length structure of ribosome assembly factor Nsa1 from Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae) is challenging because of the ...

Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling

The biological small-angle neutron scattering instrument at the High-Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory is dedicated to the investigation of biological materials, biofuel processing, and bio-inspired materials covering nanometer to micrometer length scales. The methods presented here for investigating physical properties (i.e., size and shape) of membrane proteins (here, MmIAP, an intramembrane aspartyl protease from Methanoculleus marisnigri) in solutions of micelle-forming detergents are well-suited for this small-angle neutron scattering instrument, among others. Other biophysical characterization techniques are hindered by their inability to address the detergent contributions in a protein-detergent complex structure. Additionally, access to the Bio-Deuteration Lab provides unique capabilities for preparing large-scale cultivations and expressing deuterium-labeled proteins for enhanced scattering signal from the protein. While this technique does not provide structural details at high-resolution, the structural knowledge gap for membrane proteins contains many addressable areas of research without requiring near-atomic resolution. For example, these areas include determination of oligomeric states, complex formation, conformational changes during perturbation, and folding/unfolding events. These investigations can be readily accomplished through applications of this method.

Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling

This protocol demonstrates how to obtain a low-resolution ab initio model and structural details of a detergent-solubilized membrane protein in solution using small-angle neutron scattering with contrast-matching of the detergent.

膜蛋白質の構造解析および経験的モデリング中性子小角散乱実験でコントラストに一致する洗剤

The biological small-angle neutron scattering instrument at the High-Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory is dedicated to the ...

Fully Autonomous Characterization and Data Collection from Crystals of Biological Macromolecules

High-brilliance X-ray beams coupled with automation have&#160;led to the use of synchrotron-based macromolecular X-ray crystallography (MX) beamlines for even the most challenging projects in structural biology. However, most facilities still require the presence of a scientist on site to perform the experiments. A new generation of automated beamlines dedicated to the fully automatic characterization of, and data collection from, crystals of biological macromolecules has recently been developed. These beamlines represent a new tool for structural biologists to screen the results of initial crystallization trials and/or the collection of large numbers of diffraction data sets, without users having to control the beamline themselves. Here we show how to set up an experiment for automatic screening and data collection, how an experiment is performed at the beamline, how the resulting data sets are processed, and how, when possible, the crystal structure of the biological macromolecule is solved.

Here, we describe how to use the automated screening and data collection options available at some synchrotron beamlines. Scientists send cryocooled samples to the synchrotron, and the diffraction properties are screened, the data sets are collected and processed and, where possible, a structure solution is carried out&#8212;all without human intervention.

完全自律型の特性と生体高分子の結晶からのデータ収集

High-brilliance X-ray beams coupled with automation have&#160;led to the use of synchrotron-based macromolecular X-ray crystallography (MX) beamlines for ...

Workflow and Tools for Crystallographic Fragment Screening at the Helmholtz-Zentrum Berlin

Fragment screening is a technique that helps to identify promising starting points for ligand design. Given that crystals of the target protein are available and display reproducibly high-resolution X-ray diffraction properties, crystallography is among the most preferred methods for fragment screening because of its sensitivity. Additionally, it is the only method providing detailed 3D information of the binding mode of the fragment, which is vital for subsequent rational compound evolution. The routine use of the method depends on the availability of suitable fragment libraries, dedicated means to handle large numbers of samples, state-of-the-art synchrotron beamlines for fast diffraction measurements and largely automated solutions for the analysis of the results.
Here, the complete practical workflow and the included tools on how to conduct crystallographic fragment screening (CFS) at the Helmholtz-Zentrum Berlin (HZB) are presented. Preceding this workflow, crystal soaking conditions as well as data collection strategies are optimized for reproducible crystallographic experiments. Then, typically in a one to two-day procedure, a 96-membered CFS-focused library provided as dried ready-to-use plates is employed to soak 192 crystals, which are then flash-cooled individually. The final diffraction experiments can be performed within one day at the robot-mounting supported beamlines BL14.1 and BL14.2 at the BESSY&#160; II electron storage ring operated by the HZB in Berlin-Adlershof (Germany). Processing of the crystallographic data, refinement of the protein structures, and hit identification is fast and largely automated using specialized software pipelines on dedicated servers, requiring little user input.
Using the CFS workflow at the HZB enables routine screening experiments. It increases the chances for successful identification of fragment hits as starting points to develop more potent binders, useful for pharmacological or biochemical applications.

Crystallographic fragment screening at the Helmholtz-Zentrum Berlin is performed using a workflow with dedicated compound libraries, crystal handling tools, fast data collection facilities&#160;and largely automated data analysis. The presented protocol intends to maximize the output of such experiments to provide promising starting points for downstream structure-based ligand design.

ヘルムホルツ・ツェントルムベルリンにおける結晶学的フラグメントスクリーニングのワークフローとツール

Fragment screening is a technique that helps to identify promising starting points for ligand design. Given that crystals of the target protein are ...

Sample Preparation and Transfer Protocol for In-Vacuum Long-Wavelength Crystallography on Beamline I23 at Diamond Light Source

Long-wavelength macromolecular crystallography (MX) exploits the anomalous scattering properties of elements, such as sulfur, phosphorus, potassium, chlorine, or calcium, that are often natively present in macromolecules. This enables the direct structure solution of proteins and nucleic acids via experimental phasing without the need of additional labelling. To eliminate the significant air absorption of X-rays in this wavelength regime, these experiments are performed in a vacuum environment. Beamline I23 at Diamond Light Source, UK, is the first synchrotron instrument of its kind, designed and optimized for MX experiments in the long wavelength range towards 5 &#197;. 
To make this possible, a large vacuum vessel encloses all endstation components of the sample environment. The necessity to maintain samples at cryogenic temperatures during storage and data collection in vacuum requires the use of thermally conductive sample holders. This facilitates efficient heat removal to ensure sample cooling to approximately 50 K. The current protocol describes the procedures used for sample preparation and transfer of samples into vacuum on beamline I23. Ensuring uniformity in practices and methods already established within the macromolecular crystallography community, sample cooling to liquid nitrogen temperature can be performed in any laboratory setting equipped with standard MX tools. 
Cryogenic storage and transport of samples only require standard commercially available equipment. Specialized equipment is required for the transfer of cryogenically cooled crystals from liquid nitrogen into the vacuum endstation. Bespoke sample handling tools and a dedicated Cryogenic Transfer System (CTS) have been developed in house. Diffraction data collected on samples prepared using this protocol show excellent merging statistics, indicating that the quality of samples is unaltered during the procedure. This opens unique opportunities for in-vacuum MX in a wavelength range beyond standard synchrotron beamlines.

Here, we present a protocol for cryogenic sample preparation and transfer of crystals into the vacuum endstation on beamline I23 at Diamond Light Source, for long-wavelength macromolecular X-ray crystallography experiments.

ダイヤモンド光源におけるビームラインI23上の真空中長波長結晶構造解析のためのサンプル調製および移送プロトコル

Long-wavelength macromolecular crystallography (MX) exploits the anomalous scattering properties of elements, such as sulfur, phosphorus, potassium, ...

High-Resolution Neutron Spectroscopy to Study Picosecond-Nanosecond Dynamics of Proteins and Hydration Water

Neutron scattering offers the possibility to probe the dynamics within samples for a wide range of energies in a nondestructive manner and without labeling other than deuterium. In particular, neutron backscattering spectroscopy records the scattering signals at multiple scattering angles simultaneously and is well suited to study the dynamics of biological systems on the ps-ns timescale. By employing D2O-and possibly deuterated buffer components-the method allows monitoring of both center-of-mass diffusion and backbone and side-chain motions (internal dynamics) of proteins in liquid state.
Additionally, hydration water dynamics can be studied by employing powders of perdeuterated proteins hydrated with H2O. This paper presents the workflow employed on the instrument IN16B at the Institut Laue-Langevin (ILL) to investigate protein and hydration water dynamics. The preparation of solution samples and hydrated protein powder samples using vapor exchange is explained. The data analysis procedure for both protein and hydration water dynamics is described for different types of datasets (quasielastic spectra or fixed-window scans) that can be obtained on a neutron backscattering spectrometer.
The method is illustrated with two studies involving amyloid proteins. The aggregation of lysozyme into &#181;m sized spherical aggregates-denoted particulates-is shown to occur in a one-step process on the space and time range probed on IN16B, while the internal dynamics remains unchanged. Further, the dynamics of hydration water of tau was studied on hydrated powders of perdeuterated protein. It is shown that translational motions of water are activated upon the formation of amyloid fibers. Finally, critical steps in the protocol are discussed as to how neutron scattering is positioned regarding the study of dynamics with respect to other experimental biophysical methods.

Neutron backscattering spectroscopy offers a nondestructive and label-free access to the ps-ns dynamics of proteins and their hydration water. The workflow is presented with two studies on amyloid proteins: on the time-resolved dynamics of lysozyme during aggregation and on the hydration water dynamics of tau upon fiber formation.

タンパク質と水和水のピコ秒ナノ秒ダイナミクスを研究するための高分解能中性子分光法

Neutron scattering offers the possibility to probe the dynamics within samples for a wide range of energies in a nondestructive manner and without ...

Optimization of Crystal Growth for Neutron Macromolecular Crystallography

The use of neutron macromolecular crystallography (NMX) is expanding rapidly with most structures determined in the last decade thanks to new NMX beamlines having been built and increased availability of structure refinement software. However, the neutron sources currently available for NMX are significantly weaker than equivalent sources for X-ray crystallography. Despite advances in this field, significantly larger crystals will always be required for neutron diffraction studies, particularly with the tendency to study ever-larger macromolecules and complexes. Further improvements in methods and instrumentation suited to growing larger crystals are therefore necessary for the use of NMX to expand.
In this work, we introduce rational strategies and a crystal growth bench (OptiCrys) developed in our laboratory that combines real-time observation through a microscope-mounted video camera with precise automated control of crystallization solutions (e.g., precipitant concentration, pH, additive, temperature). We then demonstrate how this control of temperature and chemical composition facilitates the search for optimal crystallization conditions using model soluble proteins. Thorough knowledge of the crystallization phase diagram is crucial for selecting the starting position and the kinetic path for any crystallization experiment. We show how a rational approach can control the size and number of crystals generated based on knowledge of multidimensional phase diagrams.

Structural studies of biomacromolecules by crystallography require high-quality crystals. Here we demonstrate a protocol that can be used by OptiCrys (a fully automated instrument developed in our lab) and/or microdialysis buttons for growing large high-quality crystals based on knowledge of the crystallization phase diagram.

中性子結晶学データの収集とタンパク質構造における水素原子のモデリング処理

要約

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