本研究は、2022年度JST基礎研究(日本移植学会)の支援を受けて行われました。

この実験計画書は、京都大学の動物実験委員会で承認されました。この研究では、市販の供給源から入手した、10週間齢以上、体重25gから30gのC57BL/6マウスを利用しました( 「材料の表」を参照)。すべての動物に2.5%イソフルランを麻酔し(施設で承認されたプロトコルに従って)、特定の病原体を含まない条件下で維持し、すべての実験手順は京都大学の動物実験規則に準拠して実施されました。研究に使用された適切な機器は、 材料表 にリストされ、 図1 と 図2に示されています。
1.動物の選択
<ol><li>体重25〜30 gのマウスを使用してください。 注: マウス肝臓同種移植片2 は、主要な組織適合遺伝子複合体障壁を越えて一般に受け入れられていますが、この研究では、寒冷虚血再灌流障害10 の詳細なメカニズムに焦点を当てるために、同系 MOLT モデルを選択しました。体重が25g未満のマウスは、薄い胆管にインナーステントを挿入できないため、推奨されません。同様に、体重が30 gを超えるマウスは、血管の周囲に大量の腹腔内脂肪が存在するため、推奨されません。</li>
</ol>2.袖口作り
<ol><li>PVとIHIVC用にそれぞれ20Gと16Gの静脈カテーテルを準備します。</li>
	<li>メスを使ってカテーテルを切ってカフを作ります。袖口の本体の長さは2 mm、延長ハンドルは1 mmである必要があります(図3A)。 注意: ハンドルが大きすぎると、袖口の挿入が困難になる場合があります。</li>
	<li>袖口の表面に、メスの刃の裏側を使用して糸を固定するための浅い溝を作成します。 注意: メスの刃の裏側を袖口に当てるときは、刃の先端が約60度の角度になっていることを確認してください( 図3Bを参照)。最初の溝を作ったら、メスの刃を固定し、袖口を回転させます。理想的には2つの溝が推奨されますが、1つの溝でも問題なく十分です。</li>
</ol>3.袖口アタッチメント
<ol><li>プラスチック製の長方形の容器に、小さな角氷を置き、その上に小さな金属製のカップ(直径6cm)を置きます。カップに臓器保存液( 材料の表を参照)を入れ、その中に同系移植片を置きます。</li>
	<li>綿棒を使用して同系肝移植片(別のドナーマウスから抽出)を穏やかに転がし、肝門が上を向くようにします。IVCの内腔に溜まった血液を臓器保存液で完全に除去します。</li>
	<li>たとえば、脾臓静脈に取り付けられた糸を使用して、PVを袖口に通します( 図4Aを参照)。</li>
	<li>カフハンドルを12時の位置にして、ハンドルとカフの両方をブルドッグclで固定しますamp ( 材料の表を参照)、PVの端から2〜3mmの位置に配置します。</li>
	<li>大きな血管鉗子と固定型を使用してブルドッグクランプをさらに固定し、術野を確立します( 図4Bを参照)。</li>
	<li>PVルーメンを約15〜20倍の倍率で注意深く検査します。必要に応じて、水を滴下すると、内腔の視認性を高めることができます。</li>
	<li>PVルーメンをそっとつかみ、カフを通して外在化します。</li>
	<li>完全に外部化されたら、8-0 を使用して二重結紮で固定します。袖口の溝に沿った絹糸(図4C、D)。 注:結紮糸が緩んでいないことを確認してください。また、結紮点が大きすぎるとカフ挿入の邪魔になることもあるので注意が必要です。結紮点は任意の方向に配置できます。</li>
	<li>PVに使用したのと同様の手順を使用して、カフをIHIVCに取り付けます(図4E)。 注意: IHIVCをカフで固定するときは、肝実質に噛まないようにしてください。PVよりネックが短いので、クランプ位置を慎重に決めてください。</li>
	<li>IHIVCの基部に糸を通し、IHIVCを一時的に合字させることで、スリップノットを作成します(図5)。この糸は再灌流後に除去されます。</li>
</ol>4. 門脈再建
<ol><li>イソフルランを2.5%で麻酔を誘発し、それを0.6%に減らしてから、公開された文献2に記載されているように、天然の肝臓を抽出します。開腹術の前に、ヨードフォアと70%エタノールを交互に繰り返して手術部位を少なくとも3回消毒します。</li>
	<li>肝葉が適切に配置され、カフ付きPVにねじれやねじれがないことを確認してください。</li>
	<li>ピーン鉗子を使用して受信者のPVエッジをそっとつかみ、万力で固定します。 注:この記事では、万力とは、ペアン鉗子をテーブルに固定するために使用される機械装置を指します。万力の詳細については、 材料の表を参照してください。</li>
	<li>レシピエントのPVに血管クランプを適用し、8-0を渡しますその周りの絹糸。</li>
	<li>PVエッジから約1mmの円周セクションを0.5mm作成します(図6A)。専用の器具(先端を切り取り、L字型に曲げた27Gの針)を使用して、生理食塩水を内腔に通しながら穴を拡大します。</li>
	<li>まっすぐな鉗子を使用してカフハンドルをつかみ、内腔に挿入します。</li>
	<li>完全に挿入したら、カフを8-0で固定します。絹糸。固定には1回の結紮で十分です。</li>
	<li>血管クランプを取り外し、肝臓を再灌流します。.</li>
	<li>ピーン鉗子を慎重に離し、門脈再建を完了します。PVの再構築プロセス全体には約5分かかります。</li>
</ol>5. 下大静脈下再建
<ol><li>肝葉を適切に配置し、レシピエントIHIVC背側に取り付けられたピーン鉗子を移植片の右下葉に動かし、万力で固定します。</li>
	<li>レシピエントのIVIHCの周囲に残っている肝臓組織を、綿棒で優しくこすって取り除きます。</li>
	<li>8-0で合格受信者のIVIHCの周りの絹糸。</li>
	<li>レシピエントのIVIHCエッジから約1mmに4/0.5円周セクションを作成します(図6B)。</li>
	<li>通常の生理食塩水を内腔に導入した後、カフを内腔に挿入します。 注:首が短いため、袖口はPVよりも浅く挿入されることがよくあります。</li>
	<li>8-0で袖口を慎重に固定します絹糸を通し、血管クランプとピーン鉗子を取り外します。</li>
</ol>6.術後ケア
<ol><li>加熱パッドと加温ランプを利用して、術後の回復を促進します。</li>
	<li>血圧、心拍数、呼吸数、体温、および食物と水の消費量を継続的に監視します。</li>
	<li>術後の痛みを軽減するためのカルプロフェンの皮下注射(5 mg / kg、6時間ごとまたは必要になるまで)を投与します。地域の機関のガイドラインに従ってください。 注:マウスの状態が悪化した場合、実験は直ちに中止され、マウスは二酸化炭素の吸入によって安楽死させられました。</li>
	<li>組織サンプルを採取するには、マウスを再麻酔し、IACUC承認の方法で安楽死させます。</li>
</ol>

マウス肝移植における効率的な血管吻合のための戦略

<ol>
	<li>Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+liver+transplantation+in+the+mouse.">Orthotopic liver transplantation in the mouse.</a> Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).</li><li>Yokota, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+liver+transplantation+to+study+liver+biology+and+allograft+tolerance.">Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance.</a> Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).</li><li>Shen, X. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+responses+in+a+new+mouse+model+of+prolonged+hepatic+cold+ischemia+followed+by+arterialized+orthotopic+liver+transplantation.">Inflammatory responses in a new mouse model of prolonged hepatic cold ischemia followed by arterialized orthotopic liver transplantation.</a> Liver Transpl. 11 (10), 1273-1281 (2005).</li><li>Kageyama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+in+allogeneic+liver+transplantation:+A+role+of+CD4+T+cells+in+early+allograft+injury.">Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury.</a> Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).</li><li>Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Details+determining+the+success+in+establishing+a+mouse+orthotopic+liver+transplantation+model.">Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model.</a> World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).</li><li>Tian, Y., R&#252;diger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterialized+and+nonarterialized+orthotopic+liver+transplantation+in+mice:+Prowess+or+relevant+model.">Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model.</a> Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).</li><li>Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+hepatic+rearterialization+on+reperfusion+injury+and+outcome+after+mouse+liver+transplantation.">Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation.</a> Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+various+techniques+of+mouse+liver+transplantation.">A review of various techniques of mouse liver transplantation.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).</li><li>Kojima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+carcinoembryonic+antigen-related+cell+adhesion+molecule+1-T+cell+immunoglobulin+domain+and+mucin+domain-containing+protein+3+cross+talk+alleviates+liver+transplant+injury+in+mice+and+humans.">T cell carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1-T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing protein 3 cross talk alleviates liver transplant injury in mice and humans.</a> Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248 (2023).</li><li>Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+transplantation+in+the+mouse:+Insights+into+liver+immunobiology,+tissue+injury,+and+allograft+tolerance.">Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance.</a> Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).</li></ol>

開示すべき利益相反のある著者はいません。

血管再建を学ぶことは、MOLTを成功させるための最も困難な側面です。カフの品質は、マウスのサイズが小さいことを考えると、再建の難しさに大きく影響します5。この記事では、カフの準備、取り付け、および再建の詳細なプロトコルを提供します。
カフの準備と接続に関する以前のレポートと大きな違いはありませんが、いくつか...

マウス同所性肝移植(MOLT)は、1991年に最初に報告された効果的な実験方法です1。遺伝子改変マウスや各種研究用試薬を用いたこの実験モデルは、温冷虚血や再灌流障害の研究に重要な役割を果たしてきました。しかし、このモデルの高い技術的複雑さは、肝移植のための基礎医学の開発を妨げてきました2。MOLTは、(1)ドナーマウスからの肝臓の回収、(2)バックテーブル手術、(3)レシピエントへの肝臓移植の3つの主要なステップから成ります。これらのレシピエント手順の中で、血管吻合は最大の課題をもたらします。下大静脈上吻合は通常、手縫い2で完了しますが、下肝下大静脈(IHIVC)と門脈(PV)は、手縫いの縫合の代わりにプラスチック製の袖口を使用してより効率的に再建できます。
無肝期は、レシピエントの天然肝臓の除去と移植片の移植片の移植の間の間隔を意味します。一貫した結果を得るには、無肝時間を20分未満に制限することが不可欠です。その結果、このモデルを採用した研究は、特定の機関に限定されている3,4,5,6,7,8,9。MOLTの様々な段階の中で、PVとIHIVCのスムーズな再建を実現することは、無肝時間を最小化し、移植を成功させるために重要です。
PVおよびIVC再建は、手縫い縫合糸2,5,8と比較して、カフ技術が血管吻合を簡素化するため、一般に血管カフを使用して行われます。血管カフの準備とカフの確実な取り付けに関連する技術は、レシピエントの血管再建の複雑さに大きな影響を与えます。私たちの目的は、カフ法に関連する多くの技術的なヒントを詳細に視覚的に指導し、それによって学習曲線を短縮することです。これらのビデオ クリップは、カフを血管に取り付け、レシピエント手術中に PV と IHIVC を再構築する方法を明確に理解します。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>16 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF2032</td>
			<td>IHIVC cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 G intravenous catheter</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SR-FF1651</td>
			<td>PV cuff</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braid silk</td>
			<td>Natsume Seisakusho</td>
			<td>CR9-80B2</td>
			<td>8-0 silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold Storage Solution&#160;</td>
			<td>Astellas</td>
			<td></td>
			<td>Organ preservation fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog clamp</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FB329R</td>
			<td>Bulldog clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6 mice&#160;&#160;</td>
			<td>Oriental Bio Service</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane inhalation solution</td>
			<td>Viatris</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Blunted Tips 0.1 mm x 0.06 mm&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>11253-20</td>
			<td>Straight microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine Clamp Applicator with Lock</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>Vessel clip applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines&#160;</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>18055-4</td>
			<td>Vessel clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 Spare Blades</td>
			<td>FEATHER Safety Razor</td>
			<td>11</td>
			<td>Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissor, round handle</td>
			<td>B BRAUN</td>
			<td>FD103R</td>
			<td>Microscissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic rectangular-shaped container&#160;&#160;</td>
			<td>Daiso</td>
			<td></td>
			<td>10 cm long, 15 cm wide and 6 cm high</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperGrip Tips</td>
			<td>F.S.T</td>
			<td>00649-11&#160;</td>
			<td>Curved microforceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SZX7</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation

マウス同所性肝移植は、肝虚血や再灌流障害の根底にあるメカニズムを調べるための有効な方法論です。しかし、技術的な課題は、この貴重な実験モデルを活用し、これらのスキルを次世代に継承する上での障壁となっています。この手順の最も困難な側面は、門脈 (PV)、下肝下大静脈 (IHIVC)、および下大静脈上を含む血管再建です。縫合糸ではなくプラスチック製のカフを使用することで、PVやIHIVCの再建をよりスムーズに行うことができます。静脈カテーテルで作ったカフを移植血管の先端に取り付け、カフをレシピエント血管に介在させることで血管を再構築します。最も重要な2つの側面は、血管の内腔を適切に視覚化することと、過度の力の使用を避けることです。私たちの目的は、レシピエント手術におけるカフ技術を使用した血管再建の技術的概要を提供することです。カフ技術に関するこれらの技術的ヒントは、顕微外科医が血管再建を容易にし、研究を前進させるのに役立つと期待されています。

Mouse orthotopic liver transplantation (MOLT) is an effective experimental method first reported in 19911. This experimental model, which utilizes genetically modified mice and various research reagents, has played a pivotal role in investigating warm and cold ischemia and reperfusion injuries. However, the model&#39;s high technical complexity has hindered the development of basic medicine for liver transplantation2. MOLT involves three major steps: (1) retrieval of the liver from the donor mouse, (2) back table surgery, and (3) implantation of the liver into the recipient. Among these recipient procedures, vascular anastomosis poses the greatest challenge. While the suprahepatic inferior vena cava anastomosis is typically completed by hand stitching2, the infrahepatic inferior vena cava (IHIVC) and portal vein (PV) can be reconstructed more efficiently using plastic cuffs in place of hand-sewn sutures.
The anhepatic period signifies the interval between the removal of the recipient&#39;s native liver and the graft implantation. To ensure consistent results, it is imperative to limit the anhepatic time to less than 20 min. Consequently, studies employing this model have been confined to specific institutions3,4,5,6,7,8,9. Among the various stages of MOLT, achieving smooth PV and IHIVC reconstruction is crucial for minimizing anhepatic time and ensuring successful transplantation.
PV and IVC reconstruction is generally carried out using vascular cuffs since the cuff technique simplifies vascular anastomosis compared to hand-sewn sutures2,5,8. The technique involved in vascular cuff preparation and secure attachment of the cuff significantly impacts the complexity of recipient vascular reconstruction. Our objective is to provide detailed visual guidance for numerous technical tips related to the cuff method, thereby reducing the learning curve. These video clips will provide a clear understanding of how to attach the cuff to the vessels and reconstruct the PV and IHIVC during recipient surgery.

著者スポットライト:脂肪肝移植における冷虚血と温再灌流障害の探索

マウス同所性肝移植におけるカフ技術による血管再建

We focus our research on liver transplantation, in particular on cold ischemia and warm reperfusion injury. We use mouse liver transplantation model as a research tool for this purpose. Because the technique is difficult, so it can take a long time to learn and to achieve consistent results.In the future, we'd like to conduct research on fatty liver transplantation. This is still a problem to overcome on clinical liver transplantation.

PV再建は、門脈のクランプを外したときに曲がりくねった状態がなく、肝臓が均一に灌流されている場合に成功します。無肝時間が25分を超えるとマウスの死亡リスクが高まるため、無肝時間は20分未満にする必要があります。IHIVCの再建は、移植片からの血液逆流がない場合、成功したと見なされます。
臓器保存溶液を使用して移植片を低温で1時間保存すると、再灌流?...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Exploring Cold Ischemia and Warm Reperfusion Injury in Fatty Liver Transplantation at JoVE.com

このプロトコルは、マウス同所性肝移植におけるカフ技術を使用した血管再建のための技術情報を提供します。

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...

肝移植、特に低温虚血と温再灌流障害の研究に重点を置いています。そのための研究ツールとして、マウス肝移植モデルを用いています。テクニックが難しいため、習得して一貫した結果を達成するには長い時間がかかる場合があります。将来的には、脂肪肝移植の研究も行っていきたいと考えています。これは、臨床肝移植で克服すべき問題です。

vascular-reconstruction-with-cuff-technique-mouse-orthotopic-liver

Research

JoVE Journal

Medicine

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

833 ビュー.  Kyoto University. 肝移植、特に低温虚血と温再灌流障害の研究に重点を置いています。そのための研究ツールとして、マウス肝移植モデルを用いています。テクニックが難しいため、習得して一貫した結果を達成するには長い時間がかかる場合があります。将来的には、脂肪肝移植の研究も行っていきたいと考えています。これは、臨床肝移植で克服すべき問題です。

ビデオ: 著者スポットライト:脂肪肝移植における冷虚血と温再灌流障害の探索

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

医学

Preparation and Attachment of Vascular Cuffs for Syngeneic Liver Grafting

To begin, prepare 16-gauge and 20-gauge intravenous catheters for the portal vein, or PV, and the infra hepatic inferior vena cava, or IHIVC, respectively. Using a scalpel, cut the catheter to create the cuff. Then with the back of the scalpel, create a shallow groove on the cuff's surface for thread fixation.Place small ice cubes in a rectangular-shaped plastic container, and position a small metal cup on top of the container. Fill the cup with organ preservation fluid and place the syngeneic liver graft in it. Under eight to 10 X magnification, gently roll the liver graft using a cotton swab, ensuring that the porta hepatis faces upwards.Thread the PV through the cuff, using a thread attached to the splenic vein. With the cuff handle at the 12:00 position, secure the handle and cuff with a bulldog clamp, positioning it two to three millimeters from the PV edge. Further secure the bulldog clamp using large vascular forceps and a fixation mold to establish the operative field.Next, increase the magnification to 15 to 20 X and carefully inspect the PV lumen. After grasping the PV lumen, externalize the thin wall of PV through the inner lumen of the cuff. Secure the fully externalized PV lumen with a double ligation using 8-O silk thread along the cuff's groove, and then cut the string.Similarly, attach the cuff to the IHIVC lumen, and fix it using 8-O silk thread. Then, to create a slipknot, pass the thread around the base of the IHIVC to temporarily ligate it.

同系肝移植のための血管カフの調製と取り付け

Portal Vein and Infrahepatic Inferior Vena Cava Reconstruction in Mouse Liver Transplantation

After extracting the native liver from the anesthetized recipient mouse, gently grasp the recipient's liver portal vein or PV edge using pen forceps and secure it with a vice. Pass an eight oh silk thread around the PV and place a vascular clamp on it. Create a one fourth circumferential section approximately 0.5 millimeters from the PV edge.While passing saline through the hole, use a specialized instrument to enlarge the hole. Grip the cuff handle using straight forceps and insert it into the lumen. Then secure the cuff with an 8.0 silk thread.Remove the vascular clamp from PV to allow reperfusion of the liver. Finally, carefully release the pen forceps to complete the PV reconstruction. After positioning the liver lobe, Move the pen forceps attached to the recipient IHIVC dorsal to the graft's right lower lobe.Then secure the IHIVC with a vice. Rub away any remaining liver tissue around the recipient's IHIVC with a cotton swab. Pass an 8.0 silk thread around the recipient's IHIVC.Create a one fourth circumferential section, approximately 0.5 millimeters from the recipient's IHIVC edge. After flushing the lumen with saline, insert the cuff into the IHIVC lumen. Carefully secure the cuff with an 8.0 silk thread.Finally, remove the vascular clamp and pen forceps. The preservation of the graft at cold temperatures for one hour resulted in serum alanine aminotransferase levels, averaging approximately 2000 units per liter at six hours post reperfusion. A survival rate of 100%was observed at seven days following transplantation.