우리는 관류 - 고정 기법에 관한 그의 조언 다니엘 Duerr 감사드립니다.

1. 아나스타샤의 유도 <ol><li> isoflurane과 유도의 경우, 3.0 권 % 및 0.5 L / 분 산소의 흐름에 증기 세트에 연결되어 유도 상자에 마우스를 놓습니다. </li><li> 무의식은 응답 및 부재되는 forelimb 또는 hindlimb 페달 탈퇴 반사를 유발시키지 못하는 촉각 자극으로 달성되면, 위로 향한 자세로 온도 제어 운영 테이블에 마우스를 놓습니다. 유도 상자를 통해 증기에 연결된 비강 원추형을 통해 마취를 유지합니다. 삽관법을 촉진하기 5-0 나일론 봉합사로 상부 incisors을 고정하여 머리를 뒤로 젖혀도. </li><li> 37 바디 코어 온도를 유지하기 위해 직장 온도 프로브를 삽입 ° C. 테이프로 사지를 고정한다. 왼쪽 가슴을 열고 좋은 마음을 폭로 오른쪽 다리 위에 왼쪽 아래 다리를 건너. </li><li> 목 및 왼쪽 가슴에 depilatory 크림을 적용합니다. 일분 후 아이스크림을 닦아주십시오. 지역 피부 povidone - 요오드를 적용소독. subcutaneously 통증 완화를 위해 buprenorphine 0.05 밀리그램 / kg 체중을 주사. </li><li> 작은 가위로 중간선 목 피부 절개를합니다. 호흡 관을 커버 분비와 근육을 해부 무딘. 환풍기를 켭니다. 환풍기 설정은 생리적 매개 변수를 조정해야합니다. 우리는 Minivent, 휴고 삭스 Elektronik, 105/min의 호흡 률과 하버드 장치와 200 μl의 조류 볼륨을 사용합니다. 집게로 혀를 당겨 부드럽게 22 G 금속 튜브를 삽입합니다. 기도와 가슴 운동 내부 튜브를 직접 시각화함으로써 삽관법을 확인합니다. </li><li> 실험실 공간의 오염을 방지하기 위해 가스 튜빙을 낭비 전환하여 유도 상자를 무시할. 2.0 권의 %로 증기를 조정합니다. </li></ol> 2. Thoracotomy <ol><li> 왼쪽 midclavicular 라인의 피부 절개를합니다. 겨드랑이쪽으로 피하 조직을 해부 무딘. 주요 pectoralis 근육의 경계를 식별하고 마이너 P에서 해부 퉁명스러운ectoralis 근육 아래에. 오른쪽에있는 작은 pectoralis 근육을 당기세요. 당신은 흉곽의 직접적인 시야를 얻을 것입니다. </li><li> 식별 및 퉁명스럽게 포셉로 4 늑간 공간을 pentetrate. 집게의 끝을 자신이 작업 테이블에 부착된 고무 밴드를 조절하는 견인기를 삽입할 수 있도록 늑간 공간을 걸쳐 보자. 당신은 왼쪽 외이를 포함한 심장을 확연히 볼 수 있어야합니다. 이 액세스는 일반적으로 전기 응고의 필요없이 따라서 어떤 혈액의 손실없이 달성하고있다. </li></ol> 3. 마음의 준비 <ol><li> 부드럽게 마음을 손상없이 심장막라고 결론 지었다. </li><li> 좌심실의 앞부분은 벽에서 왼쪽 심방 외이를 리프팅하여 왼쪽 앞부분 내림차순 동맥 (내사)를 식별합니다. 내사는 흐린 테두리와 혈관에 비해 밝은 붉은 색으로 짧은 직선 코스를 통해 보여줄 것입니다. </li></ol> 4. 관상 동맥계측 <ol><li> U-모양으로 형성하여 테이퍼 바늘 끝에 8-0 prolene의 봉합을 준비합니다. 내사 아래 정도로 깊은 myocardium를 통해 바늘을 전달합니다. </li><li> 양쪽에서 봉합의 1 센티미터 가질 봉합의 바늘 끝을 잘라. </li><li> 모든 날카로운 모서리를 방지 occluder로서 1mm PE-10 튜브 부분을 잘라. . occluder는 알코올 desinfection에서 약물 사용 및 사용 주 전에 활용할 수 있도록 허용 : 튜브가 적절 네 그것 멸균을 위해 24 시간 동안 100 %의 에탄올에 몸을 담글 수 있습니다. </li><li> 실 봉합 모두 occluder로 끝납니다. </li><li> 두 봉합은 상단 늑간 공간이 만료 안내 크기 3 Kalt의 봉합 바늘을 사용합니다. </li></ol> 5. 가슴 폐쇄 <ol><li> 6-0 prolene 봉합사를 함께 열어 늑간 공간의 상위 및 하위 늑골을 묶어서. 당신이 가슴을 닫으 전에 5.2로 이동한다. </li><li> 열 몇 호흡주기 위해 폐가 Hyperinflate내쉬는 숨의 튜브를 클램핑하여 최대 무기폐. 이 책략은 또한 당신이 사용하는 환풍기의 종류에 달려 있습니다. 가슴이 닫힐 때까지 갯벌 볼륨을 300 μl로 설정합니다. </li><li> 환풍기 갯벌 볼륨 다시 200 μl로 설정합니다. </li><li> 그들 루프를 형성하도록 8-0 내사를 내고 봉합의 양쪽 끝을 묶어. </li><li> ECG를 첨부하십시오. </li><li> 8-0 루프에 가중치를 가져와 및 가중치 신중하게 걸어 보자. 당신은 몇 심장이 뛰는 내에 ST-해발 크게 나타납니다. . 무게 참고를 풀어 이러한 실험은 무게 5.5 g의 합계를 사용하지만 무게는 변형과 생쥐의 체중에 따라 다릅니다 수 있습니다. </li><li> 피하 주머니에 루프를 삽입하고 6-0 하나의 매듭이 봉합과 피부를 닫습니다. </li><li> 마우스가 온난 램프 아래 extubation 후에 복구하자. </li></ol> 6. 심근 국소 빈혈 및 Reperfusion <ol><li> 적어도 5 일간의 복구 기간은 케타민, xylazine의 혼합물과 마취 유도 후그리고 아트로 핀 (4 ML ​​/ kg BW, 케타민 10 밀리그램 / ML, xylazine 2 밀리그램 / ML, 아트로 핀 0.06 밀리그램 / ML, 1. </li><li> Intubate과 국소 빈혈 reperfusion 및 실험을위한 실내 공기 환기. </li><li> 가슴의 피부 봉합을 엽니다. 8-0 봉합사 루프를 준비합니다. ECG를 첨부하십시오. </li><li> 가중치를 소개 시켜줘들을 기다려 보자. 당신의 국소 빈혈 프로토콜을 따릅니다. ST-해발 2의 잠재적인 해산을위한 ECG를보세요. </li><li> 국소 빈혈의 끝부분에 가중치를 놓습니다. 피부를 닫고 마우스를 extubate하고 복구하자. </li></ol> 7. 최대 3 일이 Reperfusion 시간과 경색 크기 평가 <ol><li> 마취 및 원하는 reperfusion 시간의 끝에 마우스를 intubate. </li><li> xyphoid에 중간선의 가슴 피부를 잘라. 복부를 열고 갈빗대 아래의 다이어프램을 했네요. midclavicular 라인의 양쪽 열린 가슴을 잘라요. </li><li> 심장으로 탁 트인 액세스 권한을 얻으 봉합과 땅바닥에서 펄떡 거 렸어 흉부 앞쪽에 벽을 수정합니다. </li><li> 조심스럽게 8-0 봉합사 루프를 준비합니다. 루프를 잘라 그대 윗니와 아랫니가 맞물리다하는 매듭을 묶게. </li><li> 왼쪽 안마당 10% phthalo 파란색 주사. 심장 볼륨 과부하를 방지하기 위해 서서히 색깔을 만들어 매번 대기음을 주입. </li><li> 좌심방에 염화칼륨을 주입. 이것은 평등 경색 크기 평가서를 심장 확장의 마음을 체포합니다. </li><li> 마음을 절단 완화만큼 extracardial 조직을 최대한 남겨두고, 심장을 도려내. </li><li> 인산염 완충 용액의 마음을 씻는다. </li><li> 이소펜탄 및 액체 질소의 심장을 멈추고. 살짝 얼어 때까지 양자 택일로, 마음은 냉동실에 배치될 수 있습니다. </li><li> 1mm의 조각의 마음을 잘라요. 우리는 동등 조각 (그림 4)에서 심장을 잘라 면도날 만든 깔끔히 장치가되어 있습니다. 심장이 제대로 가슴의 긴 축에 직각를 잘라 정렬되어 있는지 확인하십시오. </li><li> 20 분 동안 37 ° C에서 1.5 % TTC의 조각 알을 품다. 어디 우리는 96도 접시를 사용하여각 슬라이스가 잘 하나에 집어넣습니다. 이것은 TTC을 저장하고 당신에게 유물을 방지하기 위해 워트 먼지 필터의 사용을 아끼지 않습니다. </li><li> 하룻밤 사이에 4 % 포름 알데히드와 조각을 고쳐. 이것은 조각 축소되지만 염료의 콘트라스트를 향상됩니다. </li><li> 현미경 슬라이드에 슬라이스 올려. 다른 슬라이드와 커버. 슬라이드의 각 끝부분에 1mm 금속 스페이서를 사용하여 종이 클립과 함께 슬라이드를 누르고 있습니다. </li><li> 각 슬라이스의 양면에서 디지털 이미지를 가져가라. 항상 동일한 설정을 사용하여 작은 조각을위한 확대하지 않습니다. </li><li> planimetry을위한 소프트웨어를 사용합니다. 우리는 NIH에 의해 ImageJ를 사용합니다. 항상 infarcted 영역에 대해 동일한 기준을 사용하여, 예를 들어서만 흰색 영역은 infarcted됩니다. 분홍빛이 도는 흰색 영역은 infarcted되지 않습니다. 우리는뿐만 아니라 개입과 planimetry위한 수사관들의 눈을 멀게했다. </li></ol> 8. 조직학의 대체 심장 준비 <ol><li> 7.2 단계 7.1을 따릅니다. 과 8.2로 진행합니다. TTC의 염색법과 신뢰성 경색 평가는 7 ~ 할 수reperfusion 인해 반흔 수축 2 시간. </li><li> 어떤 extracardial 티슈를 준비하고 대동맥 루트를 덮고 thymus 해부 무딘. </li><li> 집게와 함께 오름차순 대동맥을 잡고 가능 한한 적은 extracardiac 조직으로 심장을 잘라. </li><li> 씻고 cardioplegic 솔루션에 부드럽게 심장을 조인다. </li><li> cardioplegic 솔루션으로 가득 p35 그릇에 마음을 놓으십시오. </li><li> 오름차순 대동맥을 준비합니다. </li><li> 포름 알데히드와 prefilled되는 정맥으로 오름차순 대동맥을 Cannulate. 우리는 아연 포르말린 정착액 및 24 G IV 라인 3 사용합니다. </li><li> 왼쪽 이상부과 좌심방 사이에 구멍을 잘라 버릴거야. </li><li> 그것에 연결된 16cm 긴 튜브로 좌심방에 26 G 카테터를 삽입합니다. 당신은 또한 PE50 튜브를 사용할 수 있습니다. </li><li> 포르말린 정착액과 십분 마음을 Perfuse. </li><li> 7 ° C.에 24 시간 최대를위한 정착액 가득한 튜브로 마음을 놓으십시오 </li><li> 준비를 계속조직학 / immunohistochemistry를위한 aration. </li></ol> 9. 대표 결과 만성 관상 동맥 내고 여러 함정과 복잡한 기술입니다. 그러나 일단 그 문이 매우 낮은 사망률 속도와 신뢰성이 높은 결과를 수행할 수 장악하고 있습니다. 생쥐와 심장에 대한 접근의 최적 위치는 내사를 성공적으로 식별 및 계측을위한 열쇠입니다. 결합의 위치가 분명하므로 표준 내고 사이트를 가지고 요구, 경색의 크기에 영향을 미칠 것입니다. septal 가지가 영향을받는 경우에도이 번들 지점 블록 대신 ST 상승으로 이어질 수 있습니다. epimyocardial 정맥이나 뇌실에서 출혈, 내고 너무 깊이 경우가 발생할 수 있으며, 출혈이 과도한 경우 생쥐는 제외한다. Pericard은 가능한 한 완전히 제거하여야한다. pericard을 남겨 내고위한 myocard로 바늘을 밀어 악화됩니다. 또한, 그것은 결국, 심낭염의 원인이됩니다adhesions를 유도하고 histological 시험에 지장이 많답니다. PE-occluder는 myocard에 충격을 최소화하기 위해 모든 날카로운 모서리없이 최대한 짧게해야합니다. 폐의 Hyperinflation은 가슴 폐쇄 후 장력 pneumothorax을 방지하기 위해 절대적으로 중요합니다. 가슴 배수 필요는 없습니다. 긴장을 끄는 것은 통제하기가 어렵습 때문에 봉합 종료를 당겨 열어 가슴의 결합의 정확한 위치의 테스트는 생략한다. 내사의 계측이 실패하면이 myocardium에 외상과 부종을 추가할 것이기 때문에, 더 이상 시도는 피해야한다. 신뢰할 수있는 결과를 달성하기 위해, 프로토콜 매개 변수의 표준화가 있어야합니다. 따라서, 마우스는 intubated 및 실내 공기와 체온이 밀접하게 피드백 시스템으로 제어됩니다들과 통풍이 있습니다. 매달려 도르래의 사용은 이미 강조되었습니다. 기타 당기는 장치는 장력 손실 및 비 표준화된 당기는 긴장 단점이 있습니다. 허혈성reperfusion 및 폐색의 여러 사이클과 사전 및 postconditioning 프로토콜은 더 쉽게 그들은 단지 해제해야하고 (그림 1) 달아 보자 때문에 가중치를 교수형으로 수행됩니다. 경색 영역 (흰색)는 위험 (빨간색)과 위험 (파란색) (그림 2A-B)에서 이외의 지역에서 지역을 구별해야합니다. 경색 크기는 국소 빈혈의 기간에 따라 달라집니다. Reperfusion 시간은 성공적인 TTC의 염색법 (그림 1 및 2)를 허용하려면 최소 2 시간이어야합니다. 가장 중요한 것은 시토킨 RNA 표현은 심근 경색을 (그림 3A-C)에 받았습니다 동물에 비해 국소 빈혈과 reperfusion 제외한 모든 수술 절차를 가지고 허위 조작 동물로 낮습니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> 그림 1. 위험 (IS / AAR의 %)에서 면적의 비율로 크기를 경색. 마우스는 1 다음에 30 분 국소 빈혈을 받았습니다reperfusion 20 분 (I / R, N = 10). IPC : 허혈성 postconditioning, 쥐가 reperfusion / 폐색 20 초 각각의 3주기에 이어 국소 빈혈 30 분 받았습니다 (N = 6 * P에게 &lt;0.05를 나타냅니다.) <img alt="그림 2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> 그림 2A. 대표 TTC 묻은 ​​심장 슬라이스. 화이트 : 레드 경색 지역 : 지역 위험, 파란색 : 비 occluded 공간이 있습니다. <img alt="그림 2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> 그림 2B. infarcted (흰색) 영역의 대표 슬라이스. 꼭대기로 좌심실 주변의 원뿔 모양으로 인해, epimyocard는 평면 영역으로 나타나며 planimetric 측정 (블루 / 핑크 외부 영역)에 대해 고려하지 않아야합니다. 레드 = TTC가 가능한 myocard을 묻다. <img alt="그림 3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> 그림 3A. 내 안에 아니 상당한 차이30 분 국소 빈혈 120 분 reperfusion 후 ocardial TNF-α의 mRNA 발현. N 그룹 당 = 4-6. <img alt="그림 3B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> 그림 3B. 심근 IL-1β mRNA 발현 30 분 국소 빈혈 120 분 reperfusion (I / R) 후. 더 중대한 통제 사이의 차이 (어떤 수술)과 그룹 (노 국소 빈혈 / reperfusion) 가짜로 작동은 없습니다. n은 그룹 당 = 4-6, *는 P에게 &lt;0.05를 나타냅니다. <img alt="그림 3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> 그림 3C. 심근 IL-6 30 분 국소 빈혈 후 mRNA 발현 120 분 reperfusion (I / R). 더 중대한 통제 사이의 차이 (어떤 수술)과 그룹 (노 국소 빈혈 / reperfusion) 가짜로 작동은 없습니다. n은 그룹 당 = 4-6, *는 P에게 &lt;0.05를 나타냅니다. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> 그림 4A-C. 옳소하진 장치를 절단. : 절단 위치에 면도날로 마감했다. B : 오픈, 옆으로 볼 수 있습니다. C : 개방, 앞에 볼 수 있습니다. 마음은 면도날 (화살표)에 긴 축 직각으로 흰색 플라스틱 침대 홈에 정렬됩니다.

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관심의 어떠한 충돌 선언 없습니다.

우리는 왼쪽 측면 늑간 thoracotomy를 통해 마음을 액세스하고 왼쪽 midclavicular 라인의 가슴에 그 소년의 봉합을 선도하여 murine 폐쇄 가슴 모델을 수정했습니다. 뼈다귀 흉곽을 그대로두면, 외상을 최소화하므로 진통제, 외과 사이트 감염에 필요한, ​​회복을 촉진합니다. 왼쪽 내부 포유류 동맥을 보존함으로써 electrocautery에 대한 필요가 없습니다. 우리는 나중에 쉽게 액세스할 수 피하 조직의 봉합...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> 증기 </td><td> Drägerwerk AG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td> 현미경 </td><td> Leica </td><td> M80 </td></tr><tr><td> 광원 </td><td> SCHOTT </td><td> KL 1500 액정 </td></tr><tr><td> Homeothermic 담요 제어 유닛 </td><td> 하버드 장치 </td><td></td></tr><tr><td> MiniVent 유형 845 </td><td> 휴고 삭스 Elektronik </td><td></td></tr><tr><td> 8-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV130-5 6.5mm 3/8c </td></tr><tr><td> 6-0 Prolene </td><td> Ethicon </td><td> BV-1 9.3 mm 3/8c </td></tr><tr><td> Kalt의 봉합 바늘의 크기 3 </td><td> FST </td><td> 12050-03 </td></tr><tr><td> Triphenyltetrazolium </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> 93,145 </td&gt; </tr><tr><td> Phthalo 블루 </td><td> Heucotech (주) </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

관상 동맥 내고의 열린 가슴 모델 thoracotomy 의한 외과 외상은 국소 빈혈과 reperfusion에 관련된 다양한 메커니즘을 수정하는 면역 반응을 유도합니다. 면역 반응은 시토킨 표현과 타고난 면역 수용체의 내생 리간드의 릴리스 또는 분비를 포함합니다. 타고난 면역의 활성화 가능성이 경색 크기를 조절하실 수 있습니다. 우리는 심근 사전 및 postconditioning 및 심근 국소 빈혈과 reperfusion에 타고난 면역의 역할을 연구에 유용 될 수 매달려 가중치를 사용하여 기존의 murine 폐쇄 가슴 모델을 수정했습니다. 이 모델은 동물 심근 국소 빈혈의 발병 이전에 수술 상처로부터 복구 할 수 있습니다. 휘발성 anesthetics은 강렬한 연구되었으며 허혈성 심장에 대한 그들의 preconditioning 효과가 잘 알려져있다. 그러나이 보호 효과는 관상 동맥 내고의 열린 가슴 모델 년에 사용하는 걸로. 따라서 다른 이점은 일의 사용이 될 수도만성 폐쇄 가슴이 모델의 계측을위한 전자 제어 아니라 휘발성 anesthetics, 그들의 preconditioning 효과가 72 시간까지 지속하고 있기 때문입니다. 일시적 국소 빈혈과 여러 히트 모델 만성 심장 질환이 모델의 다른 가능한 응용 프로그램입니다. 만성 폐쇄 가슴 모델의 경우 intubated하고 통풍이 마우스는 4 늑간 공간을 통해 가로 무딘 thoracotomy을 받고있다. 끈 내림차순 왼쪽 앞부분에 따라 신분이 그릇 아래에 전달되는 두 봉합 종료는 occluder를 통해 스레드됩니다. 그런 다음, 두 봉합 종료는 루프를 형성 매듭이 가슴 벽, 통과 및 피하 조직에 남아 있습니다. 가슴 폐쇄와 5 일 동안 복구 후 생쥐가 다시 anesthetized이며, 가슴 피부가 재개되고 매달려 가중치는 ECG 통제 루프에 매여있다. 국소 빈혈 / reperfusion 프로토콜의 끝에서 마음이 경색에 대한 TTC 물들일 수사이즈 평가 또는 조직학 및 immunohistochemistry에 추가 morphometric 연구를 허용하도록 관류 고정을 받고있다.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

외과 외상은 염증 반응을 유도합니다. 크린 시토킨 및 내생 리간드는 국소 빈혈과 reperfusion에 따라 심근 경색 크기를 조절하는 것으로 알려져 있습니다. 우리는 thoracotomy의 영향을 최소화하기 위해 매달려 가중치를 사용하여 murine 국소 빈혈과 reperfusion의 수정된 폐쇄 가슴 모델을 제시.

심근 국소 빈혈 및 Reperfusion의 Murine 폐쇄 가슴 모델

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K 조회수.  University of Bonn, Germany. 외과 외상은 염증 반응을 유도합니다. 크린 시토킨 및 내생 리간드는 국소 빈혈과 reperfusion에 따라 심근 경색 크기를 조절하는 것으로 알려져 있습니다. 우리는 thoracotomy의 영향을 최소화하기 위해 매달려 가중치를 사용하여 murine 국소 빈혈과 reperfusion의 수정된 폐쇄 가슴 모델을 제시.

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

연구

의학

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

척수 허혈 - 재관류의 생쥐 모델에서 흉부 대동맥 폐색에 의해 재생산 할 하반신 마비

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

왼쪽 앞쪽에 내림차순 동맥의 결찰을 통해 심근 허혈 - 재관류 손상의 생쥐 모델

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

기존의 폐쇄 가슴 기술에 의해 쥐의 심실 세동의 모델 및 소생

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

표면 패드 심전도를 사용하여 마우스의 심근 허혈 및 재관류 손상의 확인

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

조직 및 혈액 샘플링 절차의 표준화에 의해 닫힌된 가슴 돼지 심근 경색 모델의 개선

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

마우스에 가로 대동맥 수축 유도를 폐쇄 가슴 모델

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

쥐의 심근 허혈 재관류 후 관상 동맥 흐름 예비의 평가

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...