Formadoras de Colônias celular Assay (CFC) para células hematopoiéticas humanas

Resumo

O ensaio de células formadoras de colônia (CFC) é um ensaio in vitro em que células progenitoras hematopoéticas formar colônias em meio semi-sólido. Uma combinação de morfologia da colônia, morfologia celular e citometria de fluxo são utilizados para avaliar a capacidade dos progenitores a proliferar e se diferenciar ao longo dos diferentes linhagens hematopoiéticas.

Resumo

Humano-tronco hematopoiéticas / progenitoras células são normalmente obtidas da medula óssea, sangue do cordão umbilical ou sangue periférico e são usados ​​para estudar a hematopoiese e leukemogenesis. Eles têm a capacidade de se diferenciar em linhagens linfóide e mielóide. O ensaio de células formadoras de colônia (CFC) é utilizado para estudar o padrão de proliferação e diferenciação de células progenitoras hematopoéticas por sua capacidade de formar colônias em meio semi-sólido. O número ea morfologia das colônias formadas por um número fixo de células de entrada fornecer informações preliminares sobre a capacidade dos progenitores para se diferenciar e proliferar. As células podem ser colhidas a partir de colônias individuais ou de toda a placa para melhor avaliar os seus números e os estados de diferenciação por citometria de fluxo e avaliação morfológica de Giemsa-manchada slides. Este ensaio é útil para avaliar a diferenciação mielóide, mas não linfóides. O mielóide termo neste contexto é usada em seu sentido mais amplo para abranger linhagens granulocítica, monocítica, eritróide e megacariocítica.

Temos utilizado neste ensaio para avaliar os efeitos de oncogenes na diferenciação de humanos primários células CD34 + derivadas do sangue periférico. Para este fim são as células transduzidas com qualquer construção de controle retroviral ou uma construção expressando o oncogene de interesse, neste caso NUP98-HOXA9. Nós empregamos um vetor retroviral comumente usados, MSCV-IRES-GFP, que expressa um mRNA bicistronic que produz o gene de interesse e um marcador GFP. Células são pré-ativado pelo crescimento na presença de citocinas por dois dias antes de transdução retroviral. Após mais dois dias, as células GFP + são isolados por fluorescência-activated cell sorting (FACS) e misturado com um meio de metilcelulose contendo semi-sólido suplementado com citocinas e incubados até colônias aparecem na superfície, geralmente 14 dias. O número e morfologia das colônias são documentados. Células são então removidas das placas, lavados, contados, e submetido a citometria de fluxo e análise morfológica. Citometria de fluxo com anticorpos específicos para os marcadores de superfície celular, expressas durante a hematopoiese fornece informações sobre a linhagem e maturação. Estudos morfológicos de células individuais sob um microscópio após Wright-Giemsa coloração fornecer informações adicionais em relação a linhagem e maturação. Comparação das células transduzidas com controle de vetores vazios aos transduzidas com um oncogene revela os efeitos do oncogene na diferenciação hematopoiética.

Protocolo

1. PREPARAÇÃO DE REAGENTES

1. Prepare estéril soluções estoque de 1000x Fms relacionados tirosina quinase 3 (FLT-3) ligando, estimulante de colônias de granulócitos / macrófagos factor (GM-CSF), fator de células tronco (SCF), trombopoietina (TPO), interleucina (IL) -3 e IL-6 de acordo com instruções do fabricante. Preparar a solução estoque estéril Retronectin (1mg/ml) também de acordo com instruções do fabricante. Dividir estas soluções estoque em pequenas alíquotas e manter a -20 ° C para evitar repetidos de congelamento e descongelamento.
2. Prepare FBS 2% em IMDM.
3. Prepare IMDM médio completo, com concentrações finais de FBS 20%, 2 mM de glutamina, 100 unidades / ml penicilina / estreptomicina (PS). Adicione o seguinte citocinas imediatamente antes da utilização: 100 ng / ml ligante FLT-3, 20 ng / ml GM-CSF, 100 ng / ml SCF, 100 ng / ml TPO, 50 ng / ml de IL-3, e 100 ng / ml IL-6.
4. Prepare BSA 1% em HBSS (Ca e Mg-livre, sem vermelho de fenol) e BSA 2% em D-PBS (Ca e Mg-free). Esterilizar as soluções, passando por filtros de 0,22 mm e seringa de armazenamento a 4 ° C.
5. Prepare EDTA 0,02% em HBSS e armazenar a 4 ° C.
6. Prepare-GALV pseudotyped retrovírus codificação do DNA de interesse e armazenamento em alíquotas a -80 ° C. Este procedimento está fora do escopo deste artigo, mas é descrita em outra parte (1-3).

Para coloração Giemsa

7. Imediatamente antes da utilização, filtrar a solução Wright / Giemsa duas vezes através de 1 mícron papéis de filtro dentro de uma garrafa de vidro limpa.
8. Imediatamente antes do uso, prepare Wright / Giemsa tampão pH 6,4, através da mistura de 50 ml da solução filtrada Wright / Giemsa e 200 ml de solução tampão fosfato, pH 6.4 - Giordano fórmula.
9. Preparar a solução tampão fosfato, pH 6,0, dissolvendo 27,3 g de KH ₂ PO ₄ e 4,62 g de Na ₂ HPO ₄ em 3,5 LH ₂ O.
10. Prepare metanol a 50% em H ₂ O.

2. PROCEDIMENTO

Descongelamento e pré-ativação de células CD34 +

1. Descongelar um frasco de congelados células CD34 + rapidamente a 37 ° C agitando até que um pequeno cristal de gelo última é para a esquerda e transferir a suspensão celular (1 ml) para um tubo de 50 ml. Suavemente enxaguar as células restantes do frasco com 1 ml de temperatura ambiente 2% FBS / IMDM e adicioná-lo gota a gota, ao tubo de 50 ml enquanto agita suavemente. Aguarde 3 minutos. Em seguida, adicionar lentamente 2 ml de 2% FBS / IMDM, enquanto misturando suavemente, e espere por 3 minutos. Repita o procedimento, adicionando 2% FBS / IMDM que é o mesmo volume da suspensão diluída de células em intervalos de 3 min, rodando suavemente entre adições, até que o volume final chega a 32 ml.
2. Centrifugar a 250 xg por 10 minutos em temperatura ambiente e remover o sobrenadante deixando para trás cerca de 0,5 ml.
3. Lave o pellet, suspendendo em 20 ml de 2% FBS / IMDM e centrifugação a 200 xg por 8 minutos em temperatura ambiente.
4. Remover o sobrenadante e suspender as células em meio IMDM completa em aproximadamente 0,5 x 10 ⁶ células / ml. Tomar 10 ml da suspensão de células em um microtubo mix, com o mesmo volume de solução de azul de Trypan (0,4%) e contar com um hemocitômetro.
5. Diluir as células a 0,1-0,15 X 10 ⁶ células / ml, adicionando médio IMDM completo suplementado com citocinas (ver 1.3)
6. Cultura as células em um umidificado 37 ° C incubadora com 5% de CO ₂ para 2 dias.

Transdução retroviral por vírus pré-carregamento

7. No dia de transdução, contagem de células antes de iniciar a pré-carga de vírus para determinar o número de poços a ser preparada.
8. Diluir a solução estoque Retronectin a 25 mg / ml e adicionar 400 mL em cada poço de uma placa de 24 poços de cultura de tecidos não-tratados. Incubar por 2 horas em temperatura ambiente na capa de biossegurança de fluxo laminar para o revestimento de pré-.
9. Remover a solução Retronectin e adicionar 400 mL de BSA 2% em D-PBS a cada poço. Incubar por 30 minutos em temperatura ambiente.
10. Descongelar soluções estoque de vírus e manter em gelo. Remover a solução BSA, adicionar 0,5 ml da preparação de vírus a cada poço, e centrifugar a 2200 xg, a 4 ° C por 15 minutos.
11. Remover o vírus solução de poços e repita o carregamento vírus descrito no 2,10 mais três vezes.
12. Enxágüe bem com o frio cada 0,5 ml HBSS (+ Ca e Mg) ou IMDM.
13. Recolher o pré-ativado células CD34 + por centrifugação a 200 xg por 8 minutos em temperatura ambiente.
14. Volte a suspender as células em 0,1-0,15 x 10 ⁶ células por 1,5 ml em meio IMDM completo com citocinas.
15. Adicione 1,5 ml de suspensão celular a cada poço e incubar em um umidificado 37 ° C incubadora com 5% de CO ₂ para 2 dias.

Separação de células e recolha de células transduzidas

16. Suave mas completamente suspender as células do vírus-carregado acima da placas e filtrar através de um filtro de 50 mm de células CellTrics em um tubo cônico. Tomar 10 ml da suspensão de células em um microtubo mix, com um volume igual de solução de azul de Trypan e contar com um hemocitômetro. Enxágüe bem com cada 0,8 ml de frio 0,02% EDTA / HBSS (Ca e Mg-livre sem vermelho de fenol) e adicionar ao tubo de coleta mesma através de um filtro 50 mm de células CellTrics.
17. Centrifugar as células a 200 xg por 8 minutos a 4 ° C e lavar o pellet com frio HBSS (Ca e Mg-livre sem vermelho de fenol) por centrifugação a 200 xg por 8 minutos a 4 ° C.
18. Ressuspender o sedimento em 1% BSA / HBSS (Ca e Mg-livre sem vermelho de fenol) para uma concentração de 15 X 10 ⁶ ml / ou um volume mínimo de 0.250 ml para separação de células. Manter as células no gelo no escuro. Prepare um tubo contendo 20% FBS frio / IMDM / Glutamina / PS médio para a coleta das células classificadas. Triagem é realizada no núcleo de alta velocidade Sorter Celular do J. Alvin Siteman Cancer Center, em Washington University School of Medicine utilizando um MoFlo classificador de alta velocidade (Dako, Glostrup, Dinamarca).

CFC ensaio

19. Descongelar o número necessário de 3 ml alíquotas de mídia ensaio CFC. Vortex vigorosamente para misturar e deixar os tubos de ficar pelo menos 5 min para que as bolhas existentes a subir para a superfície antes de adicionar células.
20. Para obter a concentração de células para cada amostra classificados, dividir o número de células fornecidas pela instalação de classificação pelo volume aproximado de células de suspensão. Tome-vírus 3000 transduzidas, células classificadas em um microtubo estéril contendo frio de 2% FBS / IMDM. Pré-ajustar o volume de 2% FBS / IMDM para que o volume final será de suspensão de aproximadamente 0,3 ml.
21. Suspender as células e transferência de toda a 0,3 ml de suspensão celular a uma alíquota de 3 ml de Methocult GF + H4435, que consiste em metilcelulose 1%, 30% FBS, BSA 1%, 10 ^-4 M 2-mercaptoetanol, 2 mM L-glutamina, 50 ng / ml SCF, 20 ng / ml GM-CSF, 20 ng / ml de IL-3, 20 ng / ml de IL-6, 20 ng / ml G-CSF, e 3 unidades / ml em IMDM eritropoietina. Enriquecido Humanos Metilcelulose Media (R & D Systems), que consiste de metilcelulose 1,3%, FBS 25%, BSA 1%, 5 x 10 ^-5 M 2-mercaptoetanol, 2 mM L-glutamina, 50 ng / ml SCF, 20 ng / ml GM-CSF, 20 ng / ml de IL-3, 20 ng / ml de IL-6, 20 ng / ml G-CSF, e 3 unidades / ml em IMDM eritropoietina podem ser usados ​​também.
22. Vortex vigorosamente para fazer a mistura ascensão e queda total de 3-4 vezes. Deixe o tubo de ficar parado por 3 min.
23. Anexar uma agulha calibre 16 blunt-end para uma seringa de 3 ml e elaborar 2,2 ml. Não elaborar grandes bolhas; expulsá-los no início, empurrando para fora um par de vezes. Empurrar para fora 1,1 ml cada em dois 30 prato não tratados mm e espalhar a mistura uniformemente girando.
24. Coloque placas duplicadas em um prato de 100 mm, juntamente com um prato de água contendo 3 ml de água estéril. Cultura para 14-17 dias.
25. Caracterizar e marcar as colônias de acordo com sua morfologia com um microscópio invertido com ampliação de 40x em uma placa de cultura com uma grelha de pontuação. Para efeitos do nosso ensaio, as colônias são classificadas em três categorias: eritróide pura, mielomonocítica e mistos. Veja as instruções do fabricante de subclassificação colônia mais.
26. A placa de ensaio inteiro CFC pode ser digitalizado sem ampliação usando um scanner regular em 600 dpi, e de baixa potência (40x) fotomicrografias das colônias podem ser tomadas através de um microscópio invertido equipado com uma câmera de cor.
27. Para posterior análise da diferenciação e proliferação, as células da placa inteira CFC ensaio são recuperados através da suspensão de vários volumes de temperatura ambiente 2% FBS / IMDM. Após centrifugação a 300 xg por 10 min a 4 ° C, as células são ressuspendidas em 2% FBS / IMDM, contados, e quer coradas com anticorpos por citometria de fluxo ou transferidos para slides usando uma centrífuga para Cytospin Giemsa.

Coloração de anticorpos e citometria de fluxo

28. Células Centrifugar a 200 xg por 8 min a 4 ° C e ressuspender em soro de rato frio 50% normal em HBSS (Ca e Mg-livre sem vermelho de fenol).
29. Coloque cerca de 5 x 10 ⁵ células em 80 mL por tubo (12 x 75 mm de fundo redondo de tubos) e manter em gelo. Adicione a mistura de anticorpos (aproximadamente 20 mL mistura ou solução de controle negativo para anticorpos não-controles) e misturar batendo levemente os tubos. Prepare os tubos de controle de calibração sem anticorpos ou com um anticorpo anti-CD45 para cada fluorocromo. Colocar os tubos no gelo, no escuro e incubar por 20 minutos. Mix batendo levemente tubos após os primeiros 10 minutos. Após a incubação de 20 minutos, encher os tubos com HBSS fria e centrifugação a 200 xg por 8 min a 4 ° C. Ressuspender o sedimento em 0,5% paraformaldeído frio / HBSS.
    Seguintes misturas de anticorpos são normalmente utilizados para nossa análise. Para a diferenciação mielóide: CD11b (ficoeritrina conjugada clone ICRF44) / CD33 (allophycocyanin conjugada clone WM53) / CD45 (ficoeritrina-Cy7-congjugated clone HI30). Para a diferenciação eritróide: CD71 (ficoeritrina conjugada clone M-A712) / CD235a (allophycocyanin conjugada clone GA-R2) / CD45 (ficoeritrina-Cy7-congjugated clone HI30).
30. Citometria de fluxo é realizada no núcleo de alta velocidade Sorter Celular do J. Alvin Siteman Cancer Center, em Washington University School of Medicine em um citômetro de fluxo FACScan atualizado para 5 cores e dois lasers (BD Biosciences) e analisados ​​utilizando CellQuest (BD Biosciences) ou programa FlowJo v7.2.4 (Árvore Star, Inc., Ashland, OR, EUA) software.

Giemsa

31. Cerca de 30.000 células recuperado de placas CFC ensaio descrito acima são suspensas em 0,3 ml de 2% FBS / IMDM e transferidos para um slide usando uma centrífuga Cytospin a 1.000 rpm por 10 min em temperatura ambiente.
32. Configurar nove navios coloração contendo soluções na seguinte ordem.
    1. Metanol absoluto
    2. Wright / Giemsa solução estoque
    3. Wright / Giemsa tampão, pH 6,4
    4. Metanol 50% em H ₂ O
    5. H ₂ O
    6. H ₂ O
    7. Tampão fosfato, pH 6,0
    8. H ₂ O
    9. H ₂ O
33. Coloque os slides em uma transportadora de slide e mergulho em metanol absoluto (# 1) por 2 min e blot off metanol em excesso.
34. Imediatamente, mergulhe a transportadora de slides em Wright / Giemsa solução estoque (# 2) por 5 min.
35. Transferência do transportador em Wright / Giemsa, pH 6.4 (# 3) e incubar por 10 min.
36. Mergulhe a transportadora duas vezes em metanol a 50% (# 4), 10 vezes em H ₂ O (# 5), mais 10 vezes em H ₂ O (# 6), e depois 5 vezes em tampão fosfato, pH 6.0 (# 7) .
37. Transferência do transportador em H ₂ O (# 8) e incubar por 2 min. Repita o lava-H ₂ O (# 9).
38. Permitir que as lâminas ao ar secar completamente no suporte. Retire cada slide e limpe a parte de trás da lâmina com metanol embebido Kimwipes para remover manchas. Coloque uma gota de Cytoseal 60 e uma tampa de vidro para selar.
39. A contagem diferencial de 500 células é realizada para cada slide corados pelo Giemsa usando um microscópio Olympus BX51. As células são divididas em cinco categorias: células primitivas incluem explosões e promielócitos; células mielóides intermediária incluem mielócitos e metamielócitos; células mielóides maduras incluem bandas, neutrófilos segmentados, monócitos e macrófagos, células intermediárias eritróide incluem células com hemoglobinization intermediária e células maduras eritróide incluem células com hemoglobinization completo. Fotomicrografias são tomadas com uma câmera Olympus DP71 com um objetivo de petróleo 60x.

3.0) Os resultados representativos:

1. Ensaio CFC: Alguns da população celular de entrada irão proliferar, diferenciar e formam colônias no meio semi-sólido durante o período de incubação de 14-17-dia. Neste experimento, é evidente que a expressão do oncogene NUP98-HOXA9 causou a formação de vermelho proeminente (eritróide colônias) (Figura 1) (3).
2. Coloração de anticorpos e citometria de fluxo: imunofenotipagem por citometria de fluxo de células coletadas de placas CFC ensaio fornece informações sobre o estado de diferenciação da população celular. Pelo uso combinado de anticorpos contra certos marcadores de diferenciação, a linhagem eo grau de maturação das células pode ser avaliado. Neste caso CD235a foi utilizado para identificar células eritróides. Conforme mostrado na Figura 2A, NUP98-HOXA9 causou um aumento da percentagem de células CD235a + eritróide, mas o brilho de expressão CD235a por estas células foi diminuído em comparação com controles, indicando inibição da maturação eritróide. Na Figura 2B, células mielóides são identificados em virtude de sua positividade CD33. NUP98-HOXA9 causou uma diminuição no número de células CD33 +, com uma diminuição no brilho da expressão CD11b, consistente com a inibição da maturação mielóide (3). Assim, os resultados mostram que a citometria de fluxo NUP98-HOXA9 causou uma hiperplasia eritróide com a inibição da maturação tanto mielóide e eritróide.
3. Coloração Giemsa: análise morfológica de células coletadas de placas CFC ensaio fornece informações sobre a linhagem eo grau de maturação da população celular. As conclusões obtidas morfologicamente podem diferir daqueles obtidos por estudos de citometria de fluxo e, portanto, estes métodos são complementares entre si (3). O experimento é repetido pelo menos 3 vezes, e cada vez que uma contagem diferencial de 500 células é realizada para distinguir cinco categorias de células, como descrito acima. Exemplos dessas células são apontados na Figura 3. Os resultados são tabulados e analisados, a fim de determinar se existem diferenças estatisticamente significativas entre o oncogene-transduzidas amostra e do controle. Neste caso, os resultados mostraram que NUP98-HOXA9 causou um aumento global do números de células, com hiperplasia eritróide e inibição de ambos os eritróide e maturação mielóide (3) (não mostrados).

LEGENDS FIGURA

Figura 1: Os efeitos da NUP98-HOXA9 na morfologia CFC humana.
Humanos primários células CD34 + foram retrovirally transduzidas com qualquer controle de vetores MSCV-IRES-GFP ou vetor expressando NUP98-HOXA9, e as células foram classificadas para a positividade GFP. Mil células foram semeadas em cada uma das duas placas duplicadas para ensaio de CFC eo experimento foi repetido 3 4 tempos independentes. Placas representante sem ampliação (à esquerda) e fotomicrografias de baixa potência do representante colônias eritróides (direita) são mostrados (3).

Figura 2: A citometria de fluxo mostra interrupção do humano CD34 + principal diferenciação celular por NUP98-HOXA9.
(A) A citometria de fluxo para a diferenciação eritróide: Células das placas CFC (ver Figura 1) foram colhidos e corados com anticorpos para CD45 e CD235a. O CD235a + portão foi plotado em um (painel direito) histograma para mostrar a expressão de CD235a relação às células controle (B) A citometria de fluxo para a diferenciação mielóide: Células das placas CFC foram colhidos e corados com CD45 e CD33. O CD33 + portão foi plotado em um histograma para mostrar expressão CD11b comparado ao grupo controle (painel direito). As porcentagens de células caindo dentro de cada porta são mostradas (3).

Figura 3: A morfologia mostra rompimento de diferenciação por NUP98-HOXA9 relação ao controle de vetores.
Manchas Cytospin foram preparados a partir de placas CFC e corados com Giemsa. Fotomicrografias foram tiradas de áreas representativas com um objetivo de petróleo 60x. B: explosão; MM: mielóides maduras, IM: intermediário mielóide, ME: eritróide maduro, IE: eritróide intermediária (3).

Discussão

O ensaio de CFC tem sido amplamente utilizado para determinar a proliferação e os padrões de diferenciação de células progenitoras hematopoéticas e estudar os efeitos dos oncogenes (4, 5). Tem a vantagem sobre culturas líquidas de ser um ensaio clonal, de tal forma que as colônias representam a progênie de um único progenitor e podem ser removidos individualmente para análise posterior. A limitação do ensaio CFC é que ele não é adequado para a detecção de células progenitoras imaturas ou mais célula...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
IMDM	Life Technologies	12440
FBS	Stem Cell Technologies	06150
L-Glutamine	Life Technologies	25030
Penicillin/Streptomycin (PS)	Life Technologies	15140
FLT-3 ligand	PeproTech Inc	300-19
GM-CSF	PeproTech Inc	300-03
SCF	PeproTech Inc	300-07
TPO	PeproTech Inc	300-18
IL3	PeproTech Inc	200-03
IL6	PeproTech Inc	200-06
Bovine Serum Albumin	Sigma-Aldrich	A7030
EDTA	Fisher Scientific	BP118
Retronectin	Takara Bio Inc	T100A
HBSS	Life Technologies	14175
PBS	Life Technologies	14200
Trypan Blue solution (0.4%)	Sigma-Aldrich	T8154
Methocult GF+ H4435	Stem Cell Technologies	04445
Human Methylcellulose Enriched Media	R&D Systems	HSC005
Wright/ Giemsa stain	Harleco	64571
Phosphate Buffer Solution, pH 6.4 - Giordano formula	Ricca Chemical Company	1450
Methanol	Fisher Scientific	A412-4
Cytoseal 60	Thermo Fisher Scientific, Inc.	8310
Normal Mouse Serum	Rockland Immunochemicals	D208
Anti-Human CD11b phyc–rythrin-conjugated	BD Biosciences	555388
Anti-Human CD33 allophycocyanin-conjugated	BD Biosciences	551378
Anti-Human CD45 phyc–rythrin-Cy7-congjugated	BD Biosciences	557748
Anti-Human CD71 phyc–rythrin-conjugated	BD Biosciences	555537
Anti-Human CD235a allophycocyanin-conjugated	BD Biosciences	551336
Anti-Human CD45 phyc–rythrin-Cy7-congjugated	BD Biosciences	557748
24-well non-treated tissue culture plates	BD Biosciences	35-1147
30 mm non-treated dish	Stem Cell Technologies	27150
100 mm tissue culture dish	Fisher Scientific	08-757-12
Gridded scoring dishes	Stem Cell Technologies	27500
15 ml centrifuge tubes	BD Biosciences	35-2097
50 ml centrifuge tubes	BD Biosciences	35-2070
Syringes 3 ml	Stem Cell Technologies	28240
16 gauge blunt-end, 1½ inch needle	Stem Cell Technologies	28110
50 μm CellTrics cell filter	Partec	04-004-2327
Hemocytometer	Fisher Scientific	0267110
TPX sample chambers	Thermo Fisher Scientific, Inc.	A78710018
Fisherbrand Superfrost/Plus Microscope Slides, Precleaned	Fisher Scientific	12-550-15
Shandon filter cards	Thermo Fisher Scientific, Inc.	5991022
Shandon cytospin slide holder	Thermo Fisher Scientific, Inc.	59920063
Shandon Complete Staining Assembly 100	Thermo Fisher Scientific, Inc.	100
Kimwipes	Kimberly-Clark Corporation	34155
1 μm filter paper	VWR international	28307-134
Inverted microscope	Nikon Instruments	Diaphot
Microscope camera	Nikon Instruments	DS-F11
Microscope	Olympus Corporation	BX51
Microscope camera	Olympus Corporation	DP71
Scanner	Microtek	Scanmaker 4
Vortex mixer	Fisher Scientific	12-812
Tissue culture incubator	Sanyo	MCO-18AIC
Cytospin	Shandon, Inc.	Cytospin 2
Bench-top centrifuge	Eppendorf	5810-R
Water purification system	Barnstead	Nanopure-Diamond