Determinação da acidez em fase gasosa de Oligopeptídeos

Resumo

A determinação da acidez em fase gasosa de oligopéptidos contendo cisteína é descrito. As experiências são realizadas utilizando um espectrômetro de massas triplo quadrupolo. Os acidezes relativas dos péptidos são medidos através de ensaios de dissociação induzida por colisão, e as acidezes quantitativos são determinados utilizando os Cook extensas método cinético.

Resumo

Os resíduos de aminoácidos localizados em posições diferentes proteínas dobradas apresentam frequentemente diferentes graus de acidez. Por exemplo, um resíduo de cisteína localizado no ou perto do terminal N de uma hélice é muitas vezes mais ácido do que o que está em ou próximo do terminal C ^1-6. Apesar de extensos estudos experimentais sobre as propriedades do ácido-base de péptidos foram efectuados na fase de condensado, em particular em soluções aquosas ^{de 6-8,} os resultados são muitas vezes complicada por efeitos do solvente ^7. Na verdade, a maioria dos sítios ativos das proteínas estão localizadas perto da região do interior, onde os efeitos de solvente foram minimizados ^9,10. A fim de compreender as propriedades dos péptidos e proteínas intrínsecas ácido-base, é importante para efectuar os estudos em um ambiente livre de solvente.

Nós apresentamos um método para medir a acidez de oligopeptides na fase gasosa. Nós usamos uma cisteína contendo um oligopéptido, Ala ₃ CysNH 3), como composto modelo. As medições baseiam-se no método bem estabelecido cozinheiros cinético prolongado (Figura 1), ^11-16. Os experimentos são realizados utilizando um espectrómetro de massa de triplo quadrupolo com uma interface de ionização por electropulverização (ESI), fonte de iões (Figura 2). Para cada amostra de péptido, vários ácidos de referência são seleccionados. Os ácidos orgânicos são os compostos de referência estruturalmente semelhantes conhecidos, com a acidez da fase de gás. Uma solução da mistura do péptido e de um ácido de referência é introduzida no espectrómetro de massa, e em fase gasosa de um protão ligado agrupamento aniónico do ácido péptido de referência é formado. O aglomerado próton-bound é massa isolada e posteriormente fragmentado via dissociação induzida por colisão (CID) experimentos. A abundância de iões dos fragmentos resultantes são analisados ​​usando uma relação entre as acidezes e cinéticas de dissociação do agrupamento de iões. A acidez da fase gasosa do péptido é então obtined por regressão linear das parcelas thermo-cinéticos ^17,18.

O método pode ser aplicado a uma variedade de sistemas moleculares, incluindo compostos orgânicos, aminoácidos e seus derivados, oligonucleótidos, e oligopéptidos. Ao comparar as acidezes de fase de gás medidos experimentalmente com os valores calculados para as diferentes conformações, os efeitos conformacionais nos acidez pode ser avaliada.

Introdução

A acidez de resíduos de aminoácidos estão entre as mais importantes propriedades termoquímicos que influenciam as estruturas, a reactividade, e os processos de dobragem de proteínas que se ^{desdobram-9,19.} Resíduos de aminoácidos individuais mostram muitas vezes diferentes acidez eficazes dependendo de suas localizações em proteínas. Em particular, os resíduos localizados nos locais activos exibem frequentemente perturbado significativamente a acidez. Um exemplo é o resíduo de cisteína residentes nos sítios ativos do thioredoxin super-família de enzimas ^20,21. A cisteína sítio ativo é extraordinariamente ácidos em relação aos de proteínas desdobradas ^3-5. Tem sido sugerido que a conformação helicoidal pode ter uma contribuição significativa para a acidez incomum. Existem amplos estudos experimentais sobre as propriedades do ácido-base de péptidos realizadas em soluções, especialmente em soluções aquosas ^2,6-8. Os resultados foram muitas vezes complicada por efeitos do solvente^7. Na verdade, a maioria dos sítios ativos das proteínas estão localizadas perto da região do interior, onde os efeitos de solventes são minimizados ^9,10.

A fim de compreender as propriedades dos péptidos e proteínas intrínsecas ácido-base, é importante para a realização dos estudos em um ambiente livre de solvente. Apresentamos aqui um método baseado em espectrometria de massa para a determinação da acidez em fase gasosa. A abordagem é referido como o método cinético prolongado cozinheiros. Este método tem sido aplicado com sucesso a uma grande gama de sistemas químicos para a determinação de diversas propriedades termodinâmicas, tais como a acidez da fase gasosa, a afinidade do protão, a afinidade de ião de metal, a afinidade de electrões, e a energia de ionização ^{11-15, 22-26.} Aplicou-se este método para determinar a acidez em fase gasosa de uma série de oligossacáridos de cisteína-cisteína e polialanina poliglicina péptidos ^17,18,27. Esses estudos mostram que a cisteína N-terminal peptídeoes são significativamente mais ácida do que os correspondentes de C-terminal. As altas acidez da primeira são provavelmente devido aos efeitos conformacionais helicoidais em que o anião tiolato é fortemente estabilizados pela interacção com a hélice a macro-dipolo. Devido à natureza não-voláteis e termicamente lábil de péptidos, o método de cinética é a abordagem mais prática actualmente disponíveis para produzir o ácido-base termoquímica quantidades razoavelmente precisos de péptidos ^28.

O esquema geral e a equação associado com o método cinético são mostrados na Figura 1. A determinação da acidez em fase gasosa de um péptido (AH) começa com a formação de uma série de aniões de fragmentação de protões ligados, [A • • H A _i] ¯ (ou [A ¯ • • H ⁺ A _i ¯] ¯), na região da fonte de iões do espectrómetro de massa, em que A e A ¯ _i ¯ desprotonados são as formas do péptido eos ácidos de referência, respectivamente. Os ácidos orgânicos são os compostos de referência conhecidos, com a acidez da fase de gás. Os ácidos de referência deve ter estruturas semelhantes uns aos outros (mas não necessariamente idêntico ao do péptido). A semelhança de estruturas entre os ácidos de referência assegura a semelhança das entropias de desprotonação entre eles. O aglomerado próton-bound aniões são seleccionados de massa e collisionally activado e subsequentemente dissociado utilizando dissociação induzida por colisão (CID) experiências para produzir os correspondentes aniões monoméricos, A e A ¯ _i ¯, com constantes de taxa de K e K _i, respectivamente, mostrados na Figura 1A. Se fragmentações secundárias são negligenciáveis, a taxa de abundância dos iões de fragmentos CID, [A ¯] / [A _i ¯], representa uma medida aproximada do rácio das constantes de velocidade, k / k _i. Sob a hipótese de que não há activat reversabarreiras de iões para a dissociação de ambos os canais, o ião do produto de CID ramificação rácios, ln [A °] / [A _i ¯], será linearmente correlacionada com a acidez da fase gasosa do péptido (Δ _ácido H) e os dos ácidos de referência (Δ _{ácido i} H), como mostrado na Figura 1b. Nesta equação, Δ _ácido H _médio é a acidez média de fase gasosa dos ácidos de referência, Δ (Δ S) é o termo de entropia (que pode ser assumida constante se os ácidos de referência são estruturalmente semelhantes uns aos outros), R é o constante universal dos gases e T é a temperatura _ef eficaz do sistema. A temperatura efectiva é um parâmetro empírico que depende de diversas variáveis ​​experimentais, incluindo a energia de colisão.

O valor da acidez da fase gasosa é determinado pela construção de dois conjuntos de gráficos de termo-cinéticos. O primeiro conjunto é obretidos pela traçando ln ([A ¯] / [A _i ¯]) contra Δ _ácido H _i - Δ _ácido H _médio, como mostrado na Figura 4a. Regressão linear trará um conjunto de linhas retas com as encostas de X = 1 / RT _FEP e interceptações de Y = - [Δ _ácido H - Δ _ácido H _médio] / RT _FEP - Δ (Δ S) / R. O segundo conjunto de parcelas é obtido através da representação gráfica dos intercepta resultantes (Y) a partir do primeiro conjunto de encontro às inclinações correspondentes (X), conforme mostrado na Figura 4b. A regressão linear produz uma nova linha com um declive de Δ _ácido H - Δ _ácido H _médio e uma intercepção de Δ (Δ S) / R. O valor de _ácido Δ H é então obtido a partir do declive e o termo entropia, Δ (Δ S) é obtido a partir dea interceptação.

Os experimentos são realizados usando um espectrómetro de massa de triplo quadrupolo, interligados a uma ionização por electrospray (ESI), fonte de iões. Um diagrama esquemático do espectrómetro de massa é mostrado na Figura 2. As experiências são realizadas por CID massa escolhendo os aniões de fragmentação de protões ligados com a primeira unidade de quadrupolo e permitindo que eles sofrem colisões com átomos de árgon vazados para a câmara de colisão, que é realizada a uma pressão de cerca de 0,5 mTorr. Os iões dos produtos de dissociação são analisados ​​em massa com a terceira unidade de quadrupolo. Os espectros de CID são registrados em várias energias de colisão com a faixa de m / z grande o suficiente para cobrir todas as possíveis fragmentos secundários. As intensidades de iões produtos CID são medidos, definindo o instrumento no modo de monitorização de reacção seleccionada (SRM) no qual a verificação é focada em iões dos produtos seleccionados. Os experimentos são realizados CID em quatro diferentes energias de colisão, o que corresponde aenergias de centro de massa (E _cm) de 1,0, 1,5, 2,0 e 2,5 eV, respectivamente. A energia de centro de massa é calculado utilizando a fórmula: E = E _{cm laboratório} [M / (M + m)], onde E é a energia _{de laboratório} colisão no quadro de laboratório, m é a massa de árgon, e M é a massa do ião de cluster protão ligado.

Neste artigo, usamos o oligopéptido Ala ₃ CysNH ₂ (CH ₃₎ como composto modelo. O C-terminal está amidado e o grupo tiol (SH), do resíduo de cisteína será o local ácido. A selecção dos ácidos de referência adequado é crucial para o sucesso da medida da acidez em fase gasosa. Os ácidos de referência ideais são estruturalmente semelhantes (entre si) compostos orgânicos com valores de acidez em fase gasosa bem estabelecidas. Os ácidos de referência deve ter valores de acidez mais próximos daquele dos péptidos. Para o péptido A ₃ CH, seis halogenados carboxylic ácidos são escolhidos como os ácidos de referência. Os seis ácidos de referência são o ácido cloroacético (MCAH), ácido bromoacético (MBAH), ácido difluoroacético (DFAH), ácido dicloroacético (DCAH), ácido dibromoacetic (DBAH) e trifluoroacico (TFAH). Dois deles, DFAH e MBAH, irá ser usado para ilustrar o protocolo.

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Protocolo

1. Preparação das Soluções Amostra

1. Primeiro preparar as soluções de estoque de péptido e os seis ácidos de referência, utilizando um solvente misto de metanol e água numa proporção de 1:1 em volume. As soluções de reserva deve ter uma concentração de cerca de 10 ^-3 M.
2. Pesam-se 1 mg de péptido a amostra sólida, A ₃ CH, num tubo Eppendorf de 1,5 mL e adicionar 1,0 ml de solvente misto de metanol e água, e misturar utilizando um vortex.
3. Pesam-se 1 mg de ácido difluoroacético (DFAH) e adicionar 1,0 ml da mistura de solventes de metanol e água, e misturar utilizando um vortex.
4. Use o mesmo procedimento para fazer as soluções estoque para os outros cinco referência ácidos ácido chloroacetic (MCAH), ácido bromoacético (MBAH), ácido dicloroacético (DCAH), ácido dibromoacetic (DBAH) e ácido trifluoroacético (TFAH).
5. Desenhar cerca de 50 ul da solução-mãe de péptido para um tubo Eppendorf de 1,5 ml, e extrair cerca de 50 ul da solução de estoque de DFAH na same tubo Eppendorf. Dilui-se a solução da mistura com 900 ul da mistura de solventes de metanol e água para se obter uma concentração final de cerca de 10 ^-4 M. Esta solução diluída será utilizada como a solução de amostra para as medições de espectrometria de massa. A proporção efectiva do péptido para o ácido de referência, bem como a concentração final da solução da amostra será ajustado com base nas abundâncias sinais observados iões no espectrómetro de massa.
6. Utilizar o mesmo procedimento para preparar as amostras de soluções do péptido com as outras cinco ácidos referência.

2. Espectrometria de Massa de medição 1: Proton-bound Cluster Formação Ion

1. O primeiro passo na medição de espectrometria de massa é a de gerar iões de fragmentação de protões ligados estáveis ​​do péptido com um ácido de referência.
2. Definir o instrumento no modo de ião negativo MS, com a voltagem da agulha ESI -4,5 kV e a voltagem capilar de cerca de -35 V, e a temperatura do gás de secagemmantida a 150 ° C. Definir a largura do pico Q1 e Q3 a largura do pico, tanto com a escala calibrada (A largura do pico é um parâmetro de instrumento que pode ser utilizado para ajustar a resolução dos picos. A definição "escala calibrada" permite mostrar picos estreitos para uma melhor separação dos picos ). A voltagem capilar e a temperatura do gás de secagem pode ser ajustada para melhorar a abundância de iões observados.
3. Infundir cerca de 0,5 ml da solução de amostra de péptido-DFAH numa seringa Hamilton de 1 mL e ligar a seringa para a entrada da agulha ESI utilizando tubagem de PEEK. Em seguida, coloque a seringa na bomba de seringa. Ligar a bomba de seringa para infusão da solução de amostra para dentro da agulha ESI com a taxa de fluxo a 10 ml / min.
4. Ligue a tensão agulha ESI para ativar o processo ESI. Ligue o detector. Um espectro de massa de exibição deve ser observada no modo de perfil. Se a tela estiver em modo de baricentro, mude para o modo de perfil. Assista o cluster formação de iões de prótons ligados por monitoring do pico a m / z 428. A abundância do sinal do ião cluster pode ser ajustado por afinar o instrumento. Um parâmetro importante é a voltagem capilar. Pode-se alterar manualmente a voltagem capilar (tipicamente na gama de -20 a -50 V) para maximizar a abundância do pico a m / z 428.

3. Espectrometria de Massa de medição 2: As Experiências de Bracketing CID

1. O próximo passo é realizar o experimento bracketing CID.
2. Uma vez que a abundância do íon conjunto atinge o valor desejado (cerca de 100 mV), desligue o aparelho para o modo MS / MS. Neste modo, as funções de Q1 como um filtro para isolar o ião de cluster, Q2 como funções da célula de colisão, e funções Q3 como o analisador de massa de massa.
3. Definir o gás de colisão (árgon, neste caso) pressão a 0,5 mTorr e a energia de colisão de 17 eV. Três picos devem ser observados na janela de exibição espectro de massa. O pico a m / z 428 corresponde ao ião de cluster, [DFA • H • A ₃ CS] ¯. Os dois picos a m / z 332 e m / z 95 correspondem ao péptido desprotonada (A ₃ CS ¯) e o ácido difluoroacético desprotonada (DFA ¯), respectivamente. O pico menor a m / z 298 é derivado de um fragmento do péptido desprotonada. Adquirir um espectro CID para 2 min, Figura 3a.
4. Realizar experiências semelhantes CID e adquirir um espectro CID para a solução da amostra do péptido com o ácido bromoacético (MBAH), Figura 3b.
5. Realizar experiências semelhantes CID e adquirir o espectro de CID para as soluções de amostra de péptido com todos os outros ácidos de referência. Os espectros de CID resultante será qualitativamente semelhantes às Figuras 3a e 3b, mas os valores m / z e as alturas relativas dos picos será diferente.

4. Mass Spectrometry Medição 3: O Método Kinetic

1. O último passo é a aquisição de espectros SRM.
2. Ligue a tela do espectro de centróide e definir o instrumento para o modo de monitoramento de reação selecionada (SRM). Mantenha m / z 428 como o íon isolado pelo primeiro quadrupolo (Q1), e preencher quatro massas (relações massa-carga) a ser monitorados pelo terceiro quadrupolo (Q3). As quatro massas são m / z 428 (ião cluster), m / z 332 (ião péptido), m / z 298 (o fragmento do péptido de iões), e m / z 95 (a DFA ¯ iões). Mantenha a pressão do gás de colisão em 0,5 mTorr.
3. Defina a energia de colisão a 11,7 eV e adquirir os espectros de 5 min.
4. Alterar a energia de colisão de 17,6 eV e adquirir espectros durante 5 min.
5. Mude a energia de colisão de 23,4 eV e 29,3 eV, e adquirir o espectro em ambas as energias de colisão por 5 min.
6. Realizar medições similares para o péptido, com todos os outros ácidos de referência.

5. Análise de Dados

1. Copiar os valores das intensidades de iões de all espectros SRM em uma planilha do Excel.
2. Calcule os produtos índices de ramificação íon CID, ln ([A ¯] / [A ¯ _i]), medido para todos os seis grupos de prótons ligados em todas as quatro energias de colisão. Os valores de amostra são apresentadas na Tabela 1.
3. Plotar os valores de ln ([A ¯] / [A ¯ _i]) contra os valores de Δ _ácido H _i - Δ _ácido H _média. Isto vai dar quatro parcelas correspondentes aos dados de quatro energias de colisão, a Figura 4a.
4. Extraia os valores das encostas e os intercepta por regressão linear das quatro parcelas. Neste caso, as pistas são valores positivos e as intercepções são valores negativos. Dê o símbolo "X" para as pistas eo símbolo "Y" para as interceptações. Os resultados são apresentados na Tabela 2. Multiplicar os valores de Y e por -1 usar o símbolo Y 'representar os valores positivos (isto permite que o eixo y disjogar valores positivos). Note-se, esta conversão é opcional, desde que os valores correspondentes são usados ​​para fazer o lote para a próxima etapa.
5. Plotar os valores de Y 'contra os valores de X, figura 4b. Regressão linear da trama dá uma inclinação de 1,706 e uma interceptação de -0,536. A inclinação corresponde ao Δ _ácido H - Δ _ácido H _média. O valor _médio Δ _ácido H é conhecida por ser 330,5 kcal / mol, o que é determinado pelo conjunto de ácidos referência seleccionadas. O valor da acidez da fase gasosa do péptido é então obtido a partir do declive: Δ _ácido H (A ₃ CH) = 332,2 kcal / mol.

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Resultados

1. As experiências de escalonamento CID fornecer informação sobre as acidezes relativas do péptido em comparação com os ácidos de referência seleccionados. Dois espectros CID representante do peptídeo (CH ₃₎ com dois ácidos de referência, e DFAH MBAH, são mostrados na Figura 3. Na Figura 3a a abundância de iões (altura do pico) do ião de péptido é mais fraca do que a de DFA ¯, e na Figura 3b, a abundância de iões dos iões péptido é mais forte do que a de ...

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Discussão

A medição bem sucedida da acidez em fase gasosa de um péptido depende em grande medida a selecção de ácidos de referência adequados. Os ácidos de referência ideais são compostos orgânicos estruturalmente semelhantes com valores de acidez em fase gasosa bem estabelecidas. Os ácidos de referência deve ter estruturas semelhantes uns aos outros. Isto irá assegurar uma entropia de desprotonação semelhante para cada um dos ácidos de referência no conjunto. Os ácidos de referência deve ter valores de acidez...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Mass Spectrometer	Varian	1200 L and 320 L
Chloroacetic acid	Sigma-Aldrich	402923
Bromoacetic acid	Sigma-Aldrich	B56307
Difluoroacetic acid	Sigma-Aldrich	142859
Dichloroacetic acid	Sigma-Aldrich	D54702
Dibromoacetic acid	Sigma-Aldrich	242357
Trifluoroacetic acid	Sigma-Aldrich	T6508