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Resumo

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

Resumo

No córtex dos mamíferos, os neurônios formam redes extremamente complicadas e troca de informações nas sinapses. As alterações na concentração sináptica, bem como a adição / remoção de sinapses, ocorrem de uma forma dependente da experiência, fornecendo a base estrutural de plasticidade neuronal. Como componentes pós-sinápticas das sinapses excitatórias mais no córtex, espinhas dendríticas são consideradas como um bom indicador de sinapses. Tirar vantagens da genética e técnicas de rotulagem fluorescentes, neurônios individuais e suas estruturas sinápticas podem ser rotuladas no cérebro intacto. Aqui apresentamos um protocolo de imagem transcraniana por microscopia de varredura a laser de dois fótons de seguir fluorescente etiquetado espinhas dendríticas pós-sinápticos ao longo do tempo in vivo. Esse protocolo utiliza uma preparação diluída de caveira, que mantém o crânio intactos e evita efeitos inflamatórios provocados pela exposição das meninges e o córtex. Assim, as imagens podem ser adquiridas imediatamente após surgery é realizada. O procedimento experimental pode ser realizado repetidamente durante vários intervalos de tempo variando de horas a anos. A aplicação desta preparação também pode ser expandido para investigar diferentes regiões e camadas corticais, bem como outros tipos de células, em condições fisiológicas e patológicas.

Introdução

O córtex dos mamíferos participa em muitas funções do cérebro, desde o controle da percepção e movimento sensorial abstrair processamento de informação e cognição. Várias funções corticais construir sobre diferentes circuitos neurais, que são feitas de diferentes tipos de neurônios se comunicando e trocando informações nas sinapses individuais. A estrutura e função das sinapses são constantemente a ser modificados em resposta a experiências e patologias. No cérebro maduro, plasticidade sináptica toma a forma de ambas as mudanças de força e adição / remoção de sinapses, jogando um papel importante na formação e manutenção de um circuito neural funcional. As espinhas dendríticas são as componentes pós-sinápticos da maioria das sinapses excitatórias no cérebro de mamíferos. O volume de negócios constante e alterações morfológicas de espinhos são acreditados para servir como um bom indicador de modificações nas conexões sinápticas 1-7.

Dois fótons micro varredura a laserscopy oferece penetração profunda através, preparações espessas e opacas baixo fototoxicidade, o que o torna adequado para imagens ao vivo no cérebro intacto 8. Em combinação com marcação fluorescente, dois fótons de imagem fornece uma ferramenta poderosa para espreitar para o cérebro vivo e siga reorganização estrutural nas sinapses individuais com alta resolução espacial e resolução temporal. Vários métodos têm sido usados ​​para preparar os ratos para imagens ao vivo 9-13. Aqui, descrevemos uma preparação diluída crânio-in vivo de dois fótons de imagem para investigar a plasticidade estrutural das espinhas dendríticas pós-sinápticos no córtex mouse. Usando essa abordagem, os nossos estudos recentes têm representado uma imagem dinâmica de alterações da coluna dendríticas em resposta a habilidade motora aprendendo Com o aumento da disponibilidade de animais transgênicos com subconjuntos de neurônios marcados com fluorescência e rápido desenvolvimento de técnicas in vivo de rotulagem, procedimentos semelhantes descritos aqui também pode ser aplicado para investigaçõesoutros tipos de células e de te regiões corticais, combinadas com outras manipulações, bem como os utilizados em modelos de doenças 16-23.

Protocolo

Aprovação deve ser obtida a partir de instituições de origem antes do início da cirurgia e estudo de imagem. Experimentos descritos neste manuscrito foram realizados de acordo com as diretrizes e regulamentos da Universidade da Califórnia, em Santa Cruz Institutional Animal Care e do Comitê Use.

1. Cirurgia

  1. Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos e esterilizar o espaço de trabalho com 70% de álcool completamente antes da cirurgia.
  2. Anestesiar o rato por intraperitoneal (IP) a injeção de solução anestésica KX (200 mg / kg de ketamina e 20 mg / kg de xilazina) de acordo com o peso corporal do rato Nota:. KX dose pode ser ajustada de acordo com a cepa, a idade eo estado de saúde dos ratos. Veterinária consulta para determinar a dose óptima é também recomendado.
  3. Realizar um teste toe-pitada periodicamente, pressionando os dedos do rato e verificação de uma resposta reflexa para monitorar o estado de anestesia.Certifique-se de que o mouse está totalmente anestesiado antes de iniciar a cirurgia Nota:. Durante as sessões de imagem prolongados, verificar o estado de anestesia do rato periodicamente, administrar KX adicional se necessário.
  4. Colocar o rato sobre uma almofada de aquecimento para manter a temperatura do corpo durante a cirurgia.
  5. Raspar a cabeça do rato usando uma lâmina de barbear para expor o couro cabeludo.
  6. Esterilizar a área raspada, limpando a pele com a alternância de compressas embebidas em álcool e betadine. Remova todos os recortes de cabelo residuais.
  7. Gentilmente aplicar pomada para lubrificar os olhos, prevenindo danos permanentes causados ​​pela desidratação durante o experimento.
  8. Fazer uma incisão em frente ao longo da linha média do couro cabeludo, e mover-se lateralmente para a pele das bordas do crânio.
  9. Remover o tecido conectivo anexado ao crânio.

2. Diluído crânio-Preparação

  1. Identificar a região de imagem baseado em ster. coordenadas eotaxic Nota: Tente evitar grandes vasos sanguíneos, que a penetração da luz do bloco e esbater as estruturas fotografadas. Vasculatura é melhor observado quando o crânio é úmido com solução salina estéril.
  2. Utilize o micro broca de alta velocidade para diluir uma região circular de crânio (0,5-1,0 mm de diâmetro). Mover a broca paralela à superfície do crânio, em vez de segurar o contra o crânio e pressionando para baixo. Broca até tanto a camada de osso compacto exterior ea camada de osso esponjoso meio são removidos Nota:. Para evitar danos causados ​​por superaquecimento, evitar o contato prolongado entre a broca eo crânio.
  3. Continuar desbaste da camada interna do osso compacto com uma lâmina microcirúrgica no centro da região de desbaste-broca. Segurar a lâmina microcirúrgica a um ângulo de aproximadamente 45 ° para raspar o crânio sem pressionar contra o crânio até uma uniformemente diluído pequena região (200-300 mM de diâmetro) com uma espessura de aproximadamentely 20-30 mM é obtido. Devido à auto-fluorescência do crânio, a espessura pode ser medida por digitalizar a distância entre a superfície superior e inferior do crânio sob o microscópio de dois fotões Nota:. Embora uma espessura do crânio de menos de 20 mM proporciona uma boa qualidade de imagem, não é recomendado, porque torna o processo de afinamento em sessões de re-imagem subseqüentes difícil. Para evitar o excesso de desbaste, a espessura do crânio precisa ser verificado periodicamente durante a cirurgia (ver Discussão).

3. Imobilização

  1. Remova cuidadosamente os restos de osso.
  2. Colocar uma pequena gota de cola de cianoacrilato sobre cada extremidade da abertura central da placa de cabeça estéril, que foi autoclavado (ver Figura 1). Manter a placa de cabeça firmemente contra o crânio com a região adelgaçada localizada no centro da abertura Nota:. Se a cola contamina o r diluídoegion por acidente, remova-a com cuidado com a lâmina de microcirurgia.
  3. Suavemente puxar a pele a partir dos lados do crânio para os bordos da abertura central da placa de cabeça.
  4. Espera aproximadamente 10 min, até que a placa de cabeça é também ligado ao crânio.
  5. Coloque a placa de cabeça em dois blocos laterais da placa de retenção e, em seguida, aperte os parafusos ao longo das bordas da placa de cabeça para imobilizar o mouse sobre a placa de retenção (ver Figura 1) Nota:. Certifique-se de que não existe pele ou bigodes entre a placa de cabeça e os blocos antes de apertar os parafusos. Uma boa preparação imobilizada não deve apresentar movimento observável do crânio sob o microscópio de dissecação, quando a parte de trás do animal é afagou suavemente.
  6. . Lavar o crânio exposto com solução salina para remover cola não polimerizada Nota: É importante remover qualquer cola restante, como cola não polimerizada borra imagens e danos microscópio objetivos <./ Li>

4. Imagem

  1. Tire uma foto da vasculatura do crânio exposta com a região diluído como Mapa 1, que é usado para mudar a região fotografada em sessões de imagem subseqüentes (ver Figura 2).
  2. Posicione o mouse sob o microscópio de imagem. Localize a área diluído sob um objetivo ar 10X utilizando epifluorescência e mover a área mais fino do centro da vista.
  3. Adicionar uma gota de solução salina no topo do crânio e mudar para o objectivo 60X, que tenha sido lavado com água esterilizada. Selecione uma região onde espinhas dendríticas individuais são claramente visualizado juntamente dendritos. Identificar e rotular a região correspondente no mapa 1, comparando vasculatura entre a visão de epifluorescência ea foto vasculatura.
  4. Ajustar o comprimento de onda do laser de dois fotões de acordo com os fluoróforos. Por exemplo, 920 nm para YFP; 890 nm para GFP; 1.000 nm para DsRed e tdTomato 24.
  5. Adquira pilhas de imagens com 2passos iM ao longo do eixo z com o objectivo de 60X. Esta pilha imagem cobre uma área de 200 x mM mM de aproximadamente 200 (512 x 512 pixels) e é usado como mapa 2 para o internamento durante as sessões de imagem subseqüentes (ver Figura 2).
  6. Adquirir nove pilhas de imagens dentro de mapa 2 usando o zoom digital de 3X. Cada pilha de cobre uma área aproximada de 70 um x 70 um (512 x 512 pixels), com 0,7 mM etapas ao longo do eixo-z Nota:. A intensidade do laser deve ser inferior a 40 mW, quando medido em amostras de minimizar fototoxicidade.

5. Recuperação

  1. Na sequência de imagens, retire cuidadosamente a placa da cabeça do crânio.
  2. Limpe bem o crânio ea pele para remover toda a cola restante Nota:. Qualquer cola remanescente na pele causará irritação e retardar a cicatrização da pele, enquanto que qualquer cola restante no crânio causará erosão do crânio e umangiogenesis na camada óssea recém-crescido, fazendo realocação subseqüente e re-imaging difícil.
  3. Lavar o crânio ea pele várias vezes com solução salina.
  4. Suture o couro cabeludo com sutura cirúrgica estéril.
  5. Mantenha o animal em uma almofada de aquecimento em uma gaiola separada. Administrar analgésico buprenorfina (0,1 mg / kg) por via subcutânea para mitigar a dor pós-operatória. Devolver o animal para a gaiola para casa após recuperação completa. Monitorar o animal de perto (verifique pelo menos uma vez por dia) até que a incisão é curado e suturas são removidas. Administrar injeções subseqüentes de buprenorfina analgésico, se necessário.

6. Re-imagem

  1. Repita os passos de 1,1-1,8.
  2. Repita os passos de 3,1-3,6
  3. Localize região anteriormente imaginado, comparando o padrão de vascularização ao Mapa 1 eo padrão dendrítico ramo ao Mapa 2.
  4. Se recriação é realizada dentro de 1 semana, repetir o passo 2.3 para remover uma fina camada de tecido ósseo recém-cultivadas no topo da re afinadagião usando a lâmina microcirúrgica. Se recriação é realizada depois de mais de uma semana, repetir os passos tanto 2.2 e 2.3 Nota:. A camada de osso recentemente crescido consiste de uma estrutura menos condensada em comparação com a camada de osso original compacto, levando a uma redução da qualidade da imagem. Portanto, para obter a mesma qualidade, é necessário diluir o crânio ligeiramente mais do que a sessão de imagem anterior.
  5. Ajuste a posição e orientação para obter pilhas de imagens que correspondem anteriormente tomadas pilhas de imagens sob o microscópio de dois fotões.
  6. Adquirir imagens como no Passo 4.6.
  7. Repita os passos de 5,1-5,5 após imagem.

Resultados

Em YFP-H linha de camundongos 25, proteína fluorescente amarela expressa em um subconjunto de neurônios piramidais da camada V, que projetam seus dendritos apicais para as camadas superficiais do córtex. Através da preparação diluída de caveira, os segmentos dendríticas fluorescentemente marcadas podem ser repetitivamente trabalhada sob microscópio de dois fotões durante vários intervalos de imagem, variando de horas a meses. Aqui, mostramos um exemplo de uma imagem de quatro vezes as mesmas dendri...

Discussão

Para se obter uma preparação bem sucedida diluído-crânio, várias etapas deste protocolo são cruciais. 1) A espessura do crânio. O osso do crânio tem uma estrutura de sanduíche, com duas camadas de osso compacto de alta densidade e uma camada intermédia de osso esponjoso de baixa densidade. Embora o micro-broca de alta velocidade é adequado para a remoção das camadas exteriores do osso compacto e osso esponjoso, a lâmina microcirúrgica é ideal para o desbaste da camada interna do osso compacto. À medida ...

Divulgações

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

Agradecemos James Perna para a ilustração gráfica. Este trabalho foi financiado por doações do Instituto Nacional de Saúde Mental para YZ

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
KetamineBioniche Pharma67457-034-10Mixed with xylazine for anesthesia
XylazineLloyd laboratories139-236Mixed with ketamine for anesthesia
SalineHospira0409-7983-090.9% NaCl for injection and imaging
Razor bladesElectron microscopy sciences72000Double-edge stainless steel razor blades
Alcohol padsFisher Scientific06-669-62Sterile alcohol prep pads
Eye ointmentHenry Schein102-9470Petrolatum ophthalmic ointment sterile ocular lubricant
High-speed micro drillFine Science Tools18000-17The high-speed micro drill is suitable for thinning the outer layer of compact bone and targeting a small area
Micro drill steel burrsFine Science Tools19007-141.4 mm diameter
Microsurgical bladeSurgistar6961The microsurgical blade is suitable for thinning the inner layer of compact bone and middler layer of spongy bone
Cyanoacrylate glueFisher ScientificNC9062131Fix the head plate onto the skull
SutureHavard Apparatus510461Non-absorbale, sterile silk suture, 6-0 monofilament
Dissecting microscopeOlympusSZ61
CCD cameraInfinity
Two-photon microscopePrairie TechnologiesUltima IV
10X objectiveOlympusNA 0.30, air
60X objectiveOlympusNA 1.1, IR permeable, water immersion
Ti-sapphire laserSpectra-PhysicsMai Tai HP

Referências

  1. Holtmaat, A., Svoboda, K. Experience-dependent structural synaptic plasticity in the mammalian brain. Nature reviews. Neuroscience. 10, 647-658 (2009).
  2. Fu, M., Zuo, Y. Experience-dependent structural plasticity in the cortex. Trends in neurosciences. 34, 177-187 (2011).
  3. Yu, X., Zuo, Y. Spine plasticity in the motor cortex. Current opinion in neurobiology. 21, 169-174 (2011).
  4. Harms, K. J., Dunaevsky, A. Dendritic spine plasticity: looking beyond development. Brain research. 1184, 65-71 (2007).
  5. Segal, M. Dendritic spines and long-term plasticity. Nature reviews. Neuroscience. 6, 277-284 (2005).
  6. Tada, T., Sheng, M. Molecular mechanisms of dendritic spine morphogenesis. Current opinion in neurobiology. 16, 95-101 (2006).
  7. Alvarez, V. A., Sabatini, B. L. Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines. Annual review of neuroscience. 30, 79-97 (2007).
  8. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248, 73-76 (1990).
  9. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature protocols. 5, 201-208 (2010).
  10. Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature protocols. 4, 1128-1144 (2009).
  11. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature methods. 7, 981-984 (2010).
  12. Szu, J. I., et al. Thinned-skull cortical window technique for in vivo optical coherence tomography imaging. J Vis Exp. , (2012).
  13. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging. J Vis Exp. , (2008).
  14. Xu, T., et al. Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories. Nature. 462, 915-919 (2009).
  15. Fu, M., Yu, X., Lu, J., Zuo, Y. Repetitive motor learning induces coordinated formation of clustered dendritic spines in vivo. Nature. 483, 92-95 (2012).
  16. Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nature neuroscience. 8, 752-758 (2005).
  17. Tsai, J., Grutzendler, J., Duff, K., Gan, W. B. Fibrillar amyloid deposition leads to local synaptic abnormalities and breakage of neuronal branches. Nature neuroscience. 7, 1181-1183 (2004).
  18. Pan, F., Aldridge, G. M., Greenough, W. T., Gan, W. B. Dendritic spine instability and insensitivity to modulation by sensory experience in a mouse model of fragile X syndrome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 17768-17773 (2010).
  19. Liu, Z., Condello, C., Schain, A., Harb, R., Grutzendler, J. CX3CR1 in microglia regulates brain amyloid deposition through selective protofibrillar amyloid-beta phagocytosis. J Neurosci. 30, 17091-17101 (2010).
  20. Tremblay, M. E., Zettel, M. L., Ison, J. R., Allen, P. D., Majewska, A. K. Effects of aging and sensory loss on glial cells in mouse visual and auditory cortices. Glia. 60, 541-558 (2012).
  21. Lam, C. K., Yoo, T., Hiner, B., Liu, Z., Grutzendler, J. Embolus extravasation is an alternative mechanism for cerebral microvascular recanalization. Nature. 465, 478-482 (2010).
  22. Kelly, E. A., Majewska, A. K. Chronic imaging of mouse visual cortex using a thinned-skull preparation. J Vis Exp. , (2010).
  23. Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J Vis Exp. , (2010).
  24. Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience. Neuron. 50, 823-839 (2006).
  25. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
  26. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J Vis Exp. , (2012).
  27. Zhang, L., et al. Imaging glioma initiation in vivo through a polished and reinforced thin-skull cranial window. J Vis Exp. , (2012).
  28. Pacary, E., et al. Visualization and genetic manipulation of dendrites and spines in the mouse cerebral cortex and hippocampus using in utero electroporation. J Vis Exp. , (2012).
  29. Saito, T., Nakatsuji, N. Efficient gene transfer into the embryonic mouse brain using in vivo electroporation. Developmental biology. 240, 237-246 (2001).
  30. Lowery, R. L., Majewska, A. K. Intracranial injection of adeno-associated viral vectors. J Vis Exp. , (2010).
  31. Taniguchi, H., et al. A resource of Cre driver lines for genetic targeting of GABAergic neurons in cerebral cortex. Neuron. 71, 995-1013 (2011).
  32. Zariwala, H. A., et al. A Cre-dependent GCaMP3 reporter mouse for neuronal imaging in vivo. J Neurosci. 32, 3131-3141 (2012).
  33. Kuhlman, S. J., Huang, Z. J. High-resolution labeling and functional manipulation of specific neuron types in mouse brain by Cre-activated viral gene expression. PloS one. 3, (2008).

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