Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

Resumo

Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos.

Resumo

O uso de modelos de ratos na pesquisa experimental é de enorme importância para o estudo da fisiologia hepática e distúrbios fisiopatológicos. No entanto, devido ao pequeno tamanho do rato, detalhes técnicos do processo de monitorização intra-operatória adequada para o mouse raramente foram descritas. Anteriormente nós relatamos um procedimento de controlo para obter parâmetros hemodinâmicos para ratos. Agora, nós adaptamos o procedimento para adquirir os parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepática em ratos, uma espécie dez vezes menor do que os ratos. Este filme demonstra a instrumentação dos animais, bem como o processo de aquisição de dados necessária para avaliar a hemodinâmica sistémica e hepática em ratos. Os parâmetros vitais, incluindo a temperatura corporal, freqüência respiratória e freqüência cardíaca foram registradas durante todo o procedimento. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos consistem de pressão da artéria carótida (PAC) e da pressão venosa central (PVC). Parâmetros de perfusão hepática incluem v portalein pressão (PVP), a taxa de fluxo portal, bem como a taxa de fluxo da artéria hepática comum (tabela 1). Instrumentação e aquisição de dados para registrar os valores normais foi concluída no prazo de 1,5 h. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas permaneceram dentro da normalidade durante este procedimento.

Este procedimento é desafiador, mas viável. Nós já aplicou este procedimento para avaliar a hemodinâmica hepática em ratos normais, bem como durante a 70% hepatectomia parcial e no lobo hepático aperto experimentos. A média de PVP após a ressecção (n = 20), foi de 11,41 ± 2,94 cmH ₂ O que foi significativamente maior (P <0,05) do que antes da ressecção (6,87 ± 2,39 cmH ₂ O). Os resultados do lobo hepático aperto experimento indicou que este procedimento de fiscalização é sensível e adequado para detectar pequenas mudanças na pressão portal e taxa de fluxo portal. Em conclusão, este procedimento é confiável nas mãos de um micro-cirurgião experiente, mas deve ser limitado a experiments onde os ratos são absolutamente necessárias.

Introdução

O objetivo geral deste vídeo foi demonstrar um procedimento de monitoramento em tempo real para a aquisição de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. A justificativa para o desenvolvimento deste processo é a sua grande valor para intervenções experimentais em camundongos que exigem a obtenção de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. O procedimento pode ser aplicado a animais naive e, durante ou após um determinado intervenção cirúrgica experimental hepato-biliares, tais como a hepatectomia parcial, a ligadura da veia porta e o transplante de fígado.

Aquisição de dados hemodinâmicos hepática em roedores requer o procedimento invasivo proposto. Perfusão hepática não podem ser obtidas de forma não invasiva. No entanto, existem alternativas para a aquisição da pressão arterial sistêmica. Técnicas de monitoramento, tais como a técnica de cauda manguito ⁸ foram utilizados para a aquisição da pressão arterial em ratos e camundongos. A técnica da palmada na cauda pode ser aplicado em conscianimais OUs. Ao medir a pressão arterial, o animal precisa ser colocado e fixado em uma posição desconfortável específico. No manual do aparelho tail-cuff, o fabricante afirma que os ratos podem ficar nervosos, o que pode diminuir a circulação na cauda. Sob esta circunstância, a pressão arterial periférica adquirida na cauda pode ser muito menor do que a pressão arterial central.

O processo de acompanhamento completo foi realizado com um monitor de múltiplos canais integrado com uma série de sensores para aquisição de dados. A pressão sanguínea foi obtida por inserção de um cateter dentro do respectivo recipiente após a dissecação cuidadosa microcirúrgico e exposição ao microscópio. A taxa de fluxo foi medido colocando uma sonda de fluxo em torno de cada recipiente transónico.

Já registramos um procedimento de controlo intra-operatória semelhante em ratos, resultando em uma ampla série de dados hemodinâmicos fisiológicos comparáveis ​​Single dados relatados de outros grupos ^7. Por isso consideramos este procedimento para representar uma boa base para adaptá-lo para o mouse, uma espécie de 10 vezes menor do que o rato. A diferença fundamental para o processo de rato é o uso de cateteres de Millar para adquirir os dados da pressão arterial, em vez de um sistema de cateter à base de fluido. Dados de fluxo também foram adquiridos com sondas de fluxo transônico, apenas muito menores do que para os vasos de ratos correspondentes.

Devido ao pequeno tamanho do animal, a instrumentação dos ratos é tecnicamente desafiador, mas viável. Uma vez que a instrumentação é completada, a aquisição de dados e análise de dados de vida primária é simples, uma vez que um ficheiro de configuração predefinida pode ser utilizado. O ficheiro de configuração tem de ser definida, uma vez no início de uma série de experiências e pode ser armazenada e utilizada para todas as experiências subsequentes.

Até agora foi aplicado este procedimento para avaliar os efeitos hemodinâmicos hepáticas em experimentos agudos. Medimos CAP e PVP antes e imediatamente após hepatectomia parcial de 70% (PH) e de aperto / experiências de fixação de. Nós presa do ligamento hepato-duodenal do lobo direito que representa 20% da massa de fígado, seguido por breve (5min) de aperto da mediana e lobo lateral esquerdo que representa 90% do total da massa do fígado. De-aperto começou com a abertura da pinça do lobo direito seguido de libertar a mediana e lobo lateral esquerdo. Pinçamento máxima foi inferior a 10 min.

Protocolo

Habitação e todos os procedimentos realizados estavam de acordo com o Animal Welfare alemão Legislação.

1 Sensores de Calibração (siga as instruções do fabricante para calibração dos sensores)

1.1) calibração Millar cateter. Pré-embeber a ponta do cateter em água estéril ou solução salina, durante 30 minutos, antes do equilíbrio (zero) e de calibração.

1. Ligue o sensor Millar ao canal de amplificador millar1 ponte e insira a ponta do sensor Millar na coluna de água.
2. Defina o valor da coluna de água a 0 cmH ₂ O. Na janela do software de análise de dados, escolha ponte amplificar e zerá-lo. O valor da linha de base 0 cm H ₂ O pode ser configurado.
3. Defina o valor da coluna de água a 20 cmH ₂ O. Executar análise de dados janela Progress Software, e parar. Escolha "unidades" na janela da ponte de ampliar, definir a linha de base de 0 a 20 cmH ₂ O em conformidade. Ajuste a "unidade" para cmH _{2 O.}
4. Calibre o millar2 para medir CAP da mesma forma (conjunto de duas linhas de base 90 e 110 cmH ₂ O).

1.2) calibração da sonda de fluxo de sangue

1. Coloque a sonda em água deionizada. Ligue a sonda com sistema sonda de fluxo transônico.
2. Na janela do software de análise de dados, escolha Input amplificar a zero a sonda de fluxo. Ajuste as unidades.
3. Pressione o botão para "canal de teste" para coletar o sinal: se o sinal tem de 3-4 bares, isso significa que o sinal é bom. No caso de um bom sinal é adquirido, o processo pode ser continuado.
4. Pressione o botão para "zero canal" eo canal de escala para ver se o valor foi calibrado ou não.
5. Pressione o botão para "canal de medida" para a medição mais tarde.

2 Prepare o mouse para o procedimento cirúrgico

1. Posicione o mouse em uma câmara de indução e anestesiar o mouse com 2% de isoflurano e0,3 ml / min de oxigênio. A operação pode ser realizada se a retirada reflexo toe-pitada de o rato está ausente.
2. Raspar a pele das regiões cirúrgicos, que incluem o pescoço esquerdo e abdômen.
3. Posicione o mouse sobre a mesa de operação e corrigi-lo usando fitas. Use vet pomada nos olhos para evitar o ressecamento durante o período de operação.
4. Coloque uma almofada de gaze sob o pescoço para a exposição ideal do campo de operação do pescoço.
5. Desinfetar o campo de operação e coloque gazes esterilizadas para cobrir o mouse apenas deixando o campo cirúrgico aberto.

3. Parâmetros Vitais Medição

1. Insira as agulhas de ECG por via subcutânea nas patas de rato.
2. Colocar o sensor respiratório sob a parte traseira do rato.
3. Coloque a sonda de temperatura no reto do mouse.
4. Temperatura Record, ECG e freqüência respiratória do mouse no software de análise de dados.

4. Neck Operação para SMonitoramento Cardiovascular ystemic

4.1) dissecção navio

1. Identificar a linha média do pescoço, ponto médio da clavícula, o ângulo da mandíbula.
2. Fazer uma incisão longitudinal, dois centímetros a partir do ângulo de mandíbula para o ponto do meio da clavícula, que é 0,5 centímetros para o lado esquerdo da linha média.
3. Dissecar a glândula submandibular, vire-o e cubra-a com gaze embebida de solução salina.
4. Identifique a veia jugular, dissecá-lo e colocar três 6-0 fio de seda sob a veia para a ligação mais tarde e fixação.
5. Identificar o músculo esternocleidomastóideo, separá-lo do ventre superior do omo-hióideo e ventre posterior do músculo digástrico, e puxe-o com um afastador para facilitar a exposição da artéria carótida.
6. Dissecar a artéria carótida e colocar três 6-0 suturas de seda por baixo da artéria para ligação e fixação posterior.

4.2) a medição do fluxo sanguíneo da artéria carótida

1. Coloque o transsoniquesondar em torno da artéria carótida, mantê-lo estável, e otimizar o contato usando gel de ultra-som ou soro fisiológico.
2. Grave velocidade do fluxo sanguíneo da artéria carótida, como indicado na tela pequena do dispositivo transsonique usando software de análise de dados
3. Remover a sonda depois de completar a medição

4.3) a medição da pressão da artéria carótida (PAC)

1. Ligadura a extremidade distai da artéria carótida e fixar a sua extremidade proximal.
2. Coloque 2 suturas de fixação em torno da artéria carótida. Use 10-0 prolene para sutura estadia.
3. Fazer uma pequena incisão na parede anterior do recipiente.
4. Insira o cateter Millar e corrigi-lo com suturas pré-colocados.
5. Anote o CAP em software de análise de dados.

4.4) a medição do fluxo de sangue da veia jugular

1. Levante a veia jugular e colocar a sonda de fluxo transônico para medir a taxa de fluxo.
2. Grave a vazão em software de análise de dados.

4.5) medida da pressão venosa central (PVC)

1. Prender a extremidade proximal da veia jugular e ligar a extremidade distal.
2. Cortar uma pequena incisão utilizando microtesouras na parede anterior do recipiente.
3. Insira o cateter cheio de líquido e corrigi-lo com as linhas de sutura pré-colocados.
4. Registre a CVP em software de análise de dados.

5. Operação Abdominal para Aquisição de hepáticas Hemodinâmica

5.1) Identificação do navio

1. Faça uma incisão transversal no abdômen.
2. Eventerate os intestinos para o lado esquerdo e cobrir com gaze molhada.
3. Identificar a veia cava inferior, veia portal, a artéria hepática comum e a artéria hepática adequada.
4. Abandonar algumas salina quente no abdômen e na superfície dos intestinos cada 5 min durante o processo de acompanhamento conjunto.

5.2) Quantificação do fluxo portal

1. Dissecar a veia porta.
2. Coloque 6-0 seda sob a veia portal para facilitar a retirada da embarcação na colocação da sonda de fluxo.
3. Coloque a sonda de fluxo em torno transónico na veia porta e medir a taxa de fluxo de sangue.
4. Gravar a taxa de fluxo de sangue da veia porta.

5.3) A medição do fluxo da artéria hepática comum

1. Dissecção da artéria hepática comum com cautela.
2. Inserir uma sutura de seda 6-0 à volta do vaso para facilitar o levantamento do recipiente.
3. Coloque a sonda de fluxo em torno da artéria.
4. Meça o seu fluxo sanguíneo e obter os dados.

5.4) A medição da pressão da veia porta (PVP)

1. Escolha um ramo da veia mesentérica com poucos ramos laterais, que drena diretamente na veia portal.
2. Ligadura a extremidade distal da veia mesentérica seleccionado. Certifique-se de que a ligação está perto do tubo intestinal. Ligadura seus pequenos ramos
3. Coloque 2 fixing suturas usando 6-0 prolene ao redor da veia. O ponto-chave deste procedimento é evitar tocar a artéria mesentérica quando a ligadura da veia.
4. Prender a extremidade proximal da veia portal.
5. Coloque 2 suturas estadia utilizando 10-0 prolene. Alguns sangramento vai ocorrer uma vez que o fio de sutura permanência deve penetrar a parede vascular da veia mesentérica fina.
6. Fazer uma pequena incisão na veia utilizando um microtesoura obliquamente a um ângulo de 45 graus.
7. Insira o cateter Millar através da veia mesentérica na veia porta e corrigi-lo
8. Registre a pressão da veia porta. No final do procedimento, o sacrifício dos ratinhos por sangria sob anestesia.

Resultados

Os parâmetros vitais dos ratos, como freqüência respiratória e freqüência cardíaca são, obviamente, muito maior do que em ratos. A média da pressão arterial sistêmica e da pressão da veia jugular são semelhantes aos valores de ratos e até mesmo semelhantes aos dados humanos.

Dados hemodinâmicos hepáticos são obviamente diferentes. Obtivemos os valores normais das 8 camundongos. Fluxo portal em ratos normais variou entre 1,6-2,3 ml / min. O fluxo na artéria hepática comum v...

Discussão

Monitoramento da hemodinâmica hepática é uma importante ferramenta de hepatologia e cirurgia hepatobiliar. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas ajuda a caracterizar o efeito de procedimentos hepatobiliares sobre o sistema circulatório. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas também são necessárias para estudar o efeito de drogas que afetam a pressão portal e do fluxo portal, por exemplo, conforme a necessidade de estudos que avaliem drogas vasoativas.

Apesar...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
PowerLab 16/30	ADInstruments	PL3516
Quad Bridge Amp	ADInstruments	FE224	Bridge amplifier
Animal Bio Amp	ADInstruments	FE136
Needle Electrodes for FE136 (3 pk)	ADInstruments	MLA1213
Perivascular Flowmeter Module	Transonic	TS420
Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB	Transonic	MA0.5PSB/MA1PSB
SPR-1000 Mouse Pressure Catheter	Millar instruments	841-0001
fluid filled catheter	Terumo	SR+DU2619PX	26G, 0.64×19mm
micro scissors	F·S·L	No. 14058-09
micro serrefine	F·S·L	No.18055-05
Micro clamps applicator	F·S·L	No. 18057-14
Straight micro forceps	F·S·L	No. 00632-11
Curved micro forceps	F·S·L	No. 00649-11
needle-holder	F·S·L	No. 12061-01
6-0 silk	ethicon
6-0 prolene	ethicon
7-0 prolene	ethicon
10-0 prolene	ethicon
Tail cut-off device	Kent Scientific		www.kentscientific.com
LabChart7	ADInstruments		data  analysis software