A auto-montagem de formas bidimensionais complexos de ADN de cadeia simples Azulejos

Resumo

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Resumo

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

Introdução

Anterior ácido nucleico de auto-montagem ^1-25 trabalho levou à bem sucedida da construção de uma variedade de estruturas complexas, incluindo ADN ^{2 - 5,8,10 - 13,17,23} ou RNA ^{7,22 3,4,7 periódica, 22} e algorítmica ⁵ bidimensionais treliças, fitas ^10,12 e tubos de ^4,12,13, cristais 3D ^17, poliedros ¹¹ e finitos, 2D formas ^7,8. Um método particularmente eficaz é o scaffold origami de DNA, em que uma cadeia simples de andaime é dobrado por muitos fios auxiliares curtas descontínuas, para formar uma forma complexa ^{9,14 - 16,18 - 21,25.}

Recentemente, relatou um método para a construção de nanoestruturas discretos com formas 2D prescritas utilizando azulejos de cadeia simples (SST), e demonstraram as estruturas com complexidade comparável à origami de ADN ^26. Este article é uma adaptação do nosso trabalho anterior ²⁶ e descreve os protocolos detalhados para organizar SSTs individualmente endereçáveis ​​em formas 2D finitos sofisticados, com dimensões precisamente prescritos (larguras e comprimentos) e morfologias. Uma das principais vantagens do método de SST é a sua modularidade. Cada componente SST de uma estrutura serve como uma unidade de construção modular na assembléia, e diferentes subconjuntos destes SSTs produzir formas distintas. Assim, estabelecemos uma plataforma geral para construir nanoestruturas com tamanhos e formas prescritas, de filamentos de DNA sintéticas curtas.

TSMs conter quatro domínios, cada um de 10 ou 11 nucleótidos de comprimento (Figura 1A). As SSTs vincular tal que as suas hélices paralelas criar uma estrutura de DNA realizada em conjunto por ligações de crossover. Cada passagem é o fosfato entre os domínios 2 e 3. O fosfato é esticado artificialmente nos diagramas para claridade visual. Os crossovers são espaçados duas voltas helicoidais (21 bases) de distância ( Figura 1B). Os retângulos compostos são referidos por suas dimensões do número de hélices e voltas helicoidais. Por exemplo, um rectângulo que é de seis hélices de largura e oito helicoidal gira tempo é referida como um 6H × T8 rectângulo. SSTs pode ser deixado de fora, adicionado, ou de outra forma reorganizados para criar estruturas de formas e tamanhos (Figura 1C) arbitrárias. Por exemplo, um formato rectangular pode ser enrolada em forma de tubo com um comprimento desejado e um raio (Figura 1D).

Alternativamente, a estrutura rectangular SST pode ser visto como uma tela molecular constituído por SST pixels, cada um de 3 nm de 7 nm. Neste estudo, utilizamos uma lona molecular de 310 full-length SSTs internos, 24 SSTs-metragens que compõem os limites esquerdo e direito, e 28 SSTs metade do comprimento, formando os limites superior e inferior. A tela tem 24 hélices duplas ligações por cruzamentos e cada hélice contém 28 voltas helicoidais (294 bases) e, por conseguinte, é designado porum 24H × 28T lona retangular. O 24H × tela 28T tem um peso molecular semelhante ao de uma estrutura origami de DNA criado a partir de um fago M13 andaime.

Protocolo

1. DNA Sequence projeto

1. Use software UNIQUIMER ²⁷ para projetar uma estrutura SST-finito, especificando o número de hélices duplas, comprimentos de hélice superior e inferior para cada dupla hélice, eo padrão cruzado para criar um 24H × lona 28T. Depois de definir estes parâmetros, a arquitetura geral (vertente composição eo arranjo complementaridade) é ilustrado graficamente no programa.
2. Gerar sequências para os fios da estrutura especificada para atender o arranjo complementaridade e requisitos adicionais (se houver). Conceber sequências de ADN, minimizando a sequência de simetria ²⁸ (para a maioria das estruturas).
   1. Gerar nucleótidos (A, C, G e T) aleatoriamente um por um.
   2. Nucleotídeos Igualar complementares aos gerados seguindo a regra de emparelhamento de bases de A a T e vice-versa; C a G e vice-versa.
   3. Não use segmentos de repetição além oito ou nove nucleotídeos. Quando tal repcomer segmentos surgir durante o projeto, mutar os nucleotídeos gerados mais recentemente até que a exigência de repetição do segmento está satisfeito.
   4. Não utilizar quatro bases A, C, G ou T consecutivos.
   5. Use nucleótidos pré-especificados nos pontos de ligação de cadeia simples (por exemplo T e G como o vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleótidos, respectivamente, para a maioria dos fios) para evitar o deslizamento bases em torno dos pontos de ligação (por exemplo, se ambos vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleotídeos foram T, foi possível para o vigésimo primeiro nucleótido que se ligam ao nucleótido que o vigésimo segundo nucleótido é suposto vincular a).
3. Modificar as sequências de ADN manualmente para rotulagem de estreptavidina, a transformação de rectângulos dentro de tubos, a formação de diferentes rectângulos e tubos em diferentes escalas, e para evitar a agregação causada pelos domínios expostas sobre SST.
   1. Substitua os domínios expostos no limite da tela molecular com tra poli-Tcts.
   2. Para a marcação de estreptavidina, desenhar os segmentos de pega (o segmento adicional acrescentada ao componente de fio que se pode ligar a um homólogo complementar, como uma cadeia anti-handle) tais que pode acomodar uma cadeia anti-pega com 3 'modificação biotina.
   3. Para a conversão de um rectângulo em um tubo, remover as linhas superior e inferior do rectângulo e inserir uma nova linha cuja TSMs tem complementaridade específicas para as peças correspondentes no segundo a linha superior e a segunda a linha inferior.
   4. Para um domínio único exposta cadeia de diferentes formas, substituir com segmentos poli-T de 10-11 nucleótidos de comprimento, ou cobrir por protetores de borda que são complementares ao domínio expostos e terminam com um 10-11 nucleotídeos longos segmentos de poli-T.

2. Preparação dos Canvas Molecular

1. Obter fios de componentes de ADN de sequências especificadas dissolvidos em água isenta de ARNase de uma oligonucleotide fabricante em V fundo placas de 96 poços com oligonucleotídeos sintetizados em uma escala de 10 nmol com dessalinização padrão. Centrífuga as placas de 96 poços com as fitas de DNA para cerca de 10 s a 600 x g.
   1. Pipetar 1 mL de cada uma das cavidades 362 com as cadeias de ADN para a 24H × 28T rectângulo (Figura 3A), a 100 uM por cordão (especificação do fabricante) para um tubo de ensaio de 2 ml. Adicionar 138 uL de água destilada desionizada H ₂ O para o tubo 2 ml de ensaio para fazer uma solução estoque da mistura Strand a uma concentração de 200 nM por cordão.
2. Adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM de mistura vertente, 10 ul de tampão 10X de recozimento A (50 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM _MgCl2), e 40 ul de água destilada desionizada H ₂ O para uma solução a 0,2 ml tubo de PCR. Isto faz com que uma amostra de 100 ul da tela molecular em 1X tampão de emparelhamento A (5 mM de Tris, pH 7,9, 1 mM de EDTA, 25 mM de _MgCl2).
3. Emparelhar o sample durante 17 horas num aparelho de ciclos térmicos de arrefecimento de 90 ° C a 25 ° C. Programa do termociclador como se segue: a rampa para baixo a partir de 90 ° C a 61 ° C a uma velocidade constante de 5 ° C por min; rampa para baixo a partir de 60 ° C a 25 ° C a uma velocidade constante de 20 min por ° C; e incubar a 4 ° C até que a amostra pode ser retirado do termociclador.
4. Preparar um 2% de gel de agarose nativa.
   1. Medir 2,4 g de agarose em um copo de 600 ml. Adicionar 120 ml de tampão TBE 0,5x (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) e 30 ml de água desionizada destilada no copo.
   2. Microondas durante 3 minutos (ou 40 - 60 segundos mais depois da fervura). Repor a água perdida durante a evaporação através da adição de 30 ml de água, o que ajuda a manter a concentração de agarose, o gel a 2%.
   3. Agitar o conteúdo do copo durante 1 min num banho de água fria. Adicionar 1 ml de 1,2 M de _MgCl2 (para fazer uma de 10 mM de MgCl ₂ concentração no gel) e pré-manchar o engenho gelh 6 ul de corante SYBR Seguro (1: 20.000).
   4. Despeje a solução de gel em uma caixa de gel seco e inserir um 1,5 mm de espessura de 12 poços pente eletroforese em gel. Deixar a solução solidificar para 15 - 30 min em uma plataforma ainda.
   5. Pour tampão de gel de corrida (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM e _MgCl2 10 mM) na caixa de gel. Carga 2 - 3 mL de 1 kb escada de DNA em um poço de gel de agarose. Misturar 4 ul de corante azul de bromofenol a 6X (0,25% azul de bromofenol, Tris 5 mM, EDTA 1 mM, MgCl2 10 _mM e glicerol a 30%) com 20 ul da amostra da tela molecular e carregar a solução em outro poço do em gel de agarose.
5. Execute o nativo 2% de agarose durante 2 horas a 100 V num banho de água gelada (azul de bromofenol, mostrado em azul, corre mais rápido do que fios de componentes para que ele possa servir como um indicador de que se o tempo de 2 horas de corrida é o caso).
6. Imagem do gel utilizando um scanner de gel com um filtro adequado para o SYBR mancha segura (Figura 2B ).
7. Em uma luz azul transilluminator, extirpar a banda dominante com mobilidade similar à faixa de 1.500 pares de bases do DNA escada 1 kb usando uma lâmina de barbear limpa afiada. Coloque a peça de gel desejada (s) em uma coluna de rotação e, em seguida, triturar o gel em pedaços finos utilizando um pilão microtubo. Centrifuga-se a 438 xg durante 3 min a 4 ° C.
8. Medir a concentração do ADN utilizando um espectrofotómetro de ultra-violeta a 260 nm.
   1. Utilizar 2 ul de ADNase ultrapura / água destilada-RNase livre como o branco para calibrar a máquina.
   2. Utilizar um volume equivalente de a amostra recolhida a partir da coluna de centrifugação para obter uma estimativa da concentração de ADN. O valor medido de concentração ("um" = ng / ul) obtida a uma absorção de UV de 260 nm vai ajudar a determinar o factor de diluição para a AFM e de imagem TEM.
   3. Converter a concentração medida a partir de "um" (ng / mL) com "b" (nM) seguinte b = a x 10 ⁶ / (330 &# 215; número de nucleótidos).
      NOTA: O peso molecular de um nucleótido é de 330 g / mol. O valor da concentração molar calculada irá determinar o fator de diluição para a AFM e TEM de imagem. Como para o caso de um 24H × 28T rectângulo, a medição comum para a amostra purificada é de cerca de 10-60 ng / mL. À medida que o número de nucleótidos de uma tal estrutura é 14,616 Da, a concentração molar é de cerca de 2-12 nM. A concentração final é determinada pela recolha de rendimento (cerca de 20 - 50%) a partir da centrifugação e o volume da banda de gel excisada para fora (quanto maior o volume, o mais diluir a amostra purificada).

3. Microscopia de Força Atômica Imagem

1. Descasca mica ligado a um disco de amostra metálica usando fita adesiva para obter uma superfície plana e coloque o disco de amostra para o palco de imagem.
2. Adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 5 ul (2-5 nM) da amostra purificada do 24H × 28Tretângulo para a superfície recém-mica clivada. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min.
3. Instale AFM chip de cantilever nitreto de silício em um suporte cantilever. Use uma ponta triangular C (freqüência de ressonância, f ₀ = 40-75 kHz; mola constante, k = 0,24 Nm ^-1) para a imagem latente.
4. Uma imagem de amostra no modo de tocar fluido. Utilize os seguintes parâmetros de imagem para digitalização: digitalização tamanho de 2 mm, 1.024 linhas de resolução e velocidade de varredura de 0,5-1 Hz (Figura 2C).
5. Se necessário, adicionam-se 10 ul ou mais de 10 mM de _NiCl2 solução para aumentar a resistência de ligação de ADN ^29-mica.

4. Preparação de Amostras para Streptavidin Labeling

1. Criar manualmente o rectângulo 24H × 28T tal que fios de pega em locais específicos são incorporados para serem complementares às cadeias anti-pega com modificação biotina, que por sua vez são capazes de se ligar a streptavidem especificamente.
   1. Modificar a tela molecular, anexando um 'segmento de 3 17 nucleótidos, que consiste de uma sequência de duas sequências de nucleótidos (TT) como um espaçador e um identificador de 15 nucleótidos (GGAAGGGATGGAGGA) para os azulejos 14 na fila superior 14 e na parte inferior telhas linha do rectângulo (Figura 3A) para rotular o limite. Esta sequência é complementar de uma 3 'biotina modificada cadeia anti-pega (TCCTCCATCCCTTCC-biotina).
2. Para a rotulagem interna, anexar o segmento 3 '17 nucleotídeos para 8 azulejos internos e 6 azulejos de contorno do retângulo (Figura 4A).
   1. Misturar os fios 28 com alças (rotulagem limite) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (334 fios) para fazer uma solução estoque 200 nM. Misturar os fios 14 com alças (rotulagem interno) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (348 fios) para se obter uma solução estoque 200 nM.
3. Para borotulagem undary, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 6 uL de 100 uM de biotina os fios modificado anti-pega, 10 ul de 10X o recozimento tampão A, e 34 ul de água destilada desionizada para um 0,1-0,2 tubo de ensaio ml PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final do fio modificado anti-biotina pega é de 6000 Nm. Note-se que 28 moléculas do anti-lidar com biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para a cadeia anti-lidar com biotina modificada é superior a 100% para fazer a ligação favorável.
4. Para a marcação interna, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 3 ul de anti-lidar com o fio interno biotina modificada a 100 uM, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a A, 37 ul de água destilada desionizada para um 0,1 - 0,2 ml de tubo de ensaio de PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final de biotina de anti-modifi punho ed vertente é de 3000 nM. Note-se que 14 moléculas do anti-handle biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para lidar com anti-cadeia modificada biotina é superior a 100% para fazer a ligação favorável.
5. Recozer ambas as amostras em um termociclador durante 17 horas utilizando os passos descritos em 2.3.
6. Preparar um 2% de gel de agarose nativa como descrito nas etapas 2.4.
7. Purifica-se ambas as amostras, tal como descrito nas etapas 2.5.
8. Medem-se as concentrações das estruturas de ADN desejadas conforme descrito nas etapas 2.6.

5. Microscopia de Força Atômica para a rotulagem Streptavidin

1. Imagem cada amostra utilizando um AFM tal como descrito no passo 3 (Figuras 3B e 4B).
2. Depois da primeira ronda de imagem latente, adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 1 ul de estreptavidina a 10 mg / ml para a amostra. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min antes recriação de imagens (Figuras 3C e 4C).

_title "> 6. conversão de um retângulo em um tubo

1. A fim de projetar um tubo com base no retângulo, manter todos os componentes em SSTs lugar, exceto as linhas superior e inferior. Introduzir uma nova linha cujo SSTs são projetados concatenando os superiores e inferiores meias-telhas de suas respectivas colunas para ciclizar o retângulo original em um tubo de conformação (Figura 5A).
2. Misture a nova linha de fios (fios 14) com os fios que compõem o 24H × 28T rectângulo excluindo as linhas superior e inferior (336 cadeias) para se obter uma solução estoque 200 nM.
3. Seguir a purificação em gel de passos 2,2 - 2,7 (Figura 5B).

7. Microscópio Eletrônico de Transmissão de imagem

1. Pesar 0,06 g de formiato de uranilo em 3 ml de água destilada para preparar uma solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%. Filtra-se a solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%, utilizando um filtro de 0,2 um ligado a uma seringa.
   1. Adicionam-se 5 ul deNaOH 5 N para 1 mL de solução de coloração foi filtrada. Resumidamente vortex a solução e centrifugar a 20000 x g.
2. Fulgor descarregar as grades revestidas de carbono (lado revestido virado para cima) com as seguintes configurações: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar e polaridade Alta Tensão negativa.
3. Use uma pinça de fecho automático para agarrar uma grade tratados brilho descarregador da borda.
4. Pipetar 3,5 mL de amostra para a grade para 4 min. Utilizar um pedaço de papel de filtro para pavio fora da amostra, levando o papel de filtro em contacto com a rede, a partir do lado.
5. Imediatamente adicionar 3,5 ml da solução de coloração sobre a grelha durante 1 min.
6. Pavio fora a mancha como em 7.4 e mantenha o papel de filtro contra a grade para 1 - 2 min.
7. Transfira a grade para um suporte de amostra TEM e imagem usando um JEOL JEM-1400 operado a 80 kV com ampliação variando de 10 K para 80 K (Figura 5C).

8. A construção de formas arbitrárias usando a Molecular Canvas

1. Identificar uma forma e seleccionar os fios que correspondem à forma sobre a tela molecular. Para uma forma de triângulo por exemplo, selecionar 206 362 fios para fora da tela molecular.
2. Substituir o domínio expostos (isto é, ao longo da hipotenusa do triângulo) com um segmento de poli-T 10-11 nucleótidos de comprimento (desenho 1 na Figura 6A), ou adicionar um protector de arestas que é complementar ao domínio exposta e terminá-la com um 10-11 nucleótidos de comprimento do segmento de poli-T (desenho 2 na Figura 6A) para evitar a agregação.
   NOTA: Simplesmente recozimento das TSM que correspondem aos pixels do triângulo (sem usar fios protector) vai levar a agregação e nenhuma formação de banda do produto distinto num gel. Use o projeto protetor de borda de várias formas, pois é mais eficiente dos recursos; ele requer apenas quatro conjuntos de fios adicionais (Figura 6c), em comparação com 14 conjuntos adicionais na concepção de substituição (Figure 6B).
3. Criar uma biblioteca de cadeia para a tela molecular 310-pixel que inclui o núcleo set (a tela 362 SST), grupo 1 (* protetores de borda que se ligam a um domínio de um SST), jogo 2 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 2 de um SST), 3 Set * (protetores de borda que se ligam ao domínio 3 de um SST) e conjunto de 4 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 4 de SST) para dar um total de 1.344 protetores de borda.
4. Centrifugar as placas de 96 poços para os diferentes conjuntos de cerca de 10 s. Pipetar para fora os fios desejados a partir das placas, a fim de produzir uma solução stock de uma certa forma.
   1. Para a forma de um triângulo com protetores de borda, pipeta 1 ml de 206 fios do conjunto de núcleo, 0 conjunto de 1 *, 0 conjunto de 2 *, 0 conjunto de 3 * e 24 cordões de conjunto de 4 * em um 2 ml de centrífuga tubo. Adicionar 20 ul de água desionizada destilada ao tubo para fazer uma solução estoque 400 nM das cadeias de ADN.
5. Adicionar 50 ul da solução estoque 400 nM de ADN stra nds, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a B (mM de Tris, pH 7,9, 10 mM de EDTA, 125 mM de MgCl ₂ 50) solução de estoque e 40 ul destilada _H2O desionizada para um tubo de PCR de 0,2 ml. Isto faz com que uma amostra de 100 ul do triângulo em 1X tampão de emparelhamento B (5 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, _MgCl2 12,5 mM) com fios a uma concentração de cerca de 200 nM por cordão.
6. Recozer a mistura em um termociclador durante 17 horas como descrito no passo 2.3.
7. Preparar um 2% de gel de agarose nativo tal como descrito no passo 2.4.
8. Purifica-se a amostra, tal como descrito na etapa 2.5.
9. Medir a concentração de ADN como descrito no passo 2.6.
10. Imagem da amostra sob AFM tal como descrito no passo 3 (Figura 7C e 7D).
11. Escolher e misturar fios para diferentes formas usando a mesma biblioteca vertente. Emparelhar as diferentes soluções e combinar amostras purificadas de diferentes formas para economizar tempo durante AFM imagem.

jove_title "> 9 Opcional:. Robot Automation da forma do projeto e Líquido Misturar

1. Use um programa MATLAB personalizado para auxiliar no projeto de formas complexas.
2. Usar o software para entregar instruções sob a forma de uma sequência de pipetagem a um manipulador de robô líquido. Use o manipulador de líquidos robô para selecionar e misturar os fios que constituem a forma de destino.
   NOTA: Projeto Forma e vertente mistura foi automatizado para reduzir o erro humano e fazer a construção menos trabalho intensivo.

10. retângulos e tubos em diferentes escalas

1. Construir diferentes rectângulos de tamanho (Figura 10), simplesmente alterando o número de hélices paralelas (H) e o número de voltas helicoidais (T).
2. Siga o passo 3 para um retângulo de tamanho específico.
3. Siga o passo 6 para um tubo de tamanho específico.

Resultados

A auto-montagem de SST (Figura 1) vai produzir uma 24H × 28T rectângulo, conforme ilustrado na Figura 2. As sequências de ADN para as diferentes SST pode ser modificada / optimizado para permitir rotulagem estreptavidina (Figura 3 e 4), a transformação de um retângulo para dentro de um tubo (Figura 5), a auto-montagem de SST programável para formar tubos e rectângulos de diversos tamanhos (Figura 10), e a constr...

Discussão

No passo de formação da estrutura, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 15 mM) na mistura cadeia de ADN para nanoestruturas de DNA auto-montar. Do mesmo modo, no passo de caracterização em gel de agarose / purificação, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 10 mM) em gel e o tampão de gel de corrida para reter as nanoestruturas de ADN durante a electroforese. Para a estrutura 24H × 28T rect...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
DNA Strands	Integrated DNA Technology		Section 3.1
SYBR Safe DNA gel stain	Invitrogen	S33102	Section 3.4.2
Freeze'N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns	BIO-RAD	731-6166	Section 3.6
Bruker's Sharp Nitride Lever Probes	Bruker AFM Probes	SNL10	Section 4.3
Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator	Invitrogen	G6600	Section 3.6
Centrifuge 5430R	Eppendorf	5428 000.414	Section 3.6
Transmission Electron Microscope	Jeol	Jem 1400	Section 7.4
Multimode 8	Veeco		Section 4
Typhoon FLA 9000 Laser Scanner	GE Heathcare Life Sciences	28-9558-08	Section 3.5
Ultrapure Distilled water	Invitrogen	10977-023	Section 3.7.1
Mica disk	SPI Supplies	12001-26-2	Section 4.1
Steel mounting disk	Ted Pella, Inc.	16218	Section 4.1
carbon coated copper grid for TEM	Electron Microscopy Sciences	FCF400-Cu	Section 7.2
tweezers	Dumont	0203-N5AC-PO	Section 7.31
glow discharge system	Quorum Technologies	K100X	Section 7.2
DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler	BIO-RAD	PTC–0240G	Section 3.3
Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems	ThermoScientific	B2	Section 3.4.3
Seekam LE Agarose 500G	Lonza	50004	Section 3.4.1
GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp	ThermoScientific	SM1333	Section 3.4.4
Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer	ThermoScientific		Section 3.7
0.2 um filter	Corning Inc.	431219	Section 7.1.2