Um ensaio baseado em fluorescência de Fosfolípido scramblase Atividade

Resumo

We describe a fluorescence-based assay to measure phospholipid scrambling in large unilamellar liposomes reconstituted with opsin.

Resumo

Scramblases fosfolípidos translocar através da bicamada de membrana bidireccionalmente de uma forma independente de ATP. A primeira a ser identificada scramblase bioquimicamente e verificou-se opsina, a apoproteína da rodopsina dos fotorreceptores. A rodopsina é um receptor acoplado a proteína G localizado em membranas de discos haste fotorreceptoras da retina, onde é responsável pela percepção da luz. Atividade scramblase da rodopsina não depende do seu ligando 11- cis-retinal, ou seja, a opsina apoproteína também atua como um scramblase. Embora fosfolípido constitutiva e regulada scrambling desempenhar um papel importante na fisiologia da célula, apenas alguns scramblases de fosfolípidos foram identificados até agora, além de opsina. Descrevemos aqui um ensaio baseado em fluorescência de actividade scramblase de opsina. Opsina é reconstituído em grandes lipossomas unilamelares compostos por fosfatidilcolina, fosfatidilglicerol e uma quantidade traço de fluorescente marcado com NBD PC (1-palmitoyl-2- {6- [7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-il) amino] hexanoil} - sn-glicero-3-fosfocolina). scramblase actividade é determinada medindo a extensão em que as moléculas de NBD-PC localizados no folheto interno da vesícula é capaz de aceder ao folheto exterior, onde a sua fluorescência é eliminado quimicamente por um agente de redução que não pode atravessar a membrana. Os métodos que descrevem têm aplicabilidade geral e podem ser utilizados para identificar e caracterizar as actividades scramblase de outras proteínas de membrana.

Introdução

A rodopsina dos fotorreceptores, um receptor acoplado a proteína G prototípico (revisto por exemplo, na referência ^1), é a primeira scramblase a ser identificado e bioquimicamente verificada ^2,3. Scramblases são transportadores de fosfolipídios que aumentam a taxa intrinsecamente lenta de transbilayer movimento fosfolipídios para fisiologicamente níveis apropriados em um bidirecional, forma ATP-independente ^4-6. Exemplos de as suas acções podem ser encontradas no retículo endoplasmático e na membrana citoplasmática de bactérias, onde constitutiva de cifragem é necessária para a homeostase da membrana e crescimento, bem como para uma variedade de vias de glicosilação ^5. Fosfolípido scrambling regulada é necessária para expor a fosfatidilserina (PS) sobre a superfície de células apoptóticas, onde actua como um "comer-me" -signal para macrófagos ⁷ e proporciona uma superfície de pró-coagulante nas plaquetas sanguíneas activadas para catalisar a produção do factor de proteínass necessário para a coagulação do sangue. Em membranas de discos fotorreceptoras, actividade de cifragem de rodopsina foi sugerido para compensar o desequilíbrio de fosfolípido entre os dois folhetos da membrana de bicamada que é gerado pelo ATP-dependente, lípido unidireccional flipase ABCA4 ^{4,8,9 10-12.}

Apesar da importância fisiológica da scramblases, a sua identidade permanecido elusivos até rodopsina foi reportado como um scramblase em discos fotorreceptoras ^2, membros da família de proteínas TMEM16 foram identificados como ^{de Ca2 +} dependentes de scramblases necessários para a exposição de PS na membrana plasmática (revisto em referência ^13), e a proteína bacteriana FTSW foi proposto como um lípido II scramblase necessária para a síntese do peptidoglicano ^14. Estas descobertas basearam-se na reconstituição de proteínas purificadas em lipossomas e demonstração de actividade scramblase nas proteolipossomas resultante utilizando a metodologia described aqui. Outros potenciais scramblases ^15-21 - as proteínas MurJ e AMJ implicados na biossíntese dos peptidoglicanos, WzxE e proteínas relacionadas implicada na cifragem precursores de O-antigénio, proteína MprF necessário para translocar fosfatidilglicerol aminoacilado através da membrana citoplasmática de bactérias, e membros da família Xkr8 que têm sido propostos para expor PS na superfície de células apoptóticas - continuam a ser testado bioquimicamente. Isso destaca a importância de um ensaio robusto para identificar e caracterizar a atividade scramblase.

Aqui, nós descrevemos a reconstituição de opsina purificada, a apoproteína da rodopsina de fotorreceptores, em vesículas unilamelares grandes (LUV), e a análise subsequente da actividade de scramblase nas proteolipossomas resultantes usando um ensaio baseado em fluorescência. Existem vários protocolos descritos poços disponíveis na literatura para a expressão heteróloga e purificação de opsina, portanto, não serádescrevê-lo neste protocolo; usamos os protocolos descritos em Goren et ai. ³ que produz FLAG-tag, opsina termoestável a cerca de 100 ng / ul em 0,1% (w / v) dodecylmaltoside (DDM).

A reconstituição é conseguida por tratamento com LUV detergente suficiente para que elas incham mas não se dissolvem. Sob estas condições, uma proteína de membrana - fornecido na forma de micelas de detergente-proteína - irá integrar-se os lipossomas e tornar-se reconstituída para a membrana do lipossoma após a remoção de detergente, resultando em proteolipossomas. Para reconstituir opsina (obtido na forma de uma proteína purificada em 0,1% (w / v) DDM), LUV são preparados a partir de uma mistura de POPC (1-palmitoil-2-oleoyl--sn-glicero-3-fosfocolina) e POPG (1- palmitoil-2-oleoyl--sn-glicero-3- [fosfo-rac- (1-glicerol)]) e saturou-se com DCM antes de adicionar opsina e NBD-PC. O detergente é então removido por tratamento da amostra com contas de poliestireno.

lass = "jove_content"> O princípio subjacente ao ensaio baseado em fluorescência é mostrado na Figura 1B. LUV são simetricamente reconstituída com uma quantidade vestigial de NBD-PC ou outro fosfolípido repórter fluorescente NBD-rotulado (Figura 1A). Por adição de ditionito, um dianião de membrana-impermeabilizante, moléculas de NBD-PC na monocamada externa dos LUV são tornadas não-fluorescente como a nitro-grupo de NBD é reduzido a um grupo amino não-fluorescente. Como nem moléculas NBD-PC nem ditionito são capazes de atravessar a membrana sobre a escala de tempo da experiência (<10 minutos), o que resulta em redução de 50% do sinal de fluorescência. No entanto, se os lipossomas são reconstituídos com uma scramblase, moléculas de NBD-PC no folheto interno pode precipitação rapidamente para o exterior, onde eles são reduzidos. Isso resulta na perda total de fluorescência, no caso ideal (Figura 1C).

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. Figura 1: Representação esquemática do ensaio de actividade scramblase O ensaio utiliza um repórter lípido marcado com NBD fluorescente; NBD-PC é mostrado (A). As grandes vesículas unilamelares são reconstituídos com uma quantidade vestigial de NBD-PC. Reconstituição produz vesículas simétricas, com NBD-PC distribuído igualmente nos folhetos exteriores e interiores. Ditionito de (S ₂ O ₄ ^2-) quimicamente reduz o grupo nitro de NBD para um grupo amino não-fluorescente. Tratamento de lipossomas livres de proteínas com ditionito (B, parte superior) provoca uma redução de 50% da fluorescência uma vez que apenas as moléculas de NBD-PC na monocamada externa são reduzidas: ditionito é carregada negativamente e não pode atravessar a membrana para reagir com as moléculas de NBD-PC no folheto interno. Tratamento ditionito de proteolipossomas contendo opsina (B, parte inferior), isto é, proteolipossomas scramblase-activo, resulta em perda de 100% do Fluorescence como opsina facilita o movimento de NBD-PC entre o interior e o folheto externo. (C) mostra vestígios de fluorescência obtidos idealizadas no tratamento de lipossomas livres de proteínas e proteolipossomas contendo opsina com ditionito. A taxa de perda de fluorescência é o mesmo em ambos os casos, indicando que a redução química de NBD por ditionito é limitante da taxa, e que o embaralhamento ocorre a uma velocidade igual ou maior do que a velocidade da reacção química. Traços obtidos a partir de um experimento real são mostrados na Figura 3. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Os métodos que descrevem pode ser utilizado para a reconstituição e ensaio de outras proteínas purificadas, bem como misturas de proteínas de membrana obtida, por exemplo, por extracção com detergente ²² microssomas.

Protocolo

1. Preparação dos lipossomas e proteolipossomas

1. Formação de lipossomas
   1. Usando uma seringa de vidro, adiciona 1435 ul POPC (25 mg / ml, em clorofórmio) e 160 ul POPG (25 mg / ml, em clorofórmio) para um balão de fundo redondo para se obter 52,5 umol lípidos numa razão molar de POPC: POPG = 9: 1.
   2. Secam-se os lípidos para 30 min, utilizando um evaporador rotativo a uma velocidade de rotação de 145 rpm (sem banho de água é necessária para este volume de solvente), e depois transferir o frasco para um secador de vácuo durante pelo menos três horas, ou durante a noite, à temperatura ambiente (RT).
   3. Hidratar a película de lípido seca com 10 ml de HEPES 50 mM pH 7,4, NaCl 100 mM (daqui em diante referido como tampão A) agitando suavemente o balão até uma homogéneos, resultados suspensão turva;
      NOTA: A concentração de lípido nesta fase deve ser de 5,25 mM como não há perdas deve ter ocorrido até agora.
   4. Sonicar a suspensão num banho de água durante 10 min à temperatura ambiente com uma frequência óF 40 kHz. A solução vai olhar um pouco mais clara.
   5. Usando um extrusor, passar a suspensão a 10 vezes através de uma membrana com um tamanho de poro de 400 nm, seguido de um segundo ciclo de extrusão com 4 passagens através de uma membrana com um tamanho de poro de 200 nm.
      NOTA: O diâmetro médio dos LUV resultantes é de ~ 175 nm. Se necessário, o tamanho e homogeneidade dos LUV podem ser verificados por dispersão de luz dinâmica de acordo com as instruções do fabricante.
   6. Quantificar a concentração de fosfolípidos da suspensão LUV como descrito na secção 1.2).
      NOTA: Devido às perdas durante a extrusão, a concentração é geralmente cerca de 3,6 mM.
   7. Armazenar os LUV a 4 ° C durante cerca de 2 semanas se não for usado imediatamente.
2. Quantificação Phospholipid
   NOTA: Para determinar a concentração de fosfolípidos da suspensão LUV utilizada para a reconstituição, bem como a dos proteolipossomas que, eventualmente, são gerados, uma alíquota da amostra é subjected à oxidação pelo ácido perclórico. Este procedimento decompõe fosfolípidos para libertar fosfato inorgânico que é em seguida quantificado por um ensaio colorimétrico, em comparação com os padrões de ^23.
   1. Prepara-se uma solução estoque de 40 mM de fosfato de sódio (Na ₂ HPO ₄₎ em água desionizada destilada.
   2. Diluir a solução estoque com água destilada deionizada para obter 4 mM e 0,4 mM soluções que servirão como padrões de calibração de trabalho.
   3. Usando as soluções de trabalho, preparar padrões em tubos de 13 x 100 mm ² de vidro que vão de 0 a 80 nmoles de fosfato de sódio, num volume final de 50 ul.
   4. Tomar 10 ul de cada uma das amostras e LUV proteolipossoma a serem quantificados e dilui-se com 40 jil de _ddH2O em 13 tubos x 100 mm ² de vidro.
      NOTA: Como a concentração de lípidos das LUV e proteolipossomas está na gama de 2,5-5 | iM, os 10 ul da amostra deve conter 25-50 nmol de lípido de fósforo.
   5. Adiciona-se ácido perclórico a 300 ul a cada um dos padrões e amostras e calor durante 1 hora a 145 ° C num bloco de aquecimento. Colocar os tubos em berlindes para prevenir a evaporação.
   6. Deixe os tubos arrefecer até à temperatura ambiente e adiciona-se 1 ml de ddH ₂ O.
   7. Adicionar 400 ul de cada recém-preparada de 12 g de molibdato de L / de amónio e 50 g / l de ascorbato de sódio e agitar com vortex para misturar.
   8. Aquecer durante 10 min a 100 ° C com berlindes no topo dos tubos. Retire os tubos do bloco de aquecimento e deixou-se arrefecer até à temperatura ambiente.
   9. Medir a absorção das amostras contra a (amostra padrão contendo fosfato de sódio 0 nmol) em branco com um espectrómetro, num comprimento de onda de 797 nm.
   10. Determinar o teor de fosfato de amostras em relação à curva padrão de calibração.
3. Reconstituição de Opsina
   NOTA: É necessário determinar as condições óptimas para a reconstituição de inchamento uma vez que estes dependem da natureza do detergente, bemcomo a composição de lípido e concentração das LUV. Como LUV alterar as suas propriedades de dispersão de luz no inchaço do processo pode ser monitorizada por medição da absorvência (Figura 2) como revisto por Rigaud e Levy ²⁴ e Geertsma et ai. ^25.
   1. Pipetar 800 l de LUV (a partir da Secção 1.1, tal como a recuperação de lípido após a extrusão é de 70%, a concentração esperada de LUV é fosfolípido 3,6 mM) num tubo de microcentrifugação de 2 ml.
   2. Adicionar 5,3 mL de tampão A e 34,7 ul de 10% (w / v) DDM dissolvido em tampão A.
   3. Incubar durante 3 h à temperatura ambiente com mistura-sobre-extremidade final.
   4. Enquanto isso, prepare as esferas de poliestireno:
      1. Use 400 mg de contas por amostra e pesá-los para fora em um copo de vidro.
      2. Lavar duas vezes com metanol, três vezes com água e uma vez com tampão A. Para cada utilização passo de lavagem de 5 ml de líquido e agita-se lentamente durante 10 min.
         NOTA: Recomenda-se a preparar o poliestirenogrânulos para várias amostras ao mesmo tempo, por exemplo, pesam em 6 g de pérolas e lava-se com 75 ml de líquido. grânulos excesso pode ser armazenado num frigorífico durante vários dias.
   5. Durante os últimos 30 min de desestabilização vesícula secar o fosfolípido NBD-rotulados num tubo com tampa de rosca de vidro ( 'reconstituição tubo de vidro'): por exemplo, 9,5 ul de NBD-PC (1 mg / ml em clorofórmio, obtendo-se 0,4% em mol de fosfolípidos totais) são secas sob uma corrente de azoto num tubo de vidro e subsequentemente dissolvido em 45 ul de 0,1% (w / v) em tampão A. DDM
   6. Após 3 h de desestabilização vesícula adicionar o fosfolipido Dissolveu-NBD-marcado, a proteína solubilizada e DDM-tampão A de tal modo que o volume final de 1 ml contém 0,36% (w / v), isto é, 7 mM, DDM.
      1. Assim, para gerar lipossomas livres de proteínas (utilizado como uma amostra de controlo) adicionar 45 ul de NBD-PC (dissolvidos em 0,1% de DDM), 60 ul de 0,1% de DDM e 55 ul de tampão A; para proteolipossomos acrescentar, para o examePLE, 40 ul de proteína (a partir de uma solução-mãe típica de ~ 110 ng / ul) em 0,1% de DDM, 45 ul de NBD-PC (dissolvidos em 0,1% de DDM), 20 ul de 0,1% de DDM e 55 ul de tampão A .
         NOTA: A ordem de adição deve ser conforme listado.
   7. Misturar a amostra para um fim horas adicionais sobre a extremidade, à temperatura ambiente.
   8. Adicionar 80 mg de pérolas de poliestireno preparadas e incubar a amostra com a extremidade-sobre-extremidade mistura durante 1 h à TA.
   9. Em seguida adicione um adicional de 160 mg de grânulos de poliestireno e incubar com ponta-a-ponta a mistura durante mais 2 horas à temperatura ambiente.
   10. Transferir a amostra (deixando os grânulos de poliestireno passados ​​para trás) a um tubo de vidro com tampa de rosca contendo 160 mg de grânulos de poliestireno frescos e misturar durante a noite a 4 ° C.
       NOTA: A maneira mais fácil de transferir a amostra e evitar sugando grânulos é a utilização de uma pipeta de Pasteur, que é empurrada para a parte inferior do tubo de vidro com uma pequena pressão positiva. Uma vez que a ponta da pipeta é firmemente nofundo do tubo, em seguida, a amostra pode ser retirada facilmente, sem interferência a partir das esferas.
   11. Na manhã seguinte, transferir a amostra para um tubo de microcentrífuga sem carregar sobre contas e colocar no gelo na preparação para o ensaio da atividade scramblase.

2. Ensaio de Actividade scramblase

NOTA: A intensidade de fluorescência de lipossomas ou proteolipossomas diluídas com tampão A é monitorizada ao longo do tempo após a adição de ditionito num espectrómetro de fluorescência. Para se obter uma intensidade de partida estável, a fluorescência é registada por pelo menos 50 segundos (ou até que um sinal estável é alcançada) antes de adicionar ditionito a uma amostra constantemente agitada e é, então, seguido por, pelo menos, 500 segundos após a adição de ditionito.

1. Adicionar 1,950 mL de tampão A a uma tina de plástico contendo um mini-barra de agitação.
2. Adicionar 50 ul da Proteo preparada (lipossomas) e deixar equilibrar a amostra no espectrofotómetro de fluorescênciamedidor com agitação constante durante vários segundos.
3. Enquanto isso preparar uma solução de 1 M de ditionito em Tris 0,5 M não tamponada (por exemplo, para duas amostras pesam-se 20 mg de ditionito num tubo de microcentrifugação e dissolve-se em 114 mL de gelo frio de Tris 0,5 M directamente antes da utilização e manter em gelo para o próximo amostra).
   NOTA: A solução de ditionito deve ser preparada imediatamente e não deve ser usado mais de 20 minutos após a preparação; Se muitas medições estão a ser feitas, alíquotas de ditionito pode ser pesado com antecedência e dissolveu-se imediatamente antes da utilização.
4. Iniciar a monitorização da fluorescência (excitação 470 nm, emissão a 530 nm, fenda de largura de 0,5 nM).
5. Adicionar 40 ul da solução de ditionito de 1 M para a cuvete 50 segundos depois de começar a gravação de fluorescência (use o septo na tampa da câmara de cuvete se possível) e continuar a gravar a fluorescência para um outro 400-600 seg.
6. Analisar os dados conforme descrito na seção 3.

3.Análise de dados

1. Cinética de Scrambling
   1. Caracterizar o rastreio de fluorescência de cada amostra obtida pelo ensaio de actividade scramblase definindo a fluorescência inicial, F _I, antes de se adicionar ditionito, e a fluorescência de ponto final, F, alcançado após> 400 seg. F _i é determinada para cada amostra como o valor médio de fluorescência para o período de 30 segundos antes da adição de ditionito.
   2. Determinar os dados de ponto de extremidade correspondente à extensão da redução da fluorescência, R = 100 • F / F _i. Usamos os termos R _L para os lipossomas livres de proteínas e R _P para proteolipossomas contendo opsina.
2. Determinação do peso molecular do Funcionalmente reconstituído scramblase
   1. Converter os dados de redução de fluorescência de acordo com a seguinte equação:
      P (≥1 scramblase) = (R _P - R _L) / _(Rmax - R _L) (Equação 1)
      NOTA: Onde _Rmax é a redução máxima que é obtida quando a proteína suficiente é reconstituído de modo a que todas as vesículas na amostra possuem pelo menos um scramblase funcional, e P é a probabilidade de que uma vesícula particular numa amostra reconstituída é 'scramblase-activo ", isto é, que possui pelo menos um scramblase funcional. O valor de R _L é tipicamente 45% ³ enquanto que _Rmax é tipicamente 82,5% ^3, em vez do esperado 100% (R _máx pode ser determinada experimentalmente para proteolipossomas opsina com um PPR de> 1 mg / mmol). Como _Rmax <100%, presume-se que uma sub-população de vesículas é refractário à reconstituição. Por R _max = 82,5%, a fração de vesículas que é incapaz de aceitar a proteína é de 0,35.
   2. Descrever a relação entre P (≥1 scramblase) e PPR (mg de proteína / fosfolípido mmol) por estatística de Poisson da seguinte forma:
      P (≥1 scramblase) = 1 - e ^{-m = 1 - exp (-PPR / α) (equação 2)
      NOTA: em que m = número de scramblases por vesícula e α = constante ajuste de mono-exponencial em unidades de mg de proteína fosfolípido / mmol.}
   3. Como uma fracção das vesículas não contribui para a cifragem mesmo em alta PPR (ver discussão), modificar a equação:
      P (≥1 scramblase) = 1 - exp (-PPR * / α) (Equação 3)
      NOTA: Se PPR * = PPR / (1- f), em que f é a população de vesículas ou refractário, neste caso, PPR * = PPR / 0,65 (Equação 4).
      NOTA: O α constante ajuste é determinada ajustando um gráfico de p (≥1 scramblase) versus PPR * com uma função mono-exponencial. Se opsina (peso molecular 41,7 kDa) reconstitui funcionalmente em vesículas de 175 nm de diâmetro (cada vesícula tem 280.000 fosfolipídios ²⁶⁾ como um monômero, a = 0,187 mg mmol ^-1. Se opsina dimeriza antes da reconstituição ^3, para se obter vesículas scramblase-activo, em seguida, α= 0,37 mg mmol ^-1. Se em vez de PPR PPR * estavam a ser utilizados para a análise, em seguida, os valores correspondentes ct seria 0,122 e 0,244 mg mmol ^-1. Estes valores previstos para α assumir que todas as moléculas opsina são funcionalmente competente. Se apenas uma fracção das moléculas é competente para embaralhar lípidos, em seguida, os valores correspondentes de α será maior.

Resultados

Descreve-se a reconstituição de opsina em LUV para caracterizar a sua actividade scramblase usando um ensaio baseado em fluorescência. Analisamos os resultados para colocar um limite inferior na taxa de fosfolípido mediada por opsina cifragem e para determinar o estado oligomérico em que opsina reconstitui funcionalmente para as vesículas.

Para identificar as condições óptimas de reconstituição, é necessário deter...

Discussão

O ensaio de atividade scramblase permitiu-nos inicialmente para determinar que opsina tem actividade scramblase ^2. O ensaio também permitiu-nos caracterizar a actividade scramblase de opsina por meio de testes de especificidade (foi utilizada uma variedade de lípidos repórter NBD-rotulados como NBD-fosfatidiletanolamina, marcado com NBD em uma cadeia de acilo, tal como mostrado para NBD-PC na Figura 1A, ou na headgroup, NBD-esf ingomielina ou NBD- fosfatidilserina ^2), o efeito d...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine	Avanti Polar Lipids	850457C	POPC
1-Palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-rac-(1-glycerol) (sodium salt)	Avanti Polar Lipids	840457C	POPG
1-palmitoyl-2-{6-[7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl)amino]hexanoyl}-sn-glycero-3-phosphocholine	Avanti Polar Lipids	810130C	NBD-PC
4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid	VWR Scientific	EM-5330	HEPES
NaCl	Sigma	S7653-1KG	NaCl
Dodecyl-β-D-maltoside	Anatrace	D310 5 GM	DDM
Fluorimeter cuvettes	sigma	C0918-100EA	cuvettes
Spectrofluorometer	Photon Technology International, Inc.	fluorimeter
Sodium hydrosulfite technical grade, 85%	Sigma	157953-5G	dithionite
GraphPad Prism 5 software			Prism
Tris Base	VWR	JTX171-3	Tris
LIPEX 10 ml extruder	Northern Lipids, Inc.		Extruder
Whatman, Drain disc, PE, 25 mm	Sigma	28156-243	Disc support
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes, 0.4 µm, 25 mm diameter	Sigma	WHA110607	400 nm membrane
Whatman Nucleopore Track-Etched Membranes, 0.2 µm, 25 mm diameter	Sigma	WHA110606	200 nm membrane
sodium phosphate	Sigma	S3264-500G
VWR Culture Tubes, Disposable, Borosilicate Glass, 13 x 100 mm	VWR Scientific	47729-572	glass tubes
Perchloric acid	Sigma	30755-500ML
Ammonium Molybdate Tetrahydrate	Sigma	A-7302	ammonium molybdate
(+)-Sodium L-ascorbate	Sigma	A7631-25G	sodium ascorbate
Bio-Beads SM2 adsorbents	Bio Rad	1523920	polystyrene beads
2.0 ml Microtubes clear	VWR Scientific	10011-742	Reconstitution tubes
Reconstitution glass tube	VWR Scientific	53283-800	Reconstitution glass tubes
Zetasizer	Malvern		DLS