JoVE Logo

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Tumores de bexiga murino são induzidas com carcinógeno nitrosamina N-butyl-N-(4-hydroxybutyl) (BBN). Geração de tumor de bexiga é heterogênea; Portanto, uma avaliação correcta da carga do tumor é necessária antes de randomização para tratamento experimental. Aqui nós apresentamos um protocolo de MRI, rápido e confiável para avaliar o estágio e o tamanho do tumor.

Resumo

Modelos de tumor murino de bexiga são críticos para a avaliação de novas opções terapêuticas. Tumores de bexiga induzidas com N-butyl-N-(4-hydroxybutyl) carcinógeno nitrosamina (BBN) são vantajosos sobre modelos baseados em linha de celular porque eles estreitamente replicar os perfis genômicos de tumores humanos, e, ao contrário dos modelos de célula e xenografts, eles fornecem um boa oportunidade para o estudo de imunoterapias. No entanto, a geração de tumor de bexiga é heterogênea; Portanto, uma avaliação correcta da carga do tumor é necessária antes de randomização para tratamento experimental. Descrito aqui é um modelo do rato BBN e protocolo para avaliar a bexiga câncer tumor fardo na vivo usando uma sequência rápida e confiável de ressonância magnética (RM) (FISP verdadeiro). Este método é simples e confiável porque, ao contrário de ultra-som, senhor independe do operador e permite o processamento de imagem de pós aquisição direta e revisão. Análise de regiões de interesse ao longo da parede da bexiga e tumor usando imagens axiais da bexiga, permitem o cálculo da área de parede e tumor de bexiga. Esta medida se correlaciona com o ex vivo peso da bexiga (rs= 0,37, p = 0,009) e estágio do tumor (p = 0.0003). Em conclusão, BBN gera heterogêneos tumores que são ideais para avaliação de imunoterapias, e MRI podem rapidamente e confiantemente avaliar a carga do tumor antes da randomização de braços de tratamento experimental.

Introdução

Câncer de bexiga é o quinto mais comum de câncer em geral, responsável por cerca de 80.000 novos casos e 16.000 mortes nos Estados Unidos em 20171. Após cerca de 30 anos sem avanços significativos no tratamento sistêmico do câncer de bexiga2, recentes ensaios de inibidor de ponto de verificação anti-PD-1 e anti-PD-L1 demonstraram respostas emocionantes e ocasionalmente duráveis em pacientes com avançado carcinoma urotelial3,4,5. No entanto, apenas cerca de 20% dos pacientes mostram uma resposta objetiva para estes tratamentos e mais estudos são necessários para expandir o uso eficaz da imunoterapia em pacientes com câncer de bexiga.

Modelos de câncer de bexiga murino são ferramentas essenciais na avaliação pré-clínica de novos tratamentos,6,7. A fim de controlar para o tamanho do tumor quando randomizar ratos para diferentes tratamentos, fardo de tumor deve ser avaliado e controlado entre os grupos de tratamento. Estudos anteriores usaram ultra-som ou bioluminescência para avaliar ortotópico celular baseado em linha de bexiga câncer modelos8,9,10,11. No entanto, ambas as técnicas apresentam várias desvantagens. Medições de ultra-som podem ser influenciadas por habilidades do operador e faltam características tridimensionais e alta resolução espacial. Métodos de bioluminescência só podem fornecer avaliação semi-quantitativa das células do tumor e não permitem a visualização da bexiga anatomia e morfologia. Além disso, a bioluminescência só pode ser usada com os modelos de linha de base celular, que expressam genes bioluminescentes em ratos sem pelos ou mouses com jalecos brancos.

Ressonância magnética (RM), por outro lado, oferece flexibilidade original na aquisição de imagens de alta resolução anatômicas, exibindo uma ampla gama de contraste de tecido que permite a visualização precisa e avaliação quantitativa da carga do tumor sem a necessidade de expressar Propriedades bioluminescentes. Imagens do senhor são mais facilmente reproduzíveis com os pipelines de análise adequada e garantidas a visualização em 3D da bexiga. As maiores limitações do MRI são o período de tempo necessário para um exame e custos elevados associados que limitam os ensaios de alto rendimento. No entanto, vários estudos têm mostrado que o Sr. sequências podem fornecer imagens de diagnósticos de alta qualidade que podem ser usadas para efetivamente detectar e monitorar tumores de bexiga baseado em linhas de células; assim, eles podem ser usados para alto throughput análise9,12.

Aqui, descrevemos um método não invasivo, baseado em senhor de forma confiável e eficiente caracterização de tumores de bexiga induzida por substância cancerígena em ratos. Para fazer isso, usamos uma imagem rápida com estado estacionário precessão senhor técnica (FISP verdadeiro), que garante curtas sessões de digitalização enquanto ainda fornece alta qualidade e alta resolução espacial (~ 100 mícrons) para a detecção e medição da bexiga tumores13. Além disso, para confirmar a precisão deste teste não-invasivo de MRI, descrevemos a correlação entre parâmetros derivados de MRI e ex vivo peso na bexiga, bem como palco de tumor patologicamente confirmado.

Protocolo

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e Comissão de utilização (IACUC) da Universidade de Northwestern.

1. indução de tumores com BBN

  1. Obter camundongos C57/BL6 machos, pelo menos 6 semanas de idade.
    Nota: Camundongos machos desenvolvem câncer de bexiga, mais rápida e consistente do que ratos fêmeas14,15.
  2. Adicione N-nitrosobutyl(4-hydroxybutyl) amina (BBN) na dose de 0,05% para a água potável. Armazená-lo em um recipiente opaco e fornecê-la ad libitum como água potável para ratos16.
    Nota: Armazenar a solução BBN em um recipiente transparente irá degradar o carcinógeno17.
  3. Mude a água do BBN 0,05% duas vezes por semana.
  4. Monitore os animais por meio da inspeção de sinais de perigo associado com tumores de bexiga, incluindo massas, firme na bexiga e hematúria. Inspecione os ratos duas vezes por semana ou de acordo com orientações IACUC locais.
  5. Espero que os tumores desenvolver entre 16 e 24 semanas de exposição18.

2. instalação MRI

  1. Realizar uma injeção subcutânea de solução salina estéril (0,1-0,2 mL, utilizando uma seringa de 1 mL e agulha de 25-27 G) 10 min antes da ressonância magnética para facilitar o enchimento da bexiga.
  2. Anestesia a cada rato com uma mistura de gás de 100% O2 e isoflurano (2-4% conforme necessário). Verifique se um plano adequado de anestesia por testar o reflexo de retirada (pitada de dedo do pé) antes de prosseguir. Aplica a pomada estéril para o animal.
  3. Transferi o mouse para o titular da imagem latente, equipado com um cone de nariz para entrega de inalado isoflurano (0,5 – 3%).
  4. Monitorar a temperatura corporal e respiração usando uma sonda de temperatura retal conectada ao computador de gravação fisiológica.
    Nota: A temperatura Normal do corpo (36 – 37 ° C) é mantida usando o circuito de água quente recirculação incorporado o animal titular Sr. Temperatura é medida através de um sensor retal e gravada no computador monitoramento fisiológico usando software de monitorização fisiológico dedicado. O mesmo sistema é usado para gravar os sinais de respiração e eletrocardiograma, medidos através de um travesseiro pneumático colocado sob a caixa torácica e através de eletrodos de eletrocardiograma de 3 derivações. O sinal de respiração também é usado para acionar a aquisição de MRI e reduzir artefatos associados com o movimento de respiração.

3. aquisição de imagens de MRI

  1. Utilize uma bobina de corpo de quadratura para a excitação.
  2. Coloque uma bobina do receptor de 4 canais na parte inferior do abdome do mouse sendo digitalizado para habilitar a detecção de otimizado dos sinais da região de interesse.
  3. Inicie os ajustes automáticos através do software de imagem integrado para adquirir um conjunto tri-axial de imagens do corpo inteiro do mouse. Este conjunto de referência de imagens, identifica a região de interesse (no caso, a região da bexiga).
  4. Adquira três conjuntos de imagens ortogonal cortado ao longo das planos axiais, coronais e sagitais, usando referenciais radiológicas.
  5. Utilizar o verdadeiro FISP imagem sequência (incluída como uma das características do software de imagem integrado) com os seguintes parâmetros de senhor: TR = 900 ms, TE = 2 ms, FA = 70, 14 médias.
    Nota: Este conjunto de parâmetros permite a rápida geração de imagens com alta qualidade de diagnóstica, incluindo a ponderação T1/T2 em < 10 min por rato.
  6. Espessura de resolução e fatia espacial são determinados pelos parâmetros geométricos selecionados pelo usuário através da interface gráfica de plataforma de imagem. Isso resulta em uma série de fatias em toda a bexiga toda de 0,5 mm de espessura, com uma resolução no plano de 0,148 mm.

4. análise de imagem do senhor

  1. Identifica o conjunto de fatias de 0,5 mm de espessura e resolução no plano de 0,148 mm, cobrindo a bexiga toda.
  2. Exportar para o software de análise de imagens médicas, selecionando a pasta com as imagens correspondentes em formato ANALYZE.
  3. Selecione "vista axial representativa" no centro da bexiga para análise quantitativa percorrer as imagens geradas e identificando uma fatia no ponto médio da bexiga, que permite a visualização da parede da bexiga e lúmen.
    Nota: A fatia do centro deve ser o escolhido com o maior diâmetro.
  4. Cuidadosamente, delinear a região de interesse (ROI) traçando manualmente as fronteiras em torno da borda exterior da bexiga (BLApara fora) e em torno do lúmen interno da bexiga (BLAem) (ver figuras representativas e esquemáticas na Figura 2) na vista axial representante selecionada.
  5. Subtrai o lúmen interno da borda exterior para calcular a área de superfície da parede da bexiga.
    BLAparede = BLAfora - BLAem
    Nota: A área da superfície de uma bexiga de controle com nenhum tumor deverá ser menor do que com um tumor na bexiga.

5. eutanásia e dissecação da bexiga

  1. Após 20 semanas de exposição BBN, eutanásia os ratos usando procedimentos habituais de funcionamento em conformidade com diretrizes IACUC locais.
  2. Limpe a área da incisão com etanol a 70%, em seguida, segure e levante a pele da parede abdominal com fórceps.
  3. Fazer uma incisão da sínfise púbica ao processo xifoide.
  4. Incise agudamente a cavidade peritoneal, segurando com fórceps e incisão com uma tesoura.
  5. Identifica a bexiga, que está localizada na parte inferior do abdome na linha média.
  6. Identificar e cortar o ligamento umbilical mediano, conectando a cúpula da bexiga ao umbigo e parede abdominal.
  7. Agarre a cúpula da bexiga com fórceps para fornecer aonde e dissecar a bexiga longe em torno de estruturas, incluindo as vesículas seminais, reto e gordura.
  8. Identificar os ureteres entram na bexiga e corte com tesoura perto da bexiga.
  9. Levantamento da bexiga cefálica, corte da uretra com uma tesoura e remover a bexiga.
  10. Pese imediatamente a bexiga após enxaguá-lo com PBS.

6. histologic examinação de tecido da bexiga

  1. Fixar o tecido da bexiga em formol tamponado neutro de 10% para 36-48 h à temperatura ambiente (RT).
  2. Incorporar o tecido em blocos de parafina, cortar as lâminas para exame posterior e manchar os slides com hematoxilina e eosina para exame microscópico conforme descrito anteriormente,19,20.
  3. Realizar um exame microscópico da bexiga em baixo do mouse (2.5 x e x 10) e ampliações de alta (20x e 40x), examinando para lesões macroscópicas, hiperplasia, carcinoma em situ, papilomas, papilas tumores e neoplasias invasivas19 , 21.

Resultados

Usando o protocolo descrito (Figura 1), tumores de bexiga foram induzidas em camundongos C57/B6 do sexo masculino. MRI foi feito em 16 semanas, e os ratos foram sacrificados às 20 semanas. Ex vivo bexiga pesos (BW) para cada mouse foram gravados. Lâminas foram coradas com hematoxilina e eosina, e todas as lâminas de histologia foram analisadas para a fase do tumor.

Para analisar o fardo ...

Discussão

Imagem exata dos modelos de tumor é necessária para o adequado estadiamento pré-eutanásia e randomização animal antes do início do tratamento experimental. Usando o procedimento aqui apresentado, demonstramos a metodologia para (1) gerar tumores de bexiga, usando o carcinógeno BBN e (2) estratificar o fardo de tumor de bexiga com o uso de derivados de um senhor Mr área medida (BLAparede) correlaciona-se significativamente com ex vivo peso na bexiga e está associada com a fase patológica do ...

Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

J. J. M. é financiado pelo mérito de administração de saúde de veteranos conceder BX0033692-01. J. J. M. também é suportado pela P. John Hanson Foundation para pesquisa do câncer da Universidade Robert H. Lurie abrangente câncer centro de noroeste. Agradecemos o centro translacional Imaging para proporcionar a aquisição de MRI e processamento. Fontes de financiamento não tinham qualquer papel na escrita do manuscrito ou a decisão de enviar para publicação.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
C57BL/6 miceThe Jackson Laboratory664Mice
N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine carcinogen (BBN)TCI AmericanB0938Carcinogen
0.9% normal salineHospira, IncNDC 0409-488-02
IsofluranePiramal HealthCare60307-120-25Anesthetic
7Tesla ClinScan MRIBrukerNADedicated Small Animal Imaging MRI
SyngoSiemensNAMR Integrated Imaging Software
Model 1030 Monitoring & Gating SystemSmall Animal Instruments, Inc. (SAII)NASmall animal physiologic monitoring
Formalin, Neutral Buffered, 10%SigmaHT501128Fixative
Eosin YFisher ScientificNC1093844Histologic staining agent
HematoxylinFisher Scientific23-245651Histologic staining agent
Jim7Xinapse SystemsNAMedical image analysis software
GraphPad Prism v7.04GraphpadNAGraphing software
R v3.4.2The R Project for Statistical ComputingNAStatistical software
R package pROC v1.10.0.The R Project for Statistical ComputingNAROC analysis

Referências

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Abdollah, F., et al. Incidence, survival and mortality rates of stage-specific bladder cancer in United States: a trend analysis. Cancer Epidemiology. 37 (3), 219-225 (2013).
  3. Rosenberg, J. E., et al. Atezolizumab in patients with locally advanced and metastatic urothelial carcinoma who have progressed following treatment with platinum-based chemotherapy: a single-arm, multicentre, phase 2 trial. The Lancet. 387 (10031), 1909-1920 (2016).
  4. Sharma, P., et al. Nivolumab monotherapy in recurrent metastatic urothelial carcinoma (CheckMate 032): a multicentre, open-label, two-stage, multi-arm, phase 1/2 trial. The Lancet Oncology. 17 (11), 1590-1598 (2016).
  5. Bellmunt, J., et al. Pembrolizumab as Second-Line Therapy for Advanced Urothelial Carcinoma. New England Journal of Medicine. 376 (11), 1015-1026 (2017).
  6. Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU International. 104 (9), 1286-1291 (2009).
  7. Zhang, N., Li, D., Shao, J., Wang, X. Animal models for bladder cancer: The model establishment and evaluation (Review). Oncology Letters. 9 (4), 1515-1519 (2015).
  8. Patel, A. R., et al. Transabdominal micro-ultrasound imaging of bladder cancer in a mouse model: a validation study. Urology. 75 (4), 799-804 (2010).
  9. Chin, J., Kadhim, S., Garcia, B., Kim, Y. S., Karlik, S. Magnetic resonance imaging for detecting and treatment monitoring of orthotopic murine bladder tumor implants. The Journal of Urology. 145 (6), 1297-1301 (1991).
  10. Jurczok, A., Fornara, P., Soling, A. Bioluminescence imaging to monitor bladder cancer cell adhesion in vivo: a new approach to optimize a syngeneic, orthotopic, murine bladder cancer model. BJU International. 101 (1), 120-124 (2008).
  11. Vandeveer, A. J., et al. Systemic Immunotherapy of Non-Muscle Invasive Mouse Bladder Cancer with Avelumab, an Anti-PD-L1 Immune Checkpoint Inhibitor. Cancer Immunology Research. 4 (5), 452-462 (2016).
  12. Kikuchi, E., et al. Detection and quantitative analysis of early stage orthotopic murine bladder tumor using in vivo magnetic resonance imaging. Journal of Urology. 170, 1375-1378 (2003).
  13. Chung, H. W., et al. T2-weighted fast MR imaging with true FISP versus HASTE: comparative efficacy in the evaluation of normal fetal brain maturation. American Journal of Roentgenology. 175 (5), 1375-1380 (2000).
  14. Miyamoto, H., et al. Promotion of bladder cancer development and progression by androgen receptor signals. Journal of the National Cancer Institute. 99 (7), 558-568 (2007).
  15. Bertram, J. S., Craig, A. W. Specific induction of bladder cancer in mice by butyl-(4-hydroxybutyl)-nitrosamine and the effects of hormonal modifications on the sex difference in response. European Journal of Cancer. 8 (6), 587-594 (1972).
  16. Nagao, M., et al. Mutagenicity of N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine, a bladder carcinogen, and related compounds. Cancer Research. 37, 399-407 (1977).
  17. Hirose, M., Fukushima, S., Hananouchi, M., Shirai, T., Ogiso, T. Different susceptibilities of the urinary bladder epithelium of animal species to three nitroso compounds. Gan. Gann; The Japanese Journal of Cancer Research. 67 (2), 175-189 (1976).
  18. Shin, K., et al. Cellular origin of bladder neoplasia and tissue dynamics of its progression to invasive carcinoma. Nature Cell Biology. 16 (5), 469-478 (2014).
  19. Epstein, J. I. Chapter 17: Immunohistology of the Bladder, Kidney, and Testis. Diagnostic Immunohistochemistry. , 624-661 (2019).
  20. Cohen, S. M., Ohnishi, T., Clark, N. M., He, J., Arnold, L. L. Investigations of rodent urinary bladder carcinogens: collection, processing, and evaluation of urine and bladders. Toxicologic Pathology. 35 (3), 337-347 (2007).
  21. Wood, D. P. Tumors of the bladder. Campbell-Walsh Urology. 11 (92), 2184-2204 (2016).
  22. Zitvogel, L., Pitt, J. M., Daillere, R., Smyth, M. J., Kroemer, G. Mouse models in oncoimmunology. Nature Reviews Cancer. , (2016).
  23. Kaneko, S., Li, X. X chromosome protects against bladder cancer in females via a KDM6A-dependent epigenetic mechanism. Science Advances. 4 (6), eaar5598 (2018).
  24. Smilowitz, H. M., et al. Biodistribution of gold nanoparticles in BBN-induced muscle-invasive bladder cancer in mice. International Journal of Nanomedicine. 12, 7937-7946 (2017).
  25. Dai, Y. C., et al. The interaction of arsenic and N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine on urothelial carcinogenesis in mice. PLoS One. 12 (10), e0186214 (2017).
  26. Williams, P. D., Lee, J. K., Theodorescu, D. Molecular Credentialing of Rodent Bladder Carcinogenesis Models. Neoplasia. 10 (8), (2008).
  27. Fantini, D., et al. A Carcinogen-induced mouse model recapitulates the molecular alterations of human muscle invasive bladder cancer. Oncogene. 37 (14), 1911-1925 (2018).
  28. . NCCN Guidelines in Clinical Oncology - Bladder Cancer 5.2018 Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/bladder.pdf (2018)
  29. Costa, M. J., Delingette, H., Novellas, S., Ayache, N. Automatic segmentation of bladder and prostate using coupled 3-D deformable models. Medical Image Computing and Computer-Assisted Intervention. 10 (Pt 1), 252-260 (2007).
  30. Rosenkrantz, A. B., et al. Utility of quantitative MRI metrics for assessment of stage and grade of urothelial carcinoma of the bladder: preliminary results. American Journal of Roentgenology. 201 (6), 1254-1259 (2013).

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Cancer Researchedi o 145neoplasias da bexiga urin riaresson ncia magn ticasubst ncias cancer genasratosBBNc ncer de bexiga

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Pesquisa

Educação

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados