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  • Reimpressões e Permissões

Resumo

A aprendizagem e a memória são métricas potentes no estudo de prejuízos cognitivos induzidos pelo desenvolvimento, dependentes de doenças ou ambientalmente. A maioria das avaliações cognitivas requer equipamentos especializados e compromissos de tempo extensos. No entanto, o ensaio da caixa de transporte é uma ferramenta de aprendizagem associativa que utiliza uma caixa de gel convencional para avaliação rápida e confiável da cognição de zebrafish adulto.

Resumo

Déficits cognitivos, incluindo aprendizagem e memória prejudicadas, são um sintoma primário de várias doenças neurodegenerativas relacionadas ao desenvolvimento e à idade e lesão cerebral traumática (TCE). O zebrafish é um importante modelo de neurociência devido à sua transparência durante o desenvolvimento e robustas capacidades regenerativas após o neurotrauma. Embora existam vários testes cognitivos em zebrafish, a maioria das avaliações cognitivas que são rapidamente examinam o aprendizado não associativo. Ao mesmo tempo, ensaios de aprendizagem associativa geralmente requerem vários dias ou semanas. Aqui, descrevemos um teste rápido de aprendizagem associativa que utiliza um estímulo adverso (choque elétrico) e requer um tempo mínimo de preparação. O ensaio da caixa de transporte, apresentado aqui, é simples, ideal para investigadores iniciantes, e requer equipamento mínimo. Demonstramos que, após o TBI, este teste de caixa de transporte avalia de forma reprodutifica o déficit cognitivo e a recuperação de zebrafish jovens a velhos. Além disso, o ensaio é adaptável para examinar a memória imediata ou atrasada. Demonstramos que tanto um único TBI quanto repetidos eventos TBI afetam negativamente o aprendizado e a memória imediata, mas não a memória atrasada. Concluímos, portanto, que o ensaio da caixa de transporte rastreia de forma reprodutível a progressão e a recuperação do comprometimento cognitivo.

Introdução

O aprendizado e a memória são rotineiramente usados como métricas de comprometimento cognitivo, o que acontece devido ao envelhecimento, doença neurodegenerativa ou lesão. Lesões cerebrais traumáticas (TBIs) são a lesão mais comum que resulta em déficits cognitivos. Os TBIs são de crescente preocupação devido à sua associação com diversos distúrbios neurodegenerativos, como demência frontotemporal e doença de Parkinson1,2. Além disso, o aumento das agregações beta-amilóides observadas em alguns pacientes com TCE sugerem que também pode estar associado ao desenvolvimento da doença de Alzheimer3,4. As TBIs são frequentemente o resultado de um trauma de força bruta e abrangem uma série de gravidades5, com lesões cerebrais leves (miTBI) sendo as mais comuns. No entanto, os miTBIs são muitas vezes não relatados e mal diagnosticados porque resultam em pequenos prejuízos cognitivos por apenas um curto período, e os indivíduos feridos geralmente se recuperam plenamente6. Em contraste, os repetidos eventos miTBI têm sido uma preocupação crescente, pois é altamente prevalente em adultos jovens e de meia-idade, pode se acumular ao longo do tempo7, pode prejudicar o desenvolvimento cognitivo e exacerbar doenças neurodegenerativas1,2,3,4,5, semelhantes a indivíduos que experimentam um TBI8moderado ou grave .

O zebrafish (Danio rerio) é um modelo útil para explorar uma variedade de tópicos na neurociência, incluindo a capacidade de regenerar neurônios perdidos ou danificados em todo o sistema nervoso central9,10,11,12,13. A regeneração neural também foi demonstrada no telencephalon, que contém o arquepião na região dorsal-interior. Esta região neuroanatomética é análoga ao hipocampo e é provavelmente necessária para cognição em peixes e para a memória de curto tempo em humanos14,15,16. Além disso, o comportamento dos zebrafish tem sido amplamente caracterizado e catalogado17. A aprendizagem tem sido estudada por meio de diversas técnicas, incluindo a habituação à resposta do início18,que pode representar uma forma rápida de aprendizagem não associativa quando realizada em blocos curtos e com atenção ao rápido tempo de decadência19. Testes mais complexos de aprendizagem associativa, como caixas T, mais labirintos e discriminação visual20,21 sãousados,mas muitas vezes são demorados, exigem dias ou semanas de preparação e dependem de cardumes ou reforço positivo. Aqui, descrevemos um paradigma rápido para avaliar tanto o aprendizado associativo quanto a memória imediata ou atrasada. Este ensaio da caixa de transporte usa um estímulo aversivo e condicionamento de reforço negativo para avaliar déficits cognitivos e recuperação após tbi de força bruta. Demonstramos que o zebrafish adulto de controle não danificado (8-24 meses) aprende reproduivelmente a evitar a luz vermelha dentro de 20 ensaios (<20 minutos de avaliação) na caixa de transporte, com um alto grau de consistência entre os observadores. Além disso, usando a caixa de transporte demonstramos que as habilidades de aprendizagem e memória em adultos (8-24 meses de idade) são consistentes e são úteis para avaliar a cognição com prejuízos significativos entre diferentes gravidades de TCE ou TBI repetidas. Além disso, este método poderia ser rapidamente empregado como uma métrica para rastrear uma ampla gama de progressões da doença ou eficácia de intervenções medicamentosas que impactam a manutenção ou recuperação da cognição em zebrafish adultos.

Aqui, fornecemos uma visão geral instrutiva de uma rápida avaliação cognitiva que pode examinar tanto o aprendizado associativo complexo (seção 1) quanto a memória em termos de memória imediata e retardada. Esse paradigma fornece uma avaliação da memória de curto e longo prazo de uma tarefa cognitiva associativa aprendida (seção 2).

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Protocolo

Os zebrafish foram criados e mantidos na instalação de zebrafish de Notre Dame no Centro de Ciências da Vida de Freimann. Os métodos descritos neste manuscrito foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso animal da Universidade de Notre Dame (Número de Garantia do Bem-Estar Animal A3093-01).

1. Paradigma de aprendizagem da caixa de transporte(Figura 1A)

NOTA: O paradigma de aprendizagem proporciona uma rápida avaliação da cognição em relação à aprendizagem associativa.

  1. Prepare a caixa de transporte modificando uma caixa de gel de 30,5 x 19 x 7,5 cm com uma peça de plexiglass de grau de aquário de 5 x 19 cm adicionada a cada lado em um ângulo de 45°. Faça uma linha marcando a metade do tanque para avaliar quando os peixes cruzaram o meio do tanque(Figura 1B).
  2. Adicione 800 mL de água do sistema à caixa de transporte. Faça essa água dissolvendo 60 mg de Oceano Instantâneo em 1 L de água desionizada ro. Encha a água até o meio do tanque a uma profundidade de 5 cm.
    NOTA: Substitua por água fresca do sistema a 28 °C a cada h ou após o teste de 3 peixes.
  3. Coloque 2-3 peixes em um tanque de retenção contendo água do sistema, localizado em uma sala escura onde o ensaio da caixa de transporte será realizado.
    1. Na sala escura, coloque 1 peixe no centro da caixa de transporte, fixe a tampa e conecte os eletrodos a uma fonte de alimentação.
      NOTA: A sala deve permanecer o mais escura possível durante a aclimatação e os testes.
  4. Aclimespe o peixe na caixa de transporte por 15 minutos.
    NOTA: O investigador deve permanecer na sala durante o período de aclimatação ou retornar à sala de testes discretamente com tempo suficiente antes do teste para permitir que os peixes se ajustem à presença do investigador. A aclimatação bem sucedida pode ser considerada quando o peixe explora livremente o tanque.
    1. Se o peixe não explorar, continue a aclimatação por mais 15 minutos. Se o peixe ainda não se aclimatar à caixa de transporte, remova os peixes. Não use este peixe para testes.
  5. Brilhe manualmente uma lanterna de lente vermelha de 800 lúmen ~2 cm da parede da caixa de gel ao lado ocupada pelo peixe, após a aclimatação.
    NOTA: Não inicie um teste se o peixe estiver descansando ao lado do fio de platina contra a parede perto das extremidades profundas da caixa de transporte.
  6. Brilhe o estímulo leve diretamente sobre o peixe e siga manualmente qualquer movimento lateral do peixe com a luz para garantir a visualização contínua do estímulo(Figura 1C). Continue fornecendo o estímulo leve até que qualquer uma das seguintes condições seja atendida.
    1. Considere a trilha bem sucedida se o peixe atravessar a metade do tanque dentro dos 15 s de exposição à luz. Uma vez que o peixe cruze a metade do caminho, pare imediatamente o estímulo leve(Figura 1D).
    2. Considere a trilha como falhada se o peixe não atravessar a metade da caixa em 15 s. Neste caso, use uma fonte de alimentação eletroforese para aplicar um estímulo de choque negativo (20 mV:1 A) alternando 2 s de On, 2 s de Off por um período de 15 s (máximo de 4 choques), ou até que o peixe passe no meio da caixa, momento em que termina tanto o estímulo leve quanto negativo.
  7. Deixe o peixe descansar por 30 s e repita passos(s) 1.5-1.6.2. Mantenha um registro detalhado da ordem dos ensaios bem-sucedidos (1.6.1) e ensaios fracassados (1.6.2).
    NOTA: Aqui, definimos o aprendizado como a conclusão de 5 testes consecutivos de sucesso. Uma vez demonstrado o aprendizado, o peixe deve ser removido da caixa de transporte e humanamente eutanásiado.

2. Paradigma de memória(Figura 1A)

NOTA: Este paradigma fornece uma avaliação da memória de curto e longo prazo de uma tarefa cognitiva associativa aprendida.

  1. Período de treinamento
    1. Adicione 800 mL de água do sistema à caixa de transporte. Faça essa água dissolvendo 60 mg de Oceano Instantâneo em 1 L de água desionizada ro. Encha a água até o meio do tanque a uma profundidade de 5 cm.
      NOTA: A água deve ser substituída por água fresca do sistema a 28 °C a cada hora ou após o teste de 3 peixes.
    2. Coloque 2-3 peixes em um tanque de retenção que contenha água do sistema, localizado em uma sala escura onde o ensaio da caixa de transporte será realizado.
    3. Na sala escura, coloque 1 peixe no centro da caixa de transporte, fixe a tampa e conecte os eletrodos a uma fonte de alimentação.
      NOTA: A sala deve permanecer o mais escura possível durante a aclimatação e os testes.
    4. Peixe aclimate na caixa de transporte por 15 minutos.
      NOTA: O investigador deve permanecer na sala durante o período de aclimatação ou retornar à sala de testes discretamente com tempo suficiente antes dos testes para permitir que os peixes se ajustem à presença do investigador. Determine a aclimatação bem sucedida quando o peixe estiver explorando livremente o tanque.
    5. Se o peixe não explorar, continue a aclimatação por mais 15 minutos. Se o peixe ainda não se aclimatar à caixa de transporte, remova o peixe e não o use para testes.
    6. Após a aclimatação bem sucedida, brilhe manualmente uma lanterna de lente vermelha de 800 lúmen ~2 cm da parede lateral da caixa de gel, na lateral da caixa de transporte que é ocupada pelo peixe.
    7. Brilhe o estímulo leve diretamente sobre o peixe e siga qualquer movimento lateral do peixe com a luz para garantir a visualização contínua do estímulo pelos peixes.
    8. Enquanto a luz está brilhando sobre o peixe, aplique simultaneamente o estímulo de choque adverso (20 mV:1 A) alternando 2 s On, 2 s Off para 15 s (máximo de 4 choques), ou até que o peixe passe a metade da caixa. Uma vez que isso seja alcançado, termine tanto a luz quanto o estímulo adverso.
      NOTA: Deixe o peixe descansar por 30 s e repita o passo 2.1.6-2.1.8 para 25 iterações(Figura 1A).
  2. Testes iniciais
    1. Deixe 15 minutos de descanso para o peixe após o período de treinamento. Não os remova da caixa de transporte. Teste a retenção inicial de memória registrando cada ensaio como estritamente passar/falhar, imediatamente após este período de descanso.
    2. Aplique apenas o estímulo leve para até 15 s e regise as respostas da seguinte forma.
      1. Considere o teste bem sucedido se o peixe atravessar a metade da caixa de transporte dentro de 15 s depois de iniciar o estímulo de luz. Pare o estímulo leve imediatamente quando o peixe cruzar a metade do caminho.
      2. Considere o ensaio como falhou se o peixe não atravessar a metade da caixa de transporte 15 s depois de iniciar o estímulo de luz. Pare o estímulo leve depois dos 15 s.
        NOTA: Durante o teste inicial, um estímulo adverso não é aplicado após uma tentativa fracassada.
    3. Repita a etapa 2.2.2, com um período de descanso de 30 s entre os ensaios, e grave testes bem-sucedidos (2.2.2.1) e testes fracassados (2.2.2.2) em 25 ensaios. Esse valor servirá como referência individual para cada peixe.
  3. Memória imediata
    1. Induzir lesão imediatamente após o período inicial de teste pelo paradigma de dano preferencial (por exemplo, um trauma por força bruta usando a queda de peso de Marmarou modificada). Peixes domésticos individualmente para uma identificação fácil. Regissuça seus valores iniciais de teste e devolva os peixes para a instalação animal.
      NOTA: Os peixes foram feridos por TBI de força bruta como descrito anteriormente22.
    2. Reúna 2-3 peixes não danificados ou TBI 4h após os testes iniciais e/ou 4h pós-lesão (ou no período experimental em questão) da instalação animal. Mantenha todos os peixes na sala escura em tanques individuais contendo água do sistema.
    3. Coloque os peixes no centro da caixa de transporte (preparado com água do sistema como descrito em 1.1), um peixe de cada vez, e proteja a tampa. Conecte a fonte de alimentação e deixe o peixe aclimatar por 15 minutos.
    4. Após a aclimatação, avalie a memória imediata (estritamente passar/falhar) aplicando apenas o estímulo leve para até 15 s e registre as respostas da seguinte forma.
      1. Considere o teste bem sucedido se o peixe atravessar a metade da caixa dentro do período de teste de 15 s. Termine o estímulo leve ao cruzar a metade do caminho.
      2. Considere o ensaio como falho se o peixe não cruzar a metade da caixa dentro de 15 s de iniciar o estímulo leve. Termine o estímulo leve após o término do período de 15 s.
        NOTA: Durante este teste pós-lesão, o estímulo de choque adverso não é aplicado após uma tentativa fracassada.
    5. Repita a etapa 2.3.4, com um período de descanso de 30 s entre os ensaios, e regise o número de ensaios bem-sucedidos (2.3.4.1) e testes fracassados (2.3.4.2) em 25 ensaios.
    6. Calcule a diferença percentual em ensaios bem-sucedidos após a lesão no período inicial de teste usando a equação:
      figure-protocol-9346
  4. Memória atrasada
    1. Os peixes de retorno, alojados individualmente para fácil identificação e registro de seus valores iniciais de teste, para a instalação animal imediatamente após o período inicial de testes.
    2. Permitir aos peixes 4 dias (ou o período experimental em questão) entre os testes iniciais e o teste de memória e/ou atraso.
    3. Induzir lesão pelo paradigma de dano preferido (como a queda de peso modificada de Marmarou para induzir um trauma de força bruta). Peixes domésticos individualmente para fácil identificação dos valores iniciais de teste, e devolução de peixes para a instalação animal.
      NOTA: Os peixes foram feridos por TBI de força bruta como descrito anteriormente22.
    4. Reúna 2-3 peixes não danificados ou TBI 4h após os testes iniciais e/ou 4h pós-lesão (ou no período experimental em questão) da instalação animal.
    5. Mantenha todos os peixes na sala escura em tanques individuais contendo água do sistema, e coloque um de cada vez no centro da caixa de transporte (preparado com água do sistema como descrito em 1.1), proteja a tampa, conecte a fonte de alimentação e permita que os peixes 15 minutos se aclimatar.
    6. Após a aclimatação, avalie a memória imediata (estritamente passar/falhar) aplicando apenas o estímulo de luz para até 15 s e registre as seguintes respostas:
      1. Considere a trilha bem sucedida se o peixe atravessar a metade da caixa dentro do período de teste de 15 s. Termine o estímulo leve ao cruzar a metade do caminho.
      2. Considere a trilha como falhada se o peixe não atravessar a metade da caixa dentro de 15 s de iniciar o estímulo leve, terminar o estímulo leve.
        NOTA: Durante este teste pós-lesão, um estímulo de choque adverso não é aplicado após uma tentativa fracassada.
    7. Repita a etapa 2.4.6, com um período de descanso de 30 s entre os ensaios, e regise o número de ensaios bem-sucedidos (2.4.6.1) e testes fracassados (2.4.6.2) em 25 ensaios.
    8. Calcule a diferença percentual em ensaios bem-sucedidos de pós-lesão ao período inicial de teste com a equação:
      figure-protocol-11585

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Resultados

O paradigma de aprendizagem, delineado no protocolo e no esquema (Figura 1),proporciona uma rápida avaliação da cognição no que diz respeito à aprendizagem associativa. Além disso, esse paradigma tem um alto nível de stringency, definindo o aprendizado como uma exibição repetida e consistente de 5 ensaios positivos consecutivos. Esse paradigma também é aplicável a uma série de idades e lesões. Peixes intactos aos 8 meses (adulto jovem), 18 meses (adulto de meia-idade) e 24 mes...

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Discussão

O comprometimento cognitivo pode impactar significativa e negativamente a qualidade de vida. Devido ao aumento da visibilidade e ocorrência de concussões e lesões cerebrais traumáticas em toda a população, é importante entender como causam comprometimento cognitivo e como os danos podem ser minimizados ou revertidos. Por essas razões, organismos modelo que podem ser testados para declínio cognitivo desempenham um papel crítico nesses estudos. Os roedores têm sido há muito tempo o modelo primário para investi...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer aos membros do laboratório Hyde por suas discussões pensativas e aos técnicos do Centro freimann de ciências da vida para cuidados e criação de zebrafish. Este trabalho foi apoiado pelo Centro de Pesquisa de Zebrafish da Universidade de Notre Dame, pelo Centro de Células-Tronco e Medicina Regenerativa da Universidade de Notre Dame, e bolsas do National Eye Institute of NIH R01-EY018417 (DRH), do National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program (JTH), LTC Neil Hyland Fellowship of Notre Dame (JTH), Sentinelas da Sociedade da Liberdade (JTH) e a Bolsa Pat Tillman (JTH). Figura 1 feita com BioRender.com.

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Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
FlashlightUltrafire9145
Instant OceanInstant OceanSS15-10
Large DNA Gel BoxFisher ScientificFB-SB-1316Shuttle Box
Power SupplyFisher ScientificFB-105

Referências

  1. Deutsch, M., Mendez, M., Teng, E. Interactions between traumatic brain injury and frontotemporal degeneration. Dementia and Geriatric Cognitive Disorders. 39, 143-153 (2015).
  2. Gardner, R., et al. Traumatic brain injury in later life increases risk for Parkinson disease. Annals in Neurology. 77, 987(2015).
  3. Fleminger, S., Oliver, D., Lovestone, S., Rabe-Hesketh, S., Giora, A. Head injury as a risk factor for Alzheimer's disease: the evidence 10 years on; a partial replication. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 74, 857-886 (2003).
  4. Johnson, V., Stewart, W., Smith, D. Traumatic brain injury and amyloid-β pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neurosciences. 11, 361-370 (2010).
  5. Korley, F. K., Kelen, G. D., Jones, C. M., Diaz-Arrastia, R. Emergency department evaluation of traumatic brain injury in the United States, 2009-2010. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31, 379-387 (2016).
  6. Corrigan, J. D., Selassie, A. W., Orman, J. A. L. The epidemiology of traumatic brain injury. The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 25, 72-80 (2010).
  7. Levin, H., Arrastia, R. Diagnosis, prognosis, and clinical management of mild traumatic brain injury. The Lancet Neurology. 14, 506-517 (2015).
  8. GBD 2016 Traumatic Brain Injury and Spinal Cord Injury Collaborators. Global, regional, and national burden of traumatic brain injury and spinal cord injury, 1990-2016: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet, Neurology. 18 (1), 56-87 (2019).
  9. Campbell, L. J., et al. Notch3 and DeltaB maintain Müller glia quiescence and act as negative regulators of regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Glia. 69 (3), 546-566 (2021).
  10. Green, L. A., Nebiolo, J. C., Smith, C. J. Microglia exit the CNS in spinal root avulsion. PLoS Biology. 17 (2), 3000159(2019).
  11. Hentig, J., Byrd-Jacobs, C. Exposure to zinc sulfate results in differential effects on olfactory sensory neuron subtypes in the adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1445(2016).
  12. Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Oshima, T. Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum. Developmental Biology. 342, 26-38 (2010).
  13. Lahne, M., Nagashima, M., Hyde, D. R., Hitchcock, P. F. Reprogramming Muller glia to regenerate retinal neurons. Annual Reviews of Vision Sciences. 6, 171-193 (2020).
  14. Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), Cambridge, England. 4831-4841 (2011).
  15. Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury. Disease Models & Mechanisms. 5 (2), 200-209 (2012).
  16. Bhattarai, P., et al. Neuron-glia interaction through Serotonin-BDNF-NGFR axis enables regenerative neurogenesis in Alzheimer's model of adult zebrafish brain. PLoS Biology. 18 (1), 3000585(2020).
  17. Kalueff, A., et al. Towards a comprehensive catalog of zebrafish behavior 1.0 and beyond. Zebrafish. 10 (1), 70-86 (2013).
  18. Chanin, S., et al. Assessing startle responses and their habituation in adult zebrafish. Zebrafish Protocols for Neurobehavioral Research. 66, Humana Press. (2012).
  19. López-Schier, H. Neuroplasticity in the acoustic startle reflex in larval zebrafish. Current Opinion in Neurobiology. 54, 134-139 (2019).
  20. Maheras, A. L., et al. Genetic pathways of neuroregeneration in a novel mild traumatic brain injury model in adult zebrafish. eNeuro. 5 (1), (2018).
  21. Gaspary, K. V., Reolon, G. K., Gusso, D., Bonan, C. D. Novel object recognition and object location tasks in zebrafish: Influence of habituation and NMDA receptor antagonism. Neurobiology of Learning and Memory. 155, 249-260 (2018).
  22. Hentig, J., Cloghessy, K., Dunseath, C., Hyde, D. R. A scalable model to study the effects of blunt-force injury in adult zebrafish. Journal of Visualized Experiments. , (2021).
  23. Wu, Y. J., et al. Fragile X mental retardation-1 knockout zebrafish shows precocious development in social behavior. Zebrafish. 14 (5), 438-443 (2017).
  24. Rea, V., Van Raay, T. J. Using zebrafish to model autism spectrum disorder: A Comparison of ASD risk genes between zebrafish and their mammalian counterparts. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 575575(2020).
  25. Zhdanova, I. V., et al. Aging of the circadian system in zebrafish and the effects of melatonin on sleep and cognitive performance. Brain Research Bulletin. 75 (2-4), 433-441 (2008).
  26. Yu, L., Tucci, V., Kishi, S., Zhdanova, I. V. Cognitive aging in zebrafish. PloS One. 1 (1), 14(2006).
  27. Bahl, A., Engert, F. Neural circuits for evidence accumulation and decision making in larval zebrafish. Nature Neuroscience. 23 (1), 94-102 (2020).
  28. Ngoc Hieu, B. T., et al. Development of a modified three-day t-maze protocol for evaluating learning and memory capacity of adult zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1464(2020).
  29. Williams, F. E., White, D., Messer, W. S. A simple spatial alternation task for assessing memory function in zebrafish. Behavioural Processes. 58 (3), 125-132 (2002).
  30. Zohar, O., et al. Closed-head minimal traumatic brain injury produces long-term cognitive deficits in mice. Neuroscience. 118 (4), 949-955 (2003).
  31. Becker, C., Becker, T. Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration. Restorative Neurology and Neuroscience. 26 (2-3), 71-80 (2008).
  32. Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration, and cell fate. Developmental Biology. 295 (1), 263-277 (2006).

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