In vivo Métodos para avaliar a função e estrutura do gânglio de gânglios da retina e da estrutura em animais grandes

Resumo

Aqui demostramos vários testes in vivo (flash visual evocado potencial, eletroretinograma padrão e tomografia de coerência óptica) em cabra e macaque rhesus para entender a estrutura e função do nervo óptico e seus neurônios.

Resumo

O nervo óptico coleta sinais de axônios das células gânglios da retina e transmite sinal visual para o cérebro. Grandes modelos animais de lesão do nervo óptico são essenciais para traduzir novas estratégias terapêuticas desde modelos de roedores até aplicação clínica devido às suas semelhanças mais próximas com os humanos em tamanho e anatomia. Aqui descrevemos alguns métodos in vivo para avaliar a função e estrutura das células gânglios da retina (RGCs) e nervo óptico (ON) em animais de grande porte, incluindo potencial visual evocado (VEP), eletroretinograma padrão (PERG) e tomografia de coerência óptica (OUT). Tanto o primata de cabra quanto o não-humano foram empregados neste estudo. Ao apresentar esses métodos in vivo passo a passo, esperamos aumentar a reprodutibilidade experimental entre diferentes laboratórios e facilitar o uso de grandes modelos animais de neuropatias ópticas.

Introdução

O nervo óptico (ON), que consiste em axônios das células gânglios da retina (RGC), transmite sinal visual da retina para o cérebro. Doenças on, como glaucoma, neuropatia óptica traumática ou isquêmica, muitas vezes causaram degeneração irreversível on/RGC e perda visual devastadora. Embora existam atualmente muitos avanços na regeneração ON e na proteção do RGC em modelos de roedores1,2,3,4,5,6, os tratamentos clínicos para a maioria das doenças ON permaneceram essencialmente os mesmos ao longo do último meio século com resultados insatisfatórios7,8 . Para preencher a lacuna entre a pesquisa básica e a prática clínica, estudos translacionais utilizando um grande modelo animal de doenças ON são muitas vezes necessários e benéficos devido à sua semelhança anatômica mais próxima com os humanos do que os modelos de roedores.

Os macaques de cabra e rhesus são duas grandes espécies animais usadas em nosso laboratório para modelar a doença ON humana. O tamanho do globo ocular de uma cabra, ON, e a estrutura adjacente (cavidade orbital e nasal, base do crânio, etc.) é semelhante ao de um humano baseado na tomografia do crânio ⁹. Como tal, o modelo de cabra oferece uma oportunidade de avaliar e refinar dispositivos terapêuticos ou procedimentos cirúrgicos antes do uso em humanos. O macaque rhesus, como primata não humano (NHP), tem um sistema visual único semelhante ao humano que não existe em outras ^{espécies10,11}. Além disso, as respostas fisiopatológicas a lesões e tratamentos em NHP são muito semelhantes às dos seres ^humanos12.

Testes in vivo para avaliar a estrutura e função on e RGC longitudinalmente são importantes em grandes estudos em animais. O eletroretinograma padrão (PERG) tem sido usado para avaliar a função RGC. O potencial evocado visual flash (FVEP) reflete a integridade da via retino-geniculo-cortical no sistema visual. Assim, o PERG combinado com o FVEP pode refletir a função ON9,13,14 . A tomografia de coerência óptica da retina (OCT) pode mostrar a estrutura da retina com alta resolução temporal e espacial, o que permite a medição da espessura do complexo gânglio da retina (GCC)^9,15. Para exames eletrofisiológicos neste estudo, o monitoramento de sinais vitais (taxa de calor, taxa de quebra, pressão arterial) e nível de saturação de oxigênio (SpO2) antes dos testes são cruciais, pois esses parâmetros têm impactos potentes no fluxo sanguíneo ocular e, portanto, na função do sistema visual. No entanto, não monitoramos os sinais vitais ao realizar imagens de retina OCT por uma questão de simplicidade. De acordo com nosso estudo ^anterior9, a espessura do GCC medida pela imagem da retina OCT é bastante estável, com coeficiente inter-sessão de variação próximo a 3%. Estes testes in vivo em cabra e rhesus macaque foram descritos em detalhes em nosso estudo ^anterior9. Aqui apresentamos esses métodos para ajudar a aumentar a transparência experimental e a reprodutibilidade.

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Protocolo

Os experimentos foram realizados estritamente de acordo com as diretrizes da ARRIVE e o guia dos Institutos Nacionais de Saúde para o cuidado e uso de animais de laboratório, e seguem os protocolos aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais na Universidade Médica de Wenzhou (WMU) e pelo Laboratório Joinn (Suzhou). As cabras Saanen machos, com idades entre 4 e 6 meses com peso de 19 a 23 kg, estavam alojadas na instalação de animais da OMH. Os macaques Rhesus machos, com idades entre 5 e 6 anos com peso de 5 a 7 kg, estavam alojados na instalação de animais de Joinn. Todos os animais foram mantidos em uma sala climatizado com temperatura controlada (21 ± 2 °C) sob um ciclo escuro de 12 h/12h com ad libitum alimentar.

1. Flash visual evocou potencial (FVEP) em cabra

1. Anestesia geral
   1. Raspe o cabelo com uma navalha eletrônica.
   2. Prepare a pele esfregando com 70% de álcool três vezes para limpar a pele e, em seguida, exponha a veia subcutânea.
   3. Insira um cateter venoso periférico por via intravenosa (0,9 mm x 25 mm) e, em seguida, injete atropina (0,025 mg/kg) e propofol (5 mg/kg).
   4. Entubar a cabra com um tubo traqueal de 6 mm e conectá-la a um respirador artificial.
   5. Mantenha a anestesia com 3,5% de isoflurane em oxigênio a uma taxa de fluxo constante de 2 L/min.
      NOTA: A cabra se recupera da anestesia induzida pelo propofol em poucos minutos, por isso seja rápido para entubar a cabra.
2. Monitoramento cardiopulmonar
   1. Coloque o sensor de temperatura sob a língua.
   2. Conecte o oxímetro de pulso à extremidade proximal da orelha.
   3. Amarre o manguito da pressão arterial na base da coxa.
   4. Fixar os clipes ECG nos membros em conformidade.
      NOTA: A frequência cardíaca normal das cabras é de 68-150 bpm. Devido ao uso de anestesia gasosa, a frequência cardíaca das cabras aumentará. Portanto, nossa frequência cardíaca durante a inspeção é de 170 ± 30 bpm. A pressão arterial sistólica das cabras em condições normais é de 110-130 mmHg, e a pressão arterial diastólica é de 50-60 mmHg. No estado de inalação de oxigênio, a saturação de oxigênio sanguíneo da cabra pode ser sempre mantida em 99%. A taxa de respiração das cabras sob anestesia é sincronizada com a do ventilador, que é de 10 respirações/min. Como a temperatura foi medida sob a língua da cabra, não a temperatura do núcleo, a temperatura da cabra é geralmente de 35 ± 2 °C.
3. Implante de parafusos do crânio e colocação de eletrodos
   1. Raspe o cabelo com um cortador. Desinfete a pele no centro do osso frontal esfregando com uma bola de algodão encharcada em betadina e 70% de álcool três vezes.
   2. Use parafusos esterilizados e tesouras.
      NOTA: Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos para esterilização (121 °C, 20 min).
   3. Faça uma incisão de pele de 5 mm para expor o osso frontal com uma tesoura oftálmica e, em seguida, implante um parafuso esterilizado no centro do osso frontal usando uma chave de fenda.
   4. Raspe o cabelo e desinfete a pele no osso occipital central entre duas orelhas com betadina e 70% de álcool, uma seguida da outra, três vezes.
   5. Faça uma incisão de pele de 5 mm para expor o osso occipital com uma tesoura oftálmica e, em seguida, implante um parafuso esterilizado no centro do osso occipital.
      NOTA: O eletrodo da agulha moída é inserido subcutâneamente sob o parafuso frontal do crânio. Os eletrodos ativos e de referência estão conectados aos parafusos occipital e frontal, respectivamente, com clipes de jacaré para reduzir a impedância do ^eletrodo16.
4. Preparação animal
   1. Use pano à prova de luz para cobrir o olho e fixe pela venda para remendar um olho.
   2. Aplique colírios anestésicos tópicos (colírios de cloridrato de hidrococaína proparacaina) em ambos os olhos. As pupilas bilaterais são dilatadas pela administração tópica de colírios midriáticos com tropicamida (5%) e fenilefrina (5%).
   3. Coloque a cabeça da cabra no estimulador ganzfeld e diminua a luz ambiente.
      NOTA: Verificou-se que as cabras podem manter uma boa fixação do globo ocular sob anestesia, de modo que não é necessária nenhuma intervenção extra de fixação do globo ocular.
   4. Cubra o estimulador e a cabeça da cabra com um cobertor preto por 5 minutos para adaptação.
   5. Use espéculo das pálpebras para expor a conjuntiva bulbar. Dobre o anel superior, puxe a pálpebra superior para cima e insira o anel superior primeiro no saco conjuntivo da pálpebra superior e, em seguida, na pálpebra inferior de forma semelhante.
   6. Pressione o botão Impedance para verificar a impedância de contato do tecido eletrodo e os valores de impedância serão mostrados em cada canal.
   7. Certifique-se de que a impedância está abaixo de 10 kΩ para cada eletrodo para evitar interferência eletromagnética de outros dispositivos elétricos na mesma sala.
      NOTA: Se estiver acima de 10 kΩ, reconecte ou substitua o eletrodo. A impedância pode parecer anormalmente alta se o leito cirúrgico de metal elétrico, onde a cabra está, estiver plugado. A impedância deve diferir em menos de 1 kΩ entre os eletrodos ativos e de referência para reduzir as interferências ^elétricas17.
   8. Pressione o botão Oscillograph para verificar o ruído da linha de base sem estimulação da luz.
      NOTA: Se houver um grande ruído de linha de base, desligue todos os outros dispositivos elétricos na mesma sala e desligue os celulares. Se o problema da linha de base persistir, pule para o passo 1.3.10. para verificar se uma forma de onda FVEP típica pode ser provocada. Caso não, remarque o teste FVEP em outro momento.
   9. Inicie a gravação do FVEP escolhendo a intensidade de luz de 0,025, 0,5 e 3,0 cd·s/^m2, respectivamente na caixa de fundo branca no canto superior direito. Em seguida, pressione o botão Exame. Observe que a gravação de FVEP em cada intensidade de luz é realizada duas vezes.
      NOTA: Se as duas formas de onda parecerem obviamente diferentes, mais uma repetição é necessária.
   10. Moist a córnea com colírios artificiais, se aparecer seco na câmera infravermelha.
       NOTA: Monitore a posição dos olhos a partir da câmera infravermelha incorporada antes de gravar para ter certeza de que o olhar visual está correto e que a pupila esteja totalmente exposta (de modo que o tamanho do campo de um estímulo flash seja de 90°. A posição ocular de uma cabra anestesiada pode ser ajustada girando a cabeça de acordo. Com base em nossa observação, o olhar vagando raramente ocorre durante a gravação de FVEP (~10 min) em cabra sob anestesia ^geral9. Portanto, não há necessidade de pausar e reajustar o olhar durante a gravação.
   11. Repita os passos acima para o olho contralateral.
   12. Cessar a oferta de isoflurano e aumentar ligeiramente o volume da maré no ventilador para ajudar a cabra a se recuperar da anestesia geral.
   13. Após anestesia geral, trate a cabra com gentamicina (4 mg/kg, IM) e ceftiofur sódio (cefosporina, 2 mg/kg, IM) para prevenir a infecção.
5. Medição e análise quantitativa do FVEP
   NOTA: Como mostrado na Figura 1A, os primeiros picos positivos e negativos na forma de onda FVEP são designados como P1 e N1, e o segundo pico positivo como P2. O tempo implícito típico de P1, N1 e P2 são em torno de 40, 60 e 120 ms, respectivamente. As amplitudes P1 e P2 são medidas desde o cocho da forma de onda N1 até os picos de formas de onda P1 e P2, respectivamente.
   1. Em caso de lesão monocular, use comparação interocular de amplitude e tempo implícito para ajudar a reduzir a variação de intersessão e aumentar a ^{sensibilidade17}.

2. PVEP em rhesus macaque

NOTA: Os VEPs padrão podem ser obtidos em ^macaques9 rhesus e são mais estáveis que o Flash VEP em amplitude e tempo implícito17. Assim, o PVEP foi utilizado para detectar a integridade da via retino-geniculo-cortical em primatas não humanos.

1. Preparação animal
   1. Anestesiar o macaco com isoflurane (1,5%-2%) após indução com Zoletil50 (4-8 mg/kg IM, tiletamina/zolazepam).
   2. Posicione o eletrodo terrestre esterilizado no lóbulo da orelha. Insira os eletrodos ativos e de referência esterilizados subcutâneamente ao longo da linha média no osso frontal e occipital, respectivamente.
   3. Aplique espéculo das pálpebras para expor a conjuntiva bulbar.
   4. Use fita preta adesiva opaca para remendar o olho contralateral.
2. Gravação PVEP
   1. Pressione o botão Impedance para verificar a impedância de contato eletrodo-tecido e os valores de impedância serão mostrados em cada canal; garantir que esteja abaixo de 10k Ω. Se não, reconecte ou substitua o eletrodo.
   2. Verifique os valores de impedância na Janela de Teste de Impedância e certifique-se de que a impedância difere em menos de 1 kΩ entre os eletrodos ativos e de referência para reduzir as interferências elétricas17.
   3. Pressione o botão Oscillograph para verificar o ruído da linha de base sem estimulação.
      NOTA: Se houver um grande ruído de linha de base, desligue todos os outros dispositivos elétricos na mesma sala e desligue os celulares. Se o problema da linha de base persistir, refaça o teste PVEP em outro dia.
   4. Registique as respostas PVEP do olho não reparado escolhendo a intensidade de luz de 0,5 e 1,0 ciclo/grau, respectivamente na caixa de fundo branca no canto superior direito e, em seguida, pressione o botão Exame.
      NOTA: Para cada gravação, 64 traços são mediados para produzir uma forma de onda. Para cada frequência, são adquiridas mínimas duas gravações para verificar a reprodutibilidade dos sinais PVEP.
   5. Repita o procedimento para o olho contralateral.
   6. Uma vez feito, cessar o suprimento isoflurane para acordar o macaco.
   7. Após anestesia geral, trate o macaco com gentamicina (4 mg/kg IM) e ceftiofur sódio (2 mg/kg IM) para prevenir infecções.
3. Medição pvEP e análise quantitativa
   1. Como mostrado na Figura 1B, os primeiros picos negativos e positivos na forma de onda PVEP foram designados como N1 e P1, que normalmente ocorrem em torno de 50 e 90 ms. A amplitude P1 é medida do cocho de N1 até o pico de P1.
   2. Em caso de lesão monocular, use comparação interocular de amplitude e tempo implícito para ajudar a reduzir a variação de intersessão e aumentar a ^{sensibilidade17}.

3. Padrão ERG (PERG) em cabra

NOTA: No estudo anterior, não foi observado nenhum crosstalk interocular de sinal PERG em cabras, de modo que as respostas PERG podem ser registradas simultaneamente a partir de ambos os ^olhos9.

1. Preparação do exame
   1. Anestesiar o bode usando xilazina (3 mg/kg, IM) e colocar em uma mesa de exame.
   2. Coloque um sensor de temperatura sob a língua da cabra.
   3. Conecte o oxímetro de pulso à extremidade proximal da orelha da cabra.
   4. Amarre o manguito de pressão arterial na coxa.
   5. Fixar os clipes de ECG nos membros em conformidade.
   6. Para reduzir a impedância do eletrodo, coloque um parafuso esterilizado no osso frontal e conecte-se ao eletrodo moído com um clipe de jacaré.
   7. Coloque dois eletrodos de referência de agulha esterilizada subcutâneamente 1 cm atrás do canthi lateral em ambos os lados.
   8. Use o espéculo das pálpebras para expor a conjuntiva bulbar.
   9. Coloque dois eletrodos de gravação ERG-Jet desinfetados no centro das córneas bilaterais após aplicação tópica de lágrima artificial.
   10. Coloque dois monitores led de 47,6 cm x 26,8 cm na frente de ambos os olhos com uma distância de visualização de 50 cm.
   11. Ajuste cada monitor para ser paralelo ao plano pupilar do mesmo lado e alinhe o centro do monitor ao plano pupilo.
   12. Certifique-se de que o tabuleiro de verificação invertido de contraste (frequência temporal, 2,4 Hz) seja exibido em ambos os monitores e tenha uma proporção máxima de 4:3, que é definida pelas configurações do equipamento.
   13. Certifique-se de que o contraste entre damas brancas e pretas permanece em 96%, e a luminância média é de 200 cd/^m2 (Candela por metro quadrado), que é verificada pelo medidor de luminância.
       NOTA: De acordo com o ISCEV, uma luminância fotográfica média de 40-60 cd/^m2 é necessária em ^humanos17. Em outro estudo utilizando o modelo de camundongos, o padrão permaneceu em uma luminância média de 800 cd/^m2,18. Um tamanho de campo de pelo menos 15° em sua dimensão mais estreita é necessário para um teste PERG padrão em ^humanos17. Ajuste a posição do eletrodo córnea se não estiver no centro da superfície da córnea.
2. Gravação PERG
   1. Diminua a luz ambiente e pressione o botão Impedance para verificar a impedância de contato do tecido eletrodo. Os valores de impedância serão mostrados em cada canal.
   2. Verifique os valores de impedância na janela de teste impedance e certifique-se de que a impedância está abaixo de 10 kΩ. Se não, reconecte ou substitua o eletrodo.
   3. Pressione o botão Oscillograph para verificar o ruído da linha de base sem estimulação da luz.
      NOTA: Preste atenção para proteger os frágeis eletrodos de gravação ERG-Jet. O ruído da linha de base em PERG é geralmente menor do que o da FVEP em cabra.
   4. Inicie a gravação perg de ambos os olhos simultaneamente nas frequências espaciais de 0,1, 0,3, 1,0, 3,0 e 12,6 ciclos/graus consecutivamente. Para cada frequência espacial, 64 traços são mediados para produzir uma leitura.
   5. Finalmente, desligue o monitor para gravar PERG sem estímulo visual como um controle negativo.
      NOTA: Os sinais PERG são geralmente estáveis e não precisam ser repetidos.
   6. Remova o parafuso do crânio dianteiro e acorde a cabra injetando Idzoxan (1,5 mg/kg), que é um antagonista da xilazina.
   7. Após anestesia geral, trate a cabra com gentamicina (4 mg/kg IM) e ceftiofur sódio (2 mg/kg IM) para prevenir a infecção.
3. Medição perg e análise quantitativa
   1. Defina o filtro bandpass para variar de 1 a 75 Hz. Para 3,0 cpd PERG, o filtro bandpass está programado para ser de 1 a 50 Hz para suavizar o traço sem afetar sua amplitude.
   2. Como mostrado na Figura 1C, os primeiros picos positivos e negativos na forma de onda são designados como P1 (tipicamente em torno de 25 ms) e N1 (tipicamente em torno de 55 ms). A amplitude PERG é medida de N1 a P1.
   3. Em caso de lesão monocular, utilizamos comparação interocular de amplitude e tempo implícito para ajudar a reduzir a variação de intersessão e reduzir a ^{sensibilidade17}.

4. PERG em rhesus macaque

NOTA: Não está claro se há um crosstalk interocular de sinal PERG em rhesus macaque, portanto, as respostas PERG de ambos os olhos são registradas separadamente.

1. Preparação do exame
   1. Anestesiar o macaco com isoflurane (1,5%-2%) após injeção de Zoletil50 (4-8 mg/kg IM, tiletamina/zolazepam) e intubação traqueal.
   2. Coloque um eletrodo terrestre esterilizado subcutâneamente no osso frontal. Insira um eletrodo de referência de agulha esterilizado subcutâneamente, 1 cm atrás do canthus lateral do mesmo lado.
   3. Coloque um eletrodo de gravação ERG-Jet desinfetado na córnea central após a aplicação tópica de lágrima artificial.
      NOTA: Ajuste a posição do eletrodo córnea, se não estiver no centro da superfície da córnea.
   4. Use fita preta adesiva opaca para remendar um olho.
   5. Coloque um monitor (47,6 x 26,8 cm) a uma distância de visualização de 50 cm.
   6. Certifique-se de que o monitor seja ajustado para ser paralelo ao plano pupilo. Alinhe o centro do monitor ao plano pupilo.
   7. Certifique-se de que o tabuleiro de dama preto e branco está invertendo em uma frequência de 2,4 Hz, e a proporção é de 4:3, que é definida por configurações do equipamento.
   8. Certifique-se de que o contraste entre os damas brancos e pretos é de 96%, e a luminância média permanece em 200 cd/^m2, que é verificada pelo medidor de luminância.
2. Gravação PERG
   1. Diminua a luz ambiente e verifique a impedância de contato eletrodo-tecido.
   2. Certifique-se de que a impedância está abaixo de 10 kΩ. Se não, reconecte ou substitua o eletrodo.
   3. Verifique o ruído da linha de base sem estimulação da luz.
   4. Remenda um olho e inicie a gravação perg do outro olho em frequências espaciais de 0,1, 0,3, 1.0, 3.0 e 12,6 ciclos/grau consecutivamente.
   5. Repita as etapas 4.2.1-4.2.4 para o olho contralateral.
   6. Cesse o suprimento isoflurane para despertar o macaco.
   7. Após anestesia geral, trate o macaco com gentamicina (4mg/kg IM) e ceftiofur sódio (2 mg/kg IM) para prevenir infecções.
3. Medição perg e análise quantitativa
   1. Como mostrado na Figura 1D, os primeiros picos positivos e negativos na forma de onda são designados como P1 (tipicamente em torno de 40ms) e N1 (tipicamente em torno de 85 ms). A amplitude PERG é medida de N1 a P1.
   2. Em caso de lesão monocular, usamos comparação interocular de amplitude e tempo implícito para ajudar a reduzir a variação de intersessão e aumentar a ^{sensibilidade17}.

5. OCT em cabra

1. Preparação animal
   1. Anestesiar a cabra usando xilazina (3mg/kg, IM) e, em seguida, entubar.
   2. Dilatar a pupila por administração tópica de colírios midriáticos com tropicamida (5%) e fenilefrina (5%).
   3. Use o espéculo das pálpebras para expor totalmente a pupila.
   4. Coloque a cabeça da cabra no descanso do queixo.
      NOTA: Embora a anestesia do gás não seja realizada, entubar a cabra regularmente para proteger as vias aéreas de serem comprimidos pelo resto do queixo.
2. Imagem de OUTUBRO
   NOTA: A imagem de OCT da retina é realizada usando o sistema OCT em um comprimento de onda de 870 nm neste estudo. A resolução óptica do scanner OCT é de 12 μm. O modo de varredura circular é usado para escanear a cabeça do nervo óptico (ONH) com modo de alta resolução. 100 quadros são mediados para otimizar a qualidade da imagem. O guia de treinamento detalhado está disponível online (ver Tabela de Materiais).
   1. Varredura inicial de OCT (exame de linha de base)
      1. Clique no botão Iniciar para entrar na interface de detecção. Aguarde que a máquina termine o carregamento e pressione o botão iniciar imagens amarelas.
      2. Alinhe a cabra com a câmera infravermelha para centralizar o ONH na imagem confocal Scanning Laser Oftalmoscopy (cSLO) modificando sua posição da cabeça.
      3. Ajuste o joystick para iluminar uniformemente toda a imagem infravermelha para melhorar a qualidade da imagem.
      4. Mova o joystick para a frente até que uma imagem oct de retina vertical seja mostrada na tela vertical.
      5. Modifique o joystick para ter uma imagem OCT retinal uniformemente densa e horizontalmente colocada.
      6. Pressione o botão no joystick para capturar a imagem automaticamente e segure o joystick para manter a qualidade da imagem na tela de imagem ao vivo até que a aquisição da imagem seja concluída. Então, pressione Acquire.
      7. Desperte a cabra injetando Idzoxan (1,5 mg/kg), que é um antagonista xilazino.
         NOTA: A centralização do ONH no exame de linha de base ajuda a alinhar a varredura da linha de base e o acompanhamento de acordo com a nossa experiência.
   2. Varredura de OCT de acompanhamento
      1. Selecione uma imagem de OCT inicial de alta qualidade; clique com o botão direito do mouse e selecione Definir referência.
      2. Inicie imagens oct como mencionado acima.
      3. Pressione o botão Follow-up para permitir a correspondência automática da verificação atual à varredura de referência.
      4. Uma vez combinado (o anel de varredura circular fica verde), pressione o botão no joystick para ativar o rastreamento automático em tempo real.
      5. Desperte a cabra injetando Idzoxan (1,5 mg/kg), que é um antagonista xilazína.
         NOTA: Para facilitar o processo de correspondência, (1) mova o ONH na janela ao vivo girando a cabeça em conformidade ou (2) gire o ONH na janela ao vivo inclinando a cabeça para fazer com que a imagem atual da cSLO pareça mais semelhante à imagem da linha de base. Este reflexo vestibulo-ocular funciona bem sob anestesia ^xilazina19.
3. Medição de OUTUBRO
   1. Clique no botão Medir para entrar na janela de medição.
   2. Escolha a ferramenta de borracha e limpe a linha RNFL, que é automaticamente rotulada pelo programa.
   3. Escolha a ferramenta Desenho de linha para delinear manualmente o limite entre IPL e INL (Figura 2).
      NOTA: A espessura do GCC em seis regiões peripapillary (T, TS, TI, N, NS, NI) e a espessura média do GCC ao redor do ONH (G) podem ser lidas na tela (Figura 2). O teste do aluno, ANOVA unidirecional ou ANOVA bidirecional pode ser usado para quantificar os dados de OCT em caso de distribuição normal.

6. OUT em rhesus macaque

1. Realize imagens de S OCT de retina em rhesus macaque utilizando o mesmo equipamento e procedimento feito no caso da cabra.

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Resultados

Figura 1A mostra resultados representativos da FVEP em cabra. Embora as formas de onda na mesma intensidade flash tenham relativa semelhança, ainda recomendamos examinar as formas de onda duas vezes. Ondas eletromagnéticas geradas por dispositivos eletrônicos interferirão com os sinais elétricos coletados, resultando em alto ruído de linha de base e baixa repetibilidade da forma de onda. Portanto, recomenda-se garantir que não haja dispositivos eletrônicos redundantes conectados ao a...

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Discussão

Neste estudo, apresentamos um protocolo de VEP, PERG e OCT em cabra e rhesus macaque. Esses métodos in vivo podem ser aplicados em grandes modelos animais de várias neuropatias ópticas, como glaucoma, neuropatia isquêmica ou óptica traumática e neurite ^óptica9.

PvEP é mais estável e sensível que o ^FVEP17; no entanto, não pode ser provocado em ^cabra9. Como tal, a FVEP é realizada em cabra e pvep é real...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
47.6 x 26.8 cm monitors	DELL Inc.	E2216HV	The visual stimuli of contrast-reversal black-white checkerboards were displayed on screens
6.0 mm tracheal tube	Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd	PVC 6.0	ensure the airway
alligator clip
atropine	Guangdong Jieyang Longyang Animal pharmaceutical Co.,Ltd.		reduce bronchial secretion and protect heart from vagal nerve activation
Carbomer Eye Gel	Fabrik GmbH Subsidiary of Bausch & Lomb		moisten the cornea and stabilize the recording electrodes
ERG-Jet recording electrodes	Roland Consult Stasche&Finger GmbH	2300 La Chaux-De-Fonds	ERG recording
eye speculum	Shanghai Jinzhong Medical Device Co., Ltd	ZYD020	open palpebral fissure
Heidelberg Spectralis OCT system	Heidelberg Engineering		OCT system
Imaging			(https://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf)
isoflurane	RWD Life Science Co., Ltd	R510-22	isoflurane anesthesia
male Saanen goats	Caimu Livestock Company, country (Hangzhou, China)		The male Saanen goats, aged from 4 to 6 months with weight of 19–23 kg
needle electrode	Roland Consult Stasche&Finger GmbH	U51-426-G-D	use for FVEP ground electrode and PERG reference electrodes
periphery venous catheter intravenously	BD shanghai Medical Device Co., Ltd	383019	intravenous access for atropine and propofol
propofol	Xian Lipont Enterprise Union Management Co.,Ltd.		induce Isoflurane anesthesia in goat
Tropicamide Phenylephrine Eye Drops	SANTEN OY, Japan		5% tropicamide and 5% phenylephrine hydrochloride
visual electrophysiology device	Gotec Co., Ltd	GT-2008V-III	use for FVEP & PERG
xylazine	Huamu Animal Health Products Co., Ltd.		xylazine anesthesia: intramuscular injection of xylazine 3mg/kg
zoletil50	Virbac		induce Isoflurane anesthesia in monkey