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Resumo

Por meio da incorporação do design da experiência de interação e da análise dos requisitos do usuário, introduzimos um raspador de células inovador que aprimora os ensaios de cicatrização de feridas celulares em termos de reprodutibilidade, confiabilidade, praticidade, integridade celular e experiência do usuário.

Resumo

A confiabilidade da medição da migração celular em ensaios de cicatrização de feridas é frequentemente prejudicada pela instabilidade metodológica prevalente, ou seja, método baseado em pontas. Apresentamos um instrumento inovador projetado para lidar com essas limitações. Nosso novo raspador de células supera a abordagem atual, gerando uma lacuna livre de células mais consistente e estável. Experimentos biológicos repetidos revelam que a lacuna livre de células produzida pelo raspador de células exibe bordas mais retas e tamanho e forma uniformes em comparação com a técnica baseada em ponta (p < 0,05). Em termos de design de produto, o raspador de células possui um esquema de cores refinado adequado para ambientes de laboratório, aprimorando o monitoramento dos resultados experimentais e permite a esterilização por meio de autoclavagem para reutilização. Notavelmente, após o tratamento, o raspador de células demonstra um efeito insignificante na viabilidade e proliferação celular (97,31% e 24,41%, respectivamente). Por outro lado, o método baseado em ponta produz menor viabilidade celular (91,37%) e proliferação (18,79%). Esta investigação apresenta o raspador de células como um novo dispositivo reutilizável capaz de gerar lacunas livres de células reprodutíveis, preservando a viabilidade celular, aumentando assim a confiabilidade dos ensaios de cicatrização de feridas em comparação com as técnicas existentes.

Introdução

Os tumores são caracterizados por características distintas, como vantagens de crescimento seletivo, religação metabólica e modulação imunológica, que contribuem de forma intrigante para o aumento da migração celular, um comportamento maligno crítico das células tumorais. Essa característica afeta diretamente a metástase à distância do tumor primário, comprometendo a sobrevida a longo prazo dos pacientes 1,2,3. As vantagens do crescimento seletivo permitem que as células cancerígenas superem as células normais, enquanto a religação metabólica suporta essa rápida proliferação, alterando as vias de energia. Ao mesmo tempo, a modulação imunológica permite que os tumores escapem das defesas do corpo. Estudos ressaltam a gravidade desse problema, mostrando que a metástase pulmonar, muitas vezes resultado de uma migração celular aumentada, é um evento terminal que leva à morte de pacientes com vários tipos de câncer4. Por exemplo, câncer de mama5, carcinoma cervical4 e osteossarcoma6 são responsáveis por 20%, 9% e 30% desses casos, respectivamente. Portanto, avaliar a migração de células tumorais tornou-se parte integrante da pesquisa oncológica atual, destacando ainda mais a natureza multifacetada da progressão do tumor.

O ensaio de cicatrização de feridas celulares é um método fácil de usar para medir a migração celular in vitro , frequentemente empregado em estudos oncológicos7. A maioria dos experimentadores usa pontas de pipeta para criar feridas celulares manualmente8. Embora esse método possa formar feridas celulares de forma rápida e conveniente, ele ainda tem muitas limitações que afetam a reprodutibilidade e a precisão para avaliar a migração celular. Em primeiro lugar, o uso manual de ponteiras de pipeta para criar arranhões é altamente influenciado pelo ângulo de operação, força e velocidade do operador, afetando a repetibilidade do método8. Em segundo lugar, os defeitos celulares gerados pela ponta geralmente têm bordas irregulares em vez de bordas retas porque as pontas das pipetas são produtos plásticos com certa elasticidade9. Alguns estudos geram feridas colocando inserções de cultura pré-fabricadas diretamente na placa de cultura de células para restringir a amplitude de proliferação celular10. Essa abordagem contorna a limitação do método baseado em dicas, como bordas irregulares e reprodutibilidade. No entanto, mesmo com materiais biocompatíveis, a coexistência a longo prazo da incorporação com as células ainda afeta o crescimento celular11. Além disso, a incorporação também pode causar alterações epigenéticas celulares na zona marginal devido à restrição de contato12. Além disso, os insertos de contato produzidos a partir de materiais biocompatíveis são caros e difíceis de reutilizar, limitando sua viabilidade13. Portanto, uma ferramenta nova, reprodutível e prática é necessária para quantificar facilmente a migração celular in vitro .

O objetivo principal deste método é introduzir uma ferramenta inovadora para quantificar a migração celular in vitro em estudos oncológicos, abordando as limitações das técnicas existentes e aumentando a reprodutibilidade e a precisão na avaliação da migração celular.

A lógica por trás do desenvolvimento dessa técnica reside na importância crítica de avaliar a migração de células tumorais em oncologia. Os tumores exibem características distintas, incluindo vantagens de crescimento seletivo, religação metabólica e modulação imunológica, todos contribuindo para o aumento da migração celular, um aspecto fundamental da malignidade do câncer. Este método visa fornecer um meio mais confiável de estudar a migração celular, contribuindo para uma compreensão mais profunda do comportamento do tumor.

Este método oferece vantagens substanciais sobre as técnicas existentes. Os ensaios manuais de arranhões podem sofrer interferência dependente do operador, enquanto as inserções de cultura podem afetar o crescimento celular e a expressão gênica. Em contraste, este método oferece maior repetibilidade, precisão e praticidade, apresentando uma solução econômica para medir a migração celular in vitro na pesquisa oncológica. Ele atende a uma necessidade crucial de uma ferramenta confiável e acessível para estudar a migração celular em vários tipos de câncer, tornando-se uma adição valiosa ao campo.

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Protocolo

O consentimento informado completo por escrito foi fornecido por todos os participantes. A aprovação ética não foi aplicável, uma vez que nenhuma amostra de tecido animal ou humano foi incluída no presente estudo.

1. Investigando os requisitos da comunidade de usuários

  1. Entregue questionários aos biólogos/experimentadores que trabalham em ensaios de cicatrização de feridas celulares. Colete os questionários preenchidos e use-os para o estudo. Para este estudo, de 12 de outubro de 2021 a 3 de fevereiro de 2022, foram entregues 100 questionários a 100 biólogos. A porcentagem de resposta foi de 97%.
  2. Peça aos entrevistados que respondam a perguntas como: qual dos experimentos de coçar células mais o incomodou? E qual ferramenta foi usada para realizar a coçadura da célula? Siga estas perguntas com subperguntas para rastrear as causas.
  3. Investigue as percepções dos experimentalistas sobre ferramentas como pontas de pipeta e inserções de cultura de células em experimentos de cicatrização de feridas celulares. Compreender e reunir suas razões para selecionar uma ferramenta em detrimento de outra, usando a teoria da cadeia de meios-fim baseada em técnicas de escada na seção 14,15 dos questionários.
    NOTA: O método da escada é dividido em dois tipos: o método da escada macia com entrevistas em profundidade e o método da escada dura com questionários ou questionários de papel e lápis16. O método de escada rígida foi a principal técnica utilizada neste estudo. A teoria da cadeia de meios-fim sugere que o conhecimento explícito detido pelos usuários-alvo é superficial e concreto, enquanto o conhecimento tácito é profundo e abstrato 17,18,19.

2. Design e modelagem tridimensional

  1. Desenhe um esboço a partir dos insights coletados da pesquisa de questionário anterior e inicie o processo de design. Use este esboço preliminar como o projeto fundamental.
    1. Elabore as dimensões e o layout de cada componente aplicando as funções Dim, DimRadius e DimDiameter no software de modelagem.
    2. Realize medições pelo paquímetro com uma precisão de 0,02 mm em placas reais de 6 poços para determinar as dimensões finais do raspador de células. Confirme se eles têm 42,1 mm de comprimento, 42,1 mm de largura e 18,5 mm de altura. Preste atenção aos detalhes na fase de projeto, especialmente a altura do produto e a adequação ao poço, para facilitar uma montagem mais suave.
  2. Construa um modelo tridimensional e renderize-o.
    1. Comece o design 3D em um software criando um modelo básico. Clique em botões como ExtrudeCrv para alongamento e Loft para moldar o design. Refine o modelo e clique em FileEdge para suavizar as arestas.
      NOTA: Outros botões de função usados incluem, Linhas - Para desenhar segmentos de linha reta, Polilinhas - Para criar linhas contínuas compostas por vários segmentos, Retângulos - Para desenhar formas retangulares, Círculos - Para desenhar formas circulares, Arcos - Para desenhar formas de arco ou elípticas, Pontos - Para colocar marcadores de ponto único, Texto - Para adicionar rótulos de texto, Dimensões - Para adicionar dimensões medidas a modelos, Matriz - Para criar padrões copiados de objetos, Girar - Para girar objetos nos ângulos desejados, Mover - Para mover objetos para novos locais, Dimensionar - Para redimensionar objetos maiores ou menores, Aparar / Estender - Para aparar ou estender objetos para atender a outra geometria, União booleana/Diferença / Interseção - Para combinar, subtrair ou encontrar a interseção de objetos, Camadas - Para organizar objetos em diferentes camadas, Renderizar - Para gerar vistas renderizadas com materiais e iluminação e Exportar - Para exportar a geometria do modelo para outros formatos de arquivo.
    2. Importe o modelo para um software de renderização 3D. Aplique materiais como plástico, esponja e aço e, em seguida, ajuste a iluminação para uma renderização realista.
      NOTA: Uma lista generalizada de botões de função inclui: Arrastar e soltar - Para aplicar materiais diretamente a peças ou modelos, arrastando um material da biblioteca e soltando-o no componente desejado na visualização em tempo real, Clique com o botão direito do mouse - Ao clicar com o botão direito do mouse em um material na biblioteca, você normalmente verá opções para: Aplicar à seleção - Aplicar o material a uma peça selecionada na visualização em tempo real. Editar material - Ajuste as propriedades do material. Propriedades do material (após selecionar um material) - Para acessar e modificar propriedades específicas do material, como cor, rugosidade, índice de refração e outros atributos. Barra de pesquisa - Para encontrar rapidamente um material na biblioteca digitando seu nome ou palavras-chave associadas. Categorias/pastas - Para navegar por diferentes categorias ou pastas de materiais como metais, plásticos, vidro, etc. Adicionar aos favoritos - Para marcar determinados materiais como favoritos para facilitar o acesso durante sessões futuras. Teclas de atalho - Algumas operações podem ser acessadas por meio de teclas de atalho. Por exemplo, M geralmente é a tecla de atalho para exibir rapidamente as propriedades do material de uma peça selecionada.
    3. Por fim, aprimore o contraste (+56) e a saturação da imagem (Vibração +19, Saturação +7) no software de foto e design e adicione elementos de plano de fundo (informações de texto e cor de fundo gradiente branco a cinza claro) para contexto para garantir uma representação realista e de alta qualidade do produto.
      1. Use Ajustes de > de imagem, Brilho/Contraste para ajustar o contraste de uma imagem. Use Imagem > Matiz/Saturação para modificar o nível de saturação da imagem. Use a Ferramenta Texto (ícone T) para adicionar informações de texto à imagem.
        NOTA: Uma lista generalizada de botões de função inclui a Ferramenta Elipse (U) - Para desenhar pontos/círculos. Defina a ferramenta para desenhar uma forma, escolha a cor de preenchimento desejada e clique e arraste (segurando a tecla Shift para manter um círculo perfeito) para criar um ponto. Ferramenta Linha (U) - Para desenhar linhas retas na imagem. Selecione a ferramenta, defina a largura da linha desejada e clique e arraste para desenhar uma linha. Ferramenta Pincel (B) - Uma maneira alternativa de desenhar pontos e linhas. Selecione o tamanho e a forma do pincel e clique (para pontos) ou clique e arraste (para linhas).
  3. Depois de completar o modelo tridimensional, prossiga para produzir o raspador de células através do método de moagem e montagem 20,21,22.

3. Produção

  1. Empregue a teoria de cor, materiais e acabamento (CMF) no estudo atual para projetar os protótipos do raspador de células. A teoria CMF serve como uma metodologia de design na pesquisa científica. Melhora a usabilidade do produto, molda a percepção do usuário e direciona a seleção de materiais 23,24,25.
    1. Selecione as cores a serem usadas no raspador de células do sistema de cores padrão, incluindo Preto 6 C, Cinza Frio 6 C e 11-0601TPG26,27.
    2. Para construir o raspador de células que atenda aos padrões de laboratório, escolha materiais apropriados, incluindo polipropileno (PP), esponja e aço de alto carbono. Para a fabricação de protótipos físicos, comece empregando uma impressora 3D para produzir a estrutura estrutural. Posteriormente, utilize conectores ou agentes adesivos para concluir a montagem do raspador.
      NOTA: Para preparar o produto físico do raspador de células, triture e monte os materiais necessários. Os protocolos de segurança devem ser seguidos durante todo o processo para garantir um produto final seguro e eficaz.
    3. Passe para o processo de acabamento, que pode envolver corte, retificação, polimento, estampagem ou outras técnicas. Comece lixando o modelo usando uma lixa de grão médio e grão 120 para remover quaisquer arestas.
    4. Em seguida, aplique uma lixa de grão fino e grão 220 para obter uma superfície lisa.
    5. Pós-lixamento para alisar as superfícies, garantindo que os conectores plug-in ou embutidos sejam combinados corretamente.
    6. Junte a corrediça I e II com segurança usando os conectores (hastes fixas) para garantir uma montagem robusta e durável do raspador de células. Obtenha a forma fixa final do raspador de células por meio de uma combinação de fixação mecânica e colagem adesiva. Use fixadores, especificamente uma estrutura de encaixe e espiga, para prender as peças juntas por meio de força mecânica. Além disso, para aumentar a resistência do conjunto, aplique adesivo (cola) para unir ainda mais os componentes.
    7. Autoclave o raspador a 121,3 °C por 30 min para garantir que ele mantenha sua forma original e propriedades físicas.

4. Cultura celular

  1. Cultive células HOS em meio essencial mínimo suplementado com 10% de soro fetal bovino (FBS) e 1% de penicilina-estreptomicina. Cultive-os a 37 °C com 5% de CO2.
  2. Troque o meio de cultura a cada 2 dias.
  3. Quando o crescimento celular ultrapassar 80% de confluência, adicione 1 mL de tripsina com 0,25% de EDTA e digerir por 60 s. Em seguida, centrifugue as células a 300 x g por 5 min para subcultura. Remova o sobrenadante e adicione o meio de cultura para obter uma concentração final de 5 x 104 células por poço. Use um contador de células automatizado para contar células.

5. Avaliação do potencial de lesão celular do raspador de células e método baseado em dicas

  1. Prepare todos os materiais para feridas e esterilize-os com radiação ultravioleta, expondo por 30 min.
  2. Após a esterilização, enrole 100% de células HOS confluentes em placas de 6 poços a uma concentração de 5 x 104 células por poço usando o método raspador de células ou o método baseado em pontas.
    1. Para o método baseado em ponta, use uma ponta de 100 μL e arraste-a pela célula contendo o meio com 1 traço na direção horizontal e o outro na direção vertical.
    2. Para o método do raspador de células, coloque o protótipo do raspador em um dos poços e com a ajuda da pinça pressione suavemente uma vez. As células estão feridas. Realize cada experimento de ferimento em triplicado.
  3. Analise todas as feridas celulares usando um sistema de microscópio digital e software de imagem.

6. Medir a viabilidade celular e a proliferação celular

  1. Realize todos os ensaios de viabilidade celular seguindo o protocolo fornecido no Kit CCK-8.
  2. Incubar as células com a solução de CCK-8 durante 2 h a 37 °C e, em seguida, medir a sua absorvância a 450 nm utilizando um leitor de microplacas para quantificar as viabilidades celulares.
  3. Projete o ensaio de incorporação de 5-etinil-20-desoxiuridina (EdU) para quantificar com precisão a duplicação do DNA e quantificar diretamente a taxa de proliferação celular. Determinar a influência de diferentes métodos para gerar feridas celulares na proliferação celular usando o ensaio EdU, seguindo o protocolo descrito na publicação anterior28.
  4. Pinte as células e visualize-as usando um sistema de microscópio digital. Certifique-se de que cada experimento seja realizado em triplicado.

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Resultados

Dissecando as demandas dos usuários por ferramentas para gerar feridas celulares
O método experimental atual para gerar feridas celulares exige mais aprimoramento para abordar muitas questões que comprometem a reprodutibilidade biológica, robustez, consumo econômico e experiência do usuário do ensaio de cicatrização de feridas celulares. Utilizou-se o método de escada rígida para analisar as necessidades dos usuários envolvidos em experimentos biológicos ...

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Discussão

O presente estudo teve como objetivo desenvolver uma ferramenta mecanizada automática para ensaio de cicatrização de feridas celulares. Até onde sabemos, representa a primeira tentativa de aplicar uma estrutura mecanizada para criar feridas celulares automaticamente com um clique. Com isso, pretendemos resolver as deficiências do método tradicional baseado em dicas, como baixa reprodutibilidade e estado de arranhão instável. Beneficiando-se dos resultados positivos e do feedback ...

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Divulgações

Os autores declaram não ter conflito de interesses.

Agradecimentos

Este estudo é apoiado pela doação da National Social Science Foundation (22FYSB023), Hubei Industrial Design Center Research Foundation (08hqt201412046) e Humanities and Social Science Foundation do Departamento de Educação da Província de Hubei (15Y054).

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Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
CCK-8 KitBeyotime Company, ChinaC0037
digital microscope systemOlympusIX81
fetal bovine serumGibco, USA16000044
HOS Procell Life Science & Technology Co., LtdCL-0360
Image-Pro PlusMedia Cyberneticsversion 6.0
KeyShotLuxionversion 11.03D rendering software
microplate readerBioTek, GermanELX808
Minimum Essential MediumGibco, USA11095080
Pantone matching systemPantonecommercial color matching
penicillin-streptomycinBeyotime Company, ChinaST488
PhotoshopAdobephoto and design software
Rhinoceros 3DRobert McNeel & Associatesversion 7.03D design software
TC20 Automated Cell CounterBio-RadTC20
TrypsinCytiva HyClone, United StateSH30042.01

Referências

  1. Trepat, X., Chen, Z., Jacobson, K. Cell migration. Compr Physiol. 2 (4), 2369-2392 (2012).
  2. Moncharmont, C., et al. Radiation-enhanced cell migration/invasion process: a review. Crit Rev Oncol Hematol. 92 (2), 133-142 (2014).
  3. Verbeek, B. S., Adriaansen-Slot, S. S., Vroom, T. M., Beckers, T., Rijksen, G. J. F. I. Overexpression of EGFR and c-erbB2 causes enhanced cell migration in human breast cancer cells and NIH3T3 fibroblasts. FEBS Lett. 425 (1), 145-150 (1998).
  4. Vaideeswar, P., Aswani, Y., Damani, S., Singaravel, S. Pulmonary microvascular metastases in cervical carcinoma: A case series. J Postgrad Med. 66 (3), 155-158 (2020).
  5. Liang, Y., Zhang, H., Song, X., Yang, Q. Metastatic heterogeneity of breast cancer: Molecular mechanism and potential therapeutic targets. Semin Cancer Biol. 60, 14-27 (2020).
  6. Sasaki, R., Osaki, M., Okada, F. MicroRNA-based diagnosis and treatment of metastatic human osteosarcoma. Cancers (Basel). 11 (4), 553(2019).
  7. Spaeth, E., Klopp, A., Dembinski, J., Andreeff, M., Marini, F. Inflammation and tumor microenvironments: defining the migratory itinerary of mesenchymal stem cells. Gene Ther. 15 (10), 730-738 (2008).
  8. Zhang, M., Li, H., Ma, H., Qin, J. A simple microfluidic strategy for cell migration assay in an in vitro wound-healing model. Wound Repair Regen. 21 (6), 897-903 (2013).
  9. Yue, P. Y., Leung, E. P., Mak, N., Wong, R. N. A simplified method for quantifying cell migration/wound healing in 96-well plates. J Biomol Screen. 15 (4), 427-433 (2010).
  10. Roch, T., et al. Immunological evaluation of polystyrene and poly (ether imide) cell culture inserts with different roughness. Clin Hemorheol Microcirc. 52 (2-4), 375-389 (2012).
  11. Jonkman, J. E., et al. An introduction to the wound healing assay using live-cell microscopy. Cell Adh Migr. 8 (5), 440-451 (2014).
  12. Freshney, R. I. Culture of animal cells: a manual of basic technique and specialized applications. , John Wiley & Sons, Inc. (2015).
  13. Kato, T., et al. Reuse of cell culture inserts for in vitro human primary airway epithelial cell studies. Am J Respir Cell. 64 (6), 760-764 (2021).
  14. Veludo-de-Oliveira, T. M., Ikeda, A. A., Campomar, M. C. Discussing laddering application by the means-end chain theory. Qualit Rep. 11 (4), 626-642 (2006).
  15. Yang, T., Yang, F., Men, J. Recommendation content matters! Exploring the impact of the recommendation content on consumer decisions from the means-end chain perspective. Int J Info Manage. 68, 102589(2023).
  16. Sadeghlou, S., Emami, A. Residential preferences and satisfaction: a qualitative study using means-end chain theory. J Housing Built Env. 38, 1711-1734 (2023).
  17. Pieters, R., Baumgartner, H., Allen, D. A means-end chain approach to consumer goal structures. Int J Res Market. 12 (3), 227-244 (1995).
  18. Valette-Florence, P., Rapacchi, B. J. J. Improvements in means-end chain analysis: using graph theory and correspondence analysis. J Advert Res. 31, 30-45 (1991).
  19. Nunkoo, R., Ramkissoon, H. Applying the means-end chain theory and the laddering technique to the study of host attitudes to tourism. J Sustain Tourism. 17 (3), 337-355 (2009).
  20. Development of an automatic mold polishing system. Tsai, M. J., Chang, J. L., Haung, J. F. IEEE Int Conf Robot Auto, 3, 3517-3522 (2005).
  21. Altan, T., et al. Advanced techniques for die and mold manufacturing. CIRP Annals. 42 (2), 707-716 (1993).
  22. Kalt, E., Monfared, R., Jackson, M. Towards an automated polishing system: Capturing manual polishing operations. Int J Res Eng Tech. 5 (7), 182-192 (2016).
  23. Becerra, L. CMF design: the fundamental principles of colour, material and finish design. , Frame Publishers, UK. (2016).
  24. Pan, C., et al. Next-generation immuno-oncology agents: current momentum shifts in cancer immunotherapy. J Hematol Oncol. 13 (1), 29(2020).
  25. Kim, S., Nah, K. The development direction of emotional materials by increasing sensorial experiences-Focusing on the case study of CMF design. Arch Des Res. 27 (2), 121-135 (2014).
  26. Eiseman, L. The complete color harmony, pantone edition: expert color information for professional results. , Rockport Publishers. (2017).
  27. Eiseman, L., Recker, K. Pantone: The twentieth century in color:(coffee table books, design books, best books about color). , Chronicle Books. (2011).
  28. Deng, P., Jin, W., Liu, Z., Gao, M., Zhou, J. Novel multifunctional adenine-modified chitosan dressings for promoting wound healing. Carbohydr Polym. 260, 117767(2021).
  29. Ares, G., Giménez, A., Gámbaro, A. Understanding consumers' perception of conventional and functional yogurts using word association and hard laddering. Food Quality Prefer. 19 (7), 636-643 (2008).
  30. Lee, W. J. A study on word cloud techniques for analysis of unstructured text data. J Converg Culture Tech. 6 (4), 715-720 (2020).
  31. Word Cloud Explorer: Text Analytics Based on Word Clouds. Heimerl, F., Lohmann, S., Lange, S., Ertl, T. 47th Hawaii international conference on system sciences, , IEEE. (2014).
  32. Kulevicz, R. A., et al. Influence of sustainability reports on social and environmental issues: bibliometric analysis and the word cloud approach. Env Rev. 28 (4), 380-386 (2020).
  33. Rubbo, S. D., Gardner, J. F. A review of sterilization and disinfection. Lloyd-Luke. , (1965).
  34. Kelsey, J. C. Sterilization by ethylene oxide. J Clin Pathol. 14 (1), 59-61 (1961).
  35. Shintani, H. Ethylene oxide gas sterilization of medical devices. Biocontrol Sci. 22 (1), 1-16 (2017).
  36. Rutala, W. A., Gergen, M. F., Weber, D. J. Comparative evaluation of the sporicidal activity of new low-temperature sterilization technologies: ethylene oxide, 2 plasma sterilization systems, and liquid peracetic acid. Am J Infect Control. 26 (4), 393-398 (1998).
  37. Dion, M., Parker, W. Steam sterilization principles. Pharm Eng. 33 (6), 1-8 (2013).
  38. Környei, Z., et al. Cell sorting in a Petri dish controlled by computer vision. Sci Rep. 3, 1088(2013).
  39. Hsu, J. T., et al. Chronic wound assessment and infection detection method. BMC Med Inform Decis Mak. 19 (1), 99(2019).
  40. Katoh, M. Test-retest reliability of isometric ankle plantar flexion strength measurement performed by a hand-held dynamometer considering fixation: examination of healthy young participants. J Phys Ther Sci. 34 (6), 463-466 (2022).
  41. Li, X., Zhao, J., Ma, G., Huang, S. Experimental study on the traditional timber mortise-tenon joints. Adv Str Eng. 18 (12), 2089-2102 (2016).
  42. Cottle, R. W. The principal pivoting method revisited. Mathematical Prog. 48, 369-385 (1990).
  43. Cross, N. Engineering design methods: strategies for product design. , John Wiley & Sons. (2021).
  44. Otto, K., Wood, K. Product design: techniques in reverse engineering and new product development. , Pearson. (2001).
  45. Tariq, M., et al. Gefitinib inhibits M2-like polarization of tumor-associated macrophages in Lewis lung cancer by targeting the STAT6 signaling pathway. Acta Pharmacol Sin. 38 (11), 1501-1511 (2017).
  46. Rahimi, S., et al. CRISPR/Cas9-mediated knockout of Lcn2 effectively enhanced CDDP-induced apoptosis and reduced cell migration capacity of PC3 cells. Life Sci. 231, 116586(2019).
  47. Cormier, N., Yeo, A., Fiorentino, E., Paxson, J. Optimization of the wound scratch assay to detect changes in murine mesenchymal stromal cell migration after damage by soluble cigarette smoke extract. J Vis Exp. (106), e53414(2015).
  48. Pinto, B. I., Cruz, N. D., Lujan, O. R., Propper, C. R., Kellar, R. S. In vitro scratch assay to demonstrate effects of arsenic on skin cell migration. J Vis Exp. (144), e58838(2019).
  49. Rodriguez, L. G., Wu, X., Guan, J. L. Wound healing assay. Methods Mol Biol. 294, 23-29 (2005).

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