Investigando a angiogênese em nível funcional e molecular, aproveitando o ensaio de migração de feridas por arranhões e o ensaio de brotamento de esferóides

Resumo

Este estudo apresenta o ensaio de migração bidimensional (2D) e o ensaio tridimensional (3D) de brotamento esferóide, juntamente com seus respectivos métodos de análise a jusante, incluindo extração de RNA e imunocitoquímica, como ensaios adequados para estudar a angiogênese in vitro.

Resumo

A angiogênese desempenha um papel crucial nos processos fisiológicos e patológicos do corpo, incluindo o crescimento do tumor ou a doença ocular neovascular. Uma compreensão detalhada dos mecanismos moleculares subjacentes e modelos de triagem confiáveis são essenciais para direcionar doenças de forma eficaz e desenvolver novas opções terapêuticas. Vários ensaios in vitro foram desenvolvidos para modelar a angiogênese, capitalizando as oportunidades que um ambiente controlado oferece para elucidar os fatores angiogênicos em nível molecular e rastrear alvos terapêuticos.

Este estudo apresenta fluxos de trabalho para investigar a angiogênese in vitro usando células endoteliais da veia umbilical humana (HUVECs). Detalhamos um ensaio de migração de feridas por arranhões utilizando um sistema de imagem de células vivas que mede a migração de células endoteliais em um ambiente 2D e o ensaio de germinação de esferóides avaliando o brotamento de células endoteliais em um ambiente 3D fornecido por uma matriz de colágeno. Além disso, delineamos estratégias para a preparação de amostras para permitir análises moleculares adicionais, como transcriptômica, particularmente no ambiente 3D, incluindo extração de RNA e imunocitoquímica. Ao todo, essa estrutura oferece aos cientistas um conjunto de ferramentas confiável e versátil para realizar suas investigações científicas em ensaios de angiogênese in vitro .

Introdução

A angiogênese, que se refere à formação de novos vasos sanguíneos a partir de vasos pré-existentes¹, é um processo crucial durante o desenvolvimento fisiológico e as condições patológicas. É indispensável para fornecer energia a tecidos altamente metabolicamente ativos, como a retina² ou o sistema nervoso central em desenvolvimento³ e durante a cicatrização de tecidos danificados⁴. A angiogênese anormal, por outro lado, é a base de inúmeras doenças. Tumores sólidos, como câncer colorretal ou câncer de pulmão de células não pequenas, facilitam seu crescimento e o suprimento energético necessário, promovendo a angiogênese⁵. Além do câncer, doenças neovasculares do olho, como retinopatia diabética ou degeneração macular relacionada à idade, que representam as principais causas de cegueira no mundo desenvolvido, resultam do crescimento aberrante dos vasos ^6,7. Uma compreensão detalhada do mecanismo patológico subjacente é crucial para compreender como a angiogênese fisiológica pode ser aprimorada, por exemplo, na cicatrização de feridas, controlando melhor as condições patológicas, como doenças oculares vasoproliferativas.

Em nível celular, as células endoteliais vasculares são ativadas por várias moléculas de sinalização na angiogênese, iniciando a proliferação e migração celular⁸. As células subsequentemente se organizam em uma hierarquia, com células de ponta não proliferativas formando filopódios na borda de ataque do ramo do vaso em desenvolvimento⁸. Ao lado, as células do pedúnculo de rápida proliferação seguem as células da ponta, contribuindo para a formação do vaso emergente. Posteriormente, outros tipos de células, como pericitos ou células musculares lisas, são recrutados para estabilizar ainda mais o ramo nascente⁹.

Para explorar os processos moleculares no nível das células endoteliais vasculares, vários protocolos in vitro foram desenvolvidos e recentemente revisados¹⁰. Esses ensaios geralmente se enquadram em duas categorias: abordagens 2D mais simplistas, mas escaláveis, e protocolos 3D mais elaborados. Em um projeto recente, realizamos uma análise comparativa abrangente entre o ensaio de migração de feridas por arranhões 2D e o ensaio de brotamento esferóide 3D¹¹ para avaliar a extensão de suas diferenças e sua capacidade de modelar vários aspectos da angiogênese¹².

Embora ambos ofereçam as vantagens de serem confiáveis e facilmente implementáveis, em nível molecular, o ensaio de germinação de esferóides 3D foi favorável para abordar aspectos-chave da angiogênese em comparação com dados in vivo, como interruptores metabólicos ou interações célula-matriz. Uma vez que os ensaios de angiogênese in vitro são usados para avaliar o potencial angiomodulador das vias de sinalização¹³ e para rastrear agentes terapêuticos, a transferibilidade dos resultados in vitro para ambientes in vivo é essencial. Além disso, a oportunidade de análises baseadas em ômicas nos níveis de RNA e proteína para caracterizar as mudanças moleculares em resposta à modulação direcionada de processos angiogênicos sob condições controladas continua sendo um benefício importante em comparação com as configurações in vivo ^14,15.

Nesta publicação, apresentamos ensaios-chave para explorar questões relacionadas à angiogênese por meio da utilização de um ensaio de migração de imagem de células vivas e um ensaio de brotamento esferóide, incluindo análises moleculares subsequentes, como sequenciamento de RNA para análise transcriptômica e imuno-histoquímica no nível da proteína.

Protocolo

1. Cultura de células HUVEC

NOTA: Execute todas as etapas a seguir em condições de trabalho estéreis (bancada de trabalho estéril).

1. Expansão de HUVECs
   1. Para ambos os ensaios de angiogênese, use células endoteliais da veia umbilical humana (HUVECs) ou células endoteliais microvasculares humanas (HMVECs).
   2. Cultive as células até atingirem 90% de confluência em um frasco T75 não revestido com meio de crescimento de células endoteliais (EGM) antes de realizar uma divisão. Realize a mudança média 3 vezes por semana.
      NOTA: Para acelerar o crescimento, o meio pode ser trocado diariamente. Não use HUVECs além da sexta passagem. O estudo recebeu os resultados mais consistentes executando todos os experimentos com HUVECs da mesma passagem.
2. Divisão de HUVECs
   1. Quando as HUVECs atingirem a confluência desejada no frasco T75, lave-as uma vez com 5 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS), seguida de incubação das células com tripsina a 0,5% por 2 min na incubadora.
      NOTA: A exposição prolongada à tripsina pode danificar a função HUVEC.
   2. Retire suavemente as células batendo no frasco. Confirme o descolamento bem-sucedido sob um microscópio de contraste de fase invertida.
   3. Adicione 8 mL de EGM, transfira a solução para um tubo e coloque as células em pellets por centrifugação a 250 x g por 3 min.
   4. Se a contagem de células for necessária, ressuspenda as células em 5 mL de EGM e use uma câmara de Neubauer. Caso contrário, adicione 40 ml de EGM e distribua-o em 4 balões de cultura de células T75 frescos.

2. Ensaio de migração de feridas por arranhões

NOTA: O ensaio de migração de arranhões requer uma duração de 3 dias para ser concluído (Figura 1). Execute todas as etapas a seguir em condições de trabalho estéreis (bancada de trabalho estéril).

1. Revestimento e fome de células (dia 1)
   1. Usando uma placa especializada de 96 poços para imagens de células vivas, semeie 20.000 HUVECs em 100 μL de EGM por poço. Deixe as células assentarem por 6 h na incubadora.
      NOTA: É aconselhável otimizar o número de células considerando a velocidade variável do crescimento das células endoteliais vasculares entre fornecedores e laboratórios. O objetivo é obter uma monocamada perfeita no dia seguinte antes de iniciar o arranhão. Poços superpovoados podem alterar o comportamento das células endoteliais, por exemplo, por inibição de contato¹⁶, enquanto uma monocamada incompleta dificulta drasticamente a análise.
   2. Deixar todos os poços de fome durante a noite com 100 μL de EBM por poço suplementado com 2% de FBS.
      NOTA: Tenha cuidado para não danificar a monocamada celular, especialmente ao usar uma pipeta multicanal.
2. Preparando soluções de estimulação (dia 2)
   1. Diluir as substâncias desejadas e os controles em meio basal de crescimento de células endoteliais (EBM) suplementado com 2% de FBS. Para cada alvéolo, utilizar 100 μL de solução.
      NOTA: A EBM suplementada com 2% de FBS serve como controle negativo, enquanto o fator de crescimento endotelial vascular humano recombinante (VEGF) a 25 ng/mL pode ser usado como controle positivo. Usando placas de 96 poços, recomenda-se que os experimentos sejam projetados com um mínimo de réplicas técnicas (4 poços com condições idênticas), embora seja sugerido que 8 sejam usados para obter resultados ótimos. Esforce-se para minimizar possíveis efeitos de borda ou canto ao planejar o layout.
3. Criando o zero (dia 2)
   1. Verifique as células ao microscópio para verificar uma monocamada celular confluente e a viabilidade celular. Posicione a placa de 96 poços em uma ferramenta de fabricação de 96 poços e gere o arranhão pressionando a alavanca do dispositivo. Levante cuidadosamente a tampa da ferramenta de criação de feridas antes de soltar a alavanca para evitar arranhões duplos.
   2. Lave todos os poços duas vezes usando 200 μL de EBM por poço suplementado com 2% de FBS. Confirme ao microscópio se os detritos foram removidos com êxito.
4. Estimulação celular (dia 2)
   1. Adicione 100 μL das soluções de estimulação ou controle preparadas por poço.
5. Exames de imagem (dia 2-3)
   1. Adquira imagens uma vez por hora por um período de até 24 horas usando uma programação automatizada fornecida pelo microscópio de imagem de células vivas.
      NOTA: Para garantir uma boa qualidade de imagem, digitalize todos os poços imediatamente após transferi-los para a incubadora que abriga o sistema de imagem de células vivas. Um tempo de aclimatação de 30 minutos na incubadora ajuda a obter uma melhor qualidade de imagem. O software do microscópio é programado para adquirir uma imagem por hora para cada poço na linha média do arranhão definido.
6. Na ausência de uma ferramenta de criação de feridas e um gerador de imagens de células vivas, siga as etapas descritas abaixo.
   1. Use uma ponta de pipeta em uma placa de 24 poços para induzir um arranhão. Tire imagens com um microscópio clássico de cultura de células em intervalos específicos. Para isso, utilize um microscópio motorizado equipado com recursos precisos de rastreamento x e y. Isso permite o posicionamento automático, garantindo uma captura de imagem consistente em locais predefinidos.
      NOTA: Quando a imagem manual é necessária, é uma opção viável obter apenas imagens de T0, bem como um ponto de tempo 'x' horas após o tratamento. No protocolo descrito usando HUVECs, o ponto de tempo T12 (12 h pós-estimulação) foi um ponto de tempo atraente com uma separação clara entre controle negativo e positivo estimulado por VEGF. No entanto, recomenda-se a execução de experimentos de curso de tempo inicial com imagens a cada 2 h ou 1 h para determinar o ponto de tempo ideal para as configurações experimentais específicas em cada laboratório.
7. Análise (dia 3)
   1. O software do microscópio de imagem de células vivas pode permitir a análise direta das imagens adquiridas. Defina máscaras delineando o gramado celular, o arranhão inicial e as regiões de densidade relativa da ferida. Determine os limites das células com base nas diferenças de contraste.
      NOTA: Um ajuste de segmentação de 1,6, um arquivo de furo de 500 μm², um tamanho ajustado de 1 pixel, uma área >500 μm e uma excentricidade >0,6 foram usados para experimentos executados com HUVECs. A verificação visual completa dos parâmetros de detecção de células em relação às imagens reais é essencial. Com configurações otimizadas, o software calcula automaticamente a densidade relativa da ferida (RWD) ao longo do tempo e gera gráficos temporais correspondentes com o desvio padrão (DP) das réplicas técnicas. Esses dados podem ser usados para análise estatística.

3. Extração de RNA com células cultivadas em 2D

NOTA: Execute todas as etapas a seguir até a etapa 3.3 em condições de trabalho estéreis (bancada de trabalho estéril).

1. Células de revestimento (dia 1)
   1. Separe os HUVECs de acordo com a etapa 1.2 do protocolo de cultura de células HUVEC.
   2. Semeie 50.000 células por poço em uma placa de 12 poços com 2 mL de EGM por poço.
   3. Troque o meio após 6 h para EBM contendo 2% de FBS (mídia faminta) para morrer de fome durante a noite.
2. Tratamento das células (dia 2)
   1. Diluir agentes de interesse em EBM suplementados com 2% de FBS. Substitua o meio faminto pela diluição preparada e incube as células pelo tempo desejado em uma incubadora.
3. Extração de RNA (dia 2-3)
   1. Lisar as células com 750 μL de Trizol por poço e incubar durante 10 min num agitador orbital.
   2. Ressuspenda as amostras com uma pipeta de 1000 μL algumas vezes e armazene-as em tubos específicos de RNA de baixa ligação (volume de 1,5 mL). Conservar a -80 °C.

4. Imunocitoquímica com células cultivadas 2D

NOTA: Execute todas as etapas a seguir até a etapa 4.4 em condições de trabalho estéreis (bancada de trabalho estéril).

1. Preparação de lamínulas
   1. Incubar 100 lamínulas com diâmetro de 12 mm em hidróxido de potássio a 5% em metanol em tubo de 50 mL por 30 min agitando a solução aplicada.
      NOTA: Este é um passo muito importante na desprotonação da superfície das lamínulas e na melhoria das condições de revestimento e cultura. Neste ponto, é altamente recomendável garantir que as lamínulas estejam bem distribuídas dentro do meio e não fiquem secas e coladas.
   2. Lave as lamínulas por 30 min 4 vezes com água desmineralizada.
   3. Após a lavagem, transfira-os para uma solução isopropílica a 70% para armazenamento.
2. Revestimento de lamínulas
   1. Encostar as lamínulas individualmente à parede de uma placa de Petri quadrada para permitir a evaporação do álcool isopropílico.
   2. Após 5 minutos, transfira as lamínulas para uma placa de 24 poços (uma lamínula por poço). Aplicar 1 ml de uma solução de 10 mg/ml de colagénio I em PBS em cada alvéolo e incubar durante 60 min a 37 °C.
   3. Em seguida, lave as lamínulas 4-5 vezes por 5 min com PBS.
3. Cultivando células
   1. Retire os HUVECs seguindo os procedimentos descritos na etapa 1.2 do protocolo de cultura de células HUVEC.
   2. Semeie 50.000 células por poço em uma placa de 24 poços com 2 mL de EGM por poço.
   3. Após 6 h, mude o meio para EBM contendo 2% de FBS para permitir que as células se liguem ao poço e deixem as células morrerem de fome durante a noite.
   4. No dia seguinte, diluídos os agentes de interesse em MBE suplementados com 2% de FBS. Substitua a solução de fome nos alvéolos pela diluição preparada e incube as células pelo tempo desejado em uma incubadora.
4. Fixação e bloqueio
   1. Cultive as células pelo tempo desejado e, em seguida, lave as células com PBS por 5 min.
   2. Fixe as células com paraformaldeído a 2% (PFA) em PBS por 20 min em temperatura ambiente (RT).
   3. Lave com PBS 3-4 vezes por 5 min.
   4. Incubar amostras com tampão de bloqueio contendo 5% de soro de cabra normal (NGS), 0,1% de Triton-X-100 em PBS por 1 h em RT.
      NOTA: Nesta etapa, é importante lavar as amostras para garantir que o PFA seja removido completamente. Escolha a espécie do soro com base na origem do anticorpo secundário.
5. Mancha
   1. Incubar as amostras durante a noite a 4 °C no tampão de bloqueio com o anticorpo primário.
   2. No dia seguinte, para remover qualquer anticorpo primário não ligado, lave as amostras 3-4 vezes com PBS por 5 minutos cada.
   3. Em seguida, incubar as amostras por 1 h em RT com o anticorpo secundário correspondente e a Faloidina-FITC, diluídos juntos no tampão de bloqueio.
   4. Lave mais 3-4 vezes.
   5. Inverta as lamínulas nas lâminas com uma pequena gota de meio de montagem contendo DAPI, deixe secar no escuro e sele com esmalte. Armazene as amostras no escuro a 4 °C.

5. Ensaio de brotamento esferóide

NOTA: O ensaio de germinação esferóide requer 3 dias para ser concluído (Figura 2). Execute todas as etapas a seguir até a etapa 5.7 em condições de trabalho estéreis (bancada de trabalho estéril).

1. Gerando esferoides em gotas suspensas (dia 1)
   1. Retire os HUVECs seguindo os procedimentos descritos na etapa 1.2 do protocolo de cultura de células HUVEC.
   2. Combine 200.000 células com 8 mL de EGM e 2 mL de solução estoque de metocel, garantindo uma mistura completa. Consulte o dossiê suplementar 1 para obter instruções sobre como preparar a solução-mãe de methocel.
   3. Dispense gotículas de 25 μL da solução na superfície interna invertida de uma placa de Petri grande e quadrada. Gire suavemente a tampa em 180° e posicione-a no fundo do recipiente de cultura de células de forma que as gotículas fiquem penduradas. Coloque o recipiente em uma incubadora de cultura de células durante a noite.
2. Prepare o gel de colágeno (dia 2)
   1. Misture bem 2,3 mL de colágeno de cauda de rato tipo I com 0,280 mL de 10x Medium 199 até que a mistura atinja uma tonalidade amarela consistentemente uniforme. Mantenha esta mistura no gelo durante todo o processo.
3. Titular o gel de colágeno (dia 2)
   1. Titular a mistura para obter um pH fisiológico, indicado por uma cor laranja, usando NaOH (2 N).
   2. Adicione 50 μL de tampão HEPES ao produto final.
      NOTA: Para garantir uma faixa dinâmica ideal para o ensaio, é imperativo aproximar-se o mais próximo possível de um pH fisiológico. Vários lotes de colágeno podem exigir diferentes quantidades de NaOH. Mantenha a mistura estritamente congelada durante todo o processo e homogeneamente misturada o tempo todo.
4. Colhendo esferóides (dia 2)
   1. Enxágue as gotas penduradas nas tampas de cultura de células com 20 mL de PBS.
   2. Centrifugue a solução por 7 min a 250 x g. Descarte o sobrenadante e ressuspenda os esferóides em 0,1 mL de FBS e 0,4 mL de EGM batendo suavemente no tubo.
   3. Adicione 2 ml de solução-mãe de methocel e misture bem. Use uma pipeta com capacidade mínima de 5 mL para evitar danificar os esferoides.
5. Adicionando esferoides à matriz de colágeno 3D (dia 2)
   1. Adicione 2 mL da mistura de colágeno preparada aos esferoides ressuspensos e misture bem.
   2. Dispense 0,5 mL da mistura resultante nos poços de uma placa de 24 poços e incube em uma incubadora de células por 30 min.
6. Estimulando esferoides em uma matriz de colágeno 3D (dia 2)
   1. Prepare uma diluição das substâncias desejadas em EBM. Para cada alvéolo, utilizar 100 μL de solução.
      NOTA: A MEE serve como controle negativo, enquanto o fator de crescimento endotelial vascular (VEGF) a 25 ng/mL (concentração final em 500 μL de matriz de colágeno e 100 μL de camada de MBE) pode ser usado como controle positivo.
   2. Incubar pelo tempo desejado.
      NOTA: Em um ensaio padrão, recomenda-se 18-24 h, mas o tempo precisa ser cuidadosamente otimizado em cada laboratório.
7. Imagem de esferoides (dia 3)
   1. Utilize um microscópio invertido e uma plataforma de imagem para capturar imagens de todos os esferoides que não estão em contato com a borda do poço, entre si ou mostram sinais de danos. Mantenha configurações e níveis de zoom consistentes em todas as condições.
8. Análise (dia 3)
   1. Utilize a ferramenta de medição no ImageJ Fiji para determinar o comprimento de todos os brotos de cada esferóide em cada imagem.
      NOTA: Use o plugin fornecido no Arquivo Suplementar 2, que torna a análise mais eficiente e gera uma saída .txt arquivo.
   2. Importe os dados para uma planilha, R ou qualquer outro software preferido e use o comprimento médio cumulativo de todos os brotos por esferóide como leitura para cada condição.
      NOTA: Os resultados de diferentes géis não podem ser combinados na forma de comprimentos absolutos de germinação. Os dados de cada grupo de tratamento precisam ser normalizados para o grupo de controle EBM ou VEGF (comprimento relativo da germinação) antes que os dados possam ser mesclados.

6. Extração de RNA com células cultivadas em 3D

1. Ensaio de brotação esferóide
   1. Realize o ensaio de germinação esferóide conforme descrito na seção 5.
2. Lise do gel de colágeno
   1. Lave os géis esferóides com PBS quente por 5 min.
   2. Corte os géis esferóides em quartos e transfira todos os 4 quartos para um tubo de 50 mL. Use um bisturi para a dissecção mecânica dos géis.
   3. Trate as amostras de gel com solução de lise (contendo 2 mg / mL de colagenase D em PBS) e incube por 45 min a 37 ° C em um agitador.
   4. Lave os géis suavemente com PBS suplementado por 2 mM de EDTA para interromper a reação do tampão de lise.
3. Extração de RNA
   1. Ressuspenda os géis lisados em 750 μL de Trizol e incube por 10 min para garantir uma extração de RNA suficiente, conforme descrito na etapa 3.3.
   2. Ressuspenda as amostras com uma pipeta de 1000 μL algumas vezes e transfira as amostras para tubos de RNA específicos de baixa ligação (volume de 1,5 mL). Armazene amostras a -80 °C.

7. Imunocitoquímica de esferoides em uma matriz de colágeno 3D

1. Ensaio de brotação esferóide
   1. Realize o ensaio de germinação esferóide conforme descrito na seção 5.
2. Fixação e bloqueio
   1. Fixe os géis com 4% de PFA em PBS por 1 h.
      NOTA: Para garantir uma boa fixação das células do gel, os géis precisam ser destacados cuidadosamente nas laterais dos poços com bisturi e pinça após o enxágue com PBS.
   2. Lave os géis suavemente 3-4 vezes com PBS e, em seguida, separe-os totalmente da superfície dos poços e transfira-os para novas placas de 24 poços.
   3. Incubar géis por 1 h em RT com a solução de bloqueio (contendo 5% de NGS e 0,1% de Triton-X-100 em PBS) em um agitador orbital.
3. Mancha
   1. Incubar as amostras durante a noite a 4 °C num agitador orbital com o anticorpo primário diluído em tampão de bloqueio.
      NOTA: Virar os géis durante esta incubação não melhorou a qualidade da coloração.
   2. No dia seguinte, lave os géis suavemente 4-5 vezes com PBS por 5 minutos cada.
   3. Incubar o anticorpo secundário correspondente, diluído com faloidina-FITC, em tampão de bloqueio durante a noite a 4 °C num agitador orbital.
   4. Realize 4-5 etapas de lavagem adicionais com PBS.
   5. Transfira os géis para lâminas de microscópio e monte-os com duas gotas de meio de montagem contendo DAPI em uma lamínula colocada em cada gel. Deixe as amostras secarem antes de selar com verniz e guarde-as no escuro a 4 °C.
4. Microscopia
   1. Imagem de todas as amostras em um microscópio confocal. Use o objetivo 20x e concentre-se na região de interesse. Adquira imagens como pilhas Z, bem como imagens de plano focal individuais.
      NOTA: A aquisição de imagens de pilha Z e plano focal em várias seções ao longo da amostra 3D é essencial para capturar a representação completa, especialmente para amostras 3D espessas.

8. Células endoteliais microvasculares da retina humana (HRMVECs)

NOTA: Todas as etapas descritas também podem ser realizadas com células endoteliais microvasculares, por exemplo, células endoteliais microvasculares da retina humana (HRMVECs). Nesse caso, o meio precisa ser trocado por um meio de células endoteliais microvasculares específico contendo 10% de soro fetal bovino (FBS) para cultivo, bem como etapas específicas em cada ensaio. As diferenças específicas do HRMVEC para os protocolos de ensaio são descritas abaixo:

1. Ensaio de ferida por arranhões
   1. Cultive células em meio de células endoteliais microvasculares FBS a 10% em vez de EGM.
   2. Semeie 20.000 células/poço.
   3. Não deixe as celas morrerem de fome durante a noite.
   4. Após realizar o arranhão, troque o meio por meio de células endoteliais basais contendo 5% de FBS em vez de EBM com 2% de FBS.
2. Imunocitoquímica de HRMVECs cultivados em 2D
   1. Cultive as células em meio de células endoteliais microvasculares a 10% em vez de EGM.
   2. Não deixe as celas morrerem de fome durante a noite.
   3. Troque o meio logo antes do tratamento para EBM + 5% FBS em vez de EBM + 2% FBS.
3. Ensaio de brotação esferóide
   1. Semeie as células como gotas suspensas com meio de células endoteliais microvasculares contendo 10% de FBS em vez de EGM.
4. Imunocitoquímica de esferoides em uma matriz de colágeno 3D
   1. Semeie as células como gotas suspensas com meio de células endoteliais microvasculares contendo 10% de FBS em vez de EGM.

Resultados

Para o ensaio de migração, é crucial examinar minuciosamente as imagens capturadas no ponto de tempo t = 0 h para garantir que a presença de uma monocamada celular totalmente formada seja detectada com precisão pelo sistema (Figura 1B). Além disso, a clareza e a retidão da borda de arranhões devem ser confirmadas (Figura 1B). A área livre de células deve estar amplamente livre de detritos. Ao final do ensaio, um grupo estimulado com, por exemplo, 25 ng...

Discussão

Neste relato, apresentamos um espectro de técnicas com leituras funcionais e moleculares para estudar a angiogênese in vitro.

O ensaio de migração representa uma técnica bem estabelecida usada em todos os campos do trabalho de laboratório úmido. Escolhemos a abordagem de imagem de células vivas disponível comercialmente para aproveitar o formato de 96 poços adequado para experimentos de triagem e dose-resposta, o tamanho padronizado e reprodutível da ferida criado pela fe...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
10x Medium 199	Sigma-Aldrich	M0650
Alexa Fluor 647-conjugated AffiniPure F(ab)‘2-Fragment	Jackson IR	115-606-072
Axio Vert. A1	Zeiss
CapturePro 2.10.0.1	JENOTIK Optical Systems
Collagen Type 1 rat tail	Corning	354236
Collagenase D	Roche	11088858001
Endothelial Cell Basal Medium	Lonza	CC-3156	EBM
Endothelial Cell Growth Medium	Lonza	CC-3162	EGM
Ethylenediaminetetraacetic acid	Serva	11290.02	EDTA
Fetal bovine serum	Bio&SELL	S 0615	FBS
Human Umbilical Vein Endothelial Cells, pooled	Lonza	C2519A	HUVEC
IncuCyte ImageLock 96-well plates	Sartorius	4379
Incucyte S3 Live-Cell Analysis System	Sartorius
Methocel	Sigma	m-0512
Microvascular Endothelial Cell Medium with 10% FBS	PB-MH-100-4090-GFP	PELOBiotech
NaOH	Carl Roth	P031.2
Phalloidin-Fluorescein Isothiocyanate Labeled (0.5 mg/mL Methanol)	Sigma-Aldrich	P5282-.1MG	Phalloidin-FITC
Phosphate-buffered saline	Thermo Fisher Scientfic	14190-094	PBS
Primary Human Retinal Microvascular Endothelial Cells	Cell Systems	ACBRI 181
ProLong Glass Antifade Mountant with NucBlue	Invitrogen by ThermoFisher Scientific	2260939
QIAzol Lysis Reagent	QIAGEN	79306
recombinant human Vascular Endothelial Growth Factor	PeproTech	100-20	VEGF
Squared petri dish	Greiner	688102
Trizol	Qiagen	79306
Trypsin	PAN-Biotec	P10-024100
VEGF-R2 (monoclonal)	ThermoFisher Scientific Inc.	B.309.4
WoundMaker	Sartorius	4493