Agradecemos Jos Burgert para ajudar com algumas das figuras. Somos gratos a Ingo Selbach (e do grupo &quot;Edelkrebsprojekt NRW&quot;) por seus esforços para fornecer o laboratório com animais experimentais. Agradecemos a Anna C. Schneider para reler primeiras versões do manuscrito. Esta pesquisa foi apoiada por uma bolsa de SM Emmy Noether DFG 206 / 3-1 e uma subvenção de arranque da Universidade de Colônia para professores do sexo feminino.

Este procedimento de dissecção está em conformidade com a Directiva do Conselho das Comunidades Europeias do dia 22 de Setembro 2010 (2010/63 / UE). 1. Preparação <ol><li> Obter lagostas, Pacifastacus leniusculus (Dana), de ambos os sexos ≥8 cm de tamanho. Certifique-se de que os animais são vitais e abdome e dos membros abdominais estão intactos. </li><li> Tome cuidado para inspecionar a carapaça e que esta cutícula é dura e rígida. Pré- e pós-muda animais têm uma carapaça macio e não são adequados para experiências porque durante o processo de muda mudar vários parâmetros (por exemplo, diminuição da actividade locomotora). </li><li> Montar todas as ferramentas e os materiais utilizados durante a dissecção, prendendo e desheathing do cordão nervoso mostrado na Figura 2 e enumerados nos suplementos fornecidos. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig2highres.jpg" /> Figura 2: <sTrong&gt; Materiais e ferramentas utilizadas para a dissecção, prendendo e desheathing do cordão nervoso. (1) balde grande cheio de gelo; (2) solução salina lagostas; (3) dispensador de solução salina; (4) microscópio de dissecação; (5) prato dissecção; (6) uma tesoura forte; (7) fórceps (8) tesoura primavera; (9) placa de Petri forradas com Sylgard claro; (10) dos pinos de fixação; (11) fonte de luz fria. 2. Dissecção Gross <ol><li> Anestesiar animais em gelo durante 15-20 min. Realizar a primeira parte da dissecção bruto a uma bancada de laboratório perto da pia, pois inclui uma etapa exsanguination ea amostra precisa ser lavado regularmente com lagostas salina durante o procedimento. </li><li> Segure lado ventral animais e usar uma tesoura para cortar ambos os fortes garras em suas bases perto do tórax (Figura 3-1). Remover uropod esquerda e direita (Figura 3-2). </li><li> Coloque o animal lado ventral-se no prato forrado com dissecção Sylgard preto. Elevate cefalotórax através da inserção de gelo por baixo e prender o abdômen no telson (Figura 4A). </li><li> Encha o distribuidor de solução salina com ~ 60 ml de solução salina gelada lagostas. Perfundir lagostim com soro fisiológico frio através da abertura de garra (Figura 4B). O excesso de solução salina irá drenar através dos cortes nos uropods. Cubra lagostim com gelo durante exsanguination </li><li> Decapitar o animal com um único corte transversal apenas posterior para os olhos do animal utilizando uma tesoura forte (Figura 5A). Remova todas as pernas que andam perto das articulações de base, como indicado na Figura 5B. </li><li> Isolar o abdômen com os últimos segmentos torácicos a partir do resto do cefalotórax. Adicione um primeiro corte ao nível das segundas pernas de passeio (segmento torácico 3) inserindo a extremidade da tesoura para dentro da abertura da segunda perna curta e de corte para o lado oposto. (Figura 6A-1). </li><li> Estender este primeiro corte para ambos os lados através de tele cefalotorácica (Figura 6A-2). </li><li> Virar o animal aberto para fazer alguns dos órgãos internos visíveis. Empurrar o proeminente glândula digestivo (Figura 6B-3) para a parte anterior da amostra e usar uma pinça para remover os órgãos reprodutores a partir da cavidade abdominal. </li><li> Retire a parte anterior do cefalotórax (Figura 6C). Use cortes laterais para remover as partes laterais da carapaça, que cobrem as guelras, em ambos os lados do tórax remanescente (Figura 6D-4). Retire as brânquias e enxaguar a amostra com solução salina fria. </li><li> Continuar a dissecação com um corte através de todo o comprimento da placa esternal, como indicado na Figura 6E-5. Faça este corte nas posições laterais máximas entre Pleuron e swimmerets (Figura 6E marcações vermelhas). Proceder do outro lado com um mesmo corte. Lavar a amostra com solução salina fria. </li><li> Realizar a dissecção restante sob uma dissection microscópio. Coloque abdômen lado ventral do lagostim-se no prato forrado com dissecção Sylgard preto e cheio de lagostas salina para que ele cobre o espécime. NOTA: Os passos seguintes (2,12-4,8) contêm instruções de direção que se aplicam aos experimentadores destros. Nos passos seguintes (2,12-6,8) é importante para substituir lagostas salina em intervalos regulares, a cada 20-30 min com solução salina fria, para manter o sistema nervoso saudável. </li><li> Fixe a amostra com os pinos de insetos posteriormente no telson e anteriormente com os restos da carapaça. Coloque a amostra de modo a que os pontos Telson para a esquerda e é paralela à borda da mesa. </li><li> Use uma pinça grossa na mão esquerda para pegar através de uma abertura perna curta (Figura 7A) e puxe o modelo open (Figura 7B seta branca). Identificar os grandes dorsais duas fibras musculares flexor (Figura 7b-1 e C-1) e cortar seu ventralbase, como mostrado na Figura 7B. </li><li> Identificar a artéria esternal (Figura 7C-2), que desce a partir dorsal (coração) para ventral, no segmento torácico 4 th. Esta artéria situa-se acima do cordão nervoso (Figura 7C-3), antes de projectos no âmbito do cordão nervoso, formando a artéria ventral. </li><li> Transecto artéria esternal. Como demonstrado na Figura 7C, levantar a artéria primeiro, usando uma lâmina da tesoura, e apenas cortada quando o cordão nervoso localizada ventralmente é visível. </li><li> Corrigir os músculos flexores dorsal anterior (para o lado direito). Isto deve ser feito na posição máxima esticado com pinos que eles não vão bloquear a visão ea amostra permanece esticado. Quando as fibras musculares dorsal são fixadas (Figura 8-1), o primeiro gânglio abdominal, A1 e A2, com nervos associados N1, N2 e N3 são visíveis (Figura 8). </li><li> Use uma pinça na mão esquerda para pegar a especificaçãoimen em uma abertura de pernas para caminhada. Durante todo o seguinte dissecção passos puxe delicadamente para manter o modelo aberto. </li><li> Transecto os nervos N3 na posição mais distante do cordão nervoso. (Figura 8-3). </li><li> Cortar os flexores perto do apodeme ventral, conforme mostrado na Figura 8-4. Tome cuidado para não danificar o cabo dos nervos ou o N2 nervos. </li><li> Repita os passos 2.18 e 2.19 para o N3 nervos e os músculos flexores do restante gânglios abdominal A2 a A5. </li><li> Na última gânglio abdominal, A6, cortar os flexores do apodeme dorsal e ventral do espécime deve ter a aparência, como mostrado na Figura 9. </li><li> Corte a placa posterior do esterno para os nervos da A6 (Figura 9-1) e manter a parte ventral (Figura 9-2). Descarte a parte dorsal com músculos flexores (Figura 9-3). Fixar a placa esternal anteriormente com pinos através das aberturas das pernas de passeio,e posteriormente para A6. </li></ol> 3. Belas Dissection <ol><li> Coloque a amostra sob o microscópio com a parte anterior direcionada para fora e na parte posterior em direção da borda das mesas. </li><li> Use uma pinça, como mostrado na Figura 10A para remover as partes mais anterior da esternos cefalotorácico. NOTA: Os gânglios torácicos e nervos associados estão parcialmente cobertas pela musculatura da perna e esternos cefalotorácico. O esternos cefalotorácico formar um esqueleto que separa as cavidades localizadas lateralmente das pernas caminhada um do outro e da cavidade medial em que o cordão nervoso ventral reside. </li><li> Cortar os músculos entre as estruturas restantes exoesqueléticas conforme indicado na Figura 10B -1 e B2. Use uma pinça para agarrar e levantar a extremidade anterior do cordão nervoso ventral (Figura 10C). NOTA: O cabo de nervo é danificado durante o processo, para evitar pegar a NERVe cabo várias vezes. </li><li> Cortar os nervos torácicos lateralmente ao levantar o nervo espinhal (Figura 10C-3). Manter estes nervos ao comprimento adequado para fixação. Retire a parte espremido da cadeia de gânglios, que foi pego com uma pinça, cortando-se todo o tecido anterior ao T4 (Figura 10C-4). </li><li> Coloque a amostra com a parte anterior para a esquerda e se concentrar em A1. Corte o N1 e N2 nervos de A1 em um comprimento adequado (max. 1 cm) para fixar-los para fora. </li><li> Concentre-se em A2 e identificar os nervos N1, N2, N3 e deste segmento (Figura 11). Os nervos N1 do gânglio abdominal A2-A5 residir entre dois dobramentos cuticulares esternal em cada segmento (Figura 11A-1) e são cobertos por musculatura. Faça um corte ao longo da infolding cuticular esternal posterior. Iniciar na borda lateral do abdómen e avançar no sentido da linha média como mostrado na Figura 11A. </li><li> Se o N1 alvo ainda é covevermelha com o tecido, como mostrado na Figura 11B (seta vermelha), atravessam o feixe muscular, mas este tempo anterior para ambos os invaginações cuticulares esternal e o nervo N1 (Figura 11B-2). </li><li> Cortar N1 nervo como distalmente quanto possível (Figura 11C-3). Nerve N1 é totalmente visível e do ramo anterior e posterior podem ser identificados (Figura 11C). </li><li> Vá para a N1 nervo contralateral e primeiro corte os músculos ao longo da infolding cuticular esternal posterior, começando medial, próximo ao gânglio (Figura 11D). Se o nervo ainda é coberto por tecido, cortar transversalmente o feixe muscular, mas este tempo anterior para ambos os invaginações cuticulares esternal e o nervo N1, semelhante à Figura 11B-2. Corte o N1 nervo como distal possível. </li><li> Corte o nervos N2 deste gânglio para um comprimento adequado (aprox. 0,5 centímetros) para fixação. </li><li> Repita os passos 3,7-3,11 para os nervos de A3-A5. </li><li> Corte o nerves de gânglio A6 como distal possível (Figura 12a). Use uma pinça para agarrar múltiplos nervos de A6 para levantar este gânglio e começar a isolar a cadeia de gânglios da placa esternal. </li><li> Ao levantar o cordão nervoso, puxe-o suavemente na direção anterior, como demonstrado na Figura 12B (seta branca). Como os gânglios individuais são levantadas, remover a artéria ventral que pode ser ligado ao lado ventral do nervo espinhal (Figura 12C). Continue esta seqüência (suavemente) Puxe cortar, até o cordão nervoso está completamente isolado. </li><li> Transfira a corrente isolada de gânglios de uma placa de Petri forradas com Sylgard claro e preenchido com solução salina lagostas (Figura 12D). </li></ol> 4. Fixar o cordão nervoso em placa de Petri NOTA: Use pequenos pinos cortados a partir de fio de aço inoxidável (ver suplementos) para prender o cabo dos nervos. Toque apenas a terminação nervosa com a pinça e não fazer squeezum e os conectivos ou gânglios. <ol><li> Pin a cadeia de gânglios em uma linha reta, ao aplicar alongamento suave. </li><li> Arrume o cordão nervoso na placa de Petri com o lado dorsal virada para cima (Figura 13, linha preta). O lado ventral do gânglio pode ser identificada pela sua convexidade; lado dorsal é plana. Pin os nervos torácicos para os lados. Continue com os nervos da A6, esticando o cordão nervoso ao longo do seu eixo longitudinal. </li><li> Pin para os nervos de A1 em um ângulo de 90 ° em relação ao cordão nervoso. </li><li> Avance para o pino A2 e N2 nervos num ângulo de 35-45 ° em relação ao cordão nervoso (Figura 1A). </li><li> Separe os nervos N1 em seus ramos anterior e posterior antes de fixar como demonstrado na Figura 14. Use dois pares de uma pinça fina para pegar com um par de fórceps o anterior e com a outra o ramo posterior do nervo N1. Tome cuidado para escolher apenas o fim mais distals dos ramos nervosos. Agora puxe-os cuidadosamente separados. </li><li> Pin o ramo anterior do nervo N1 a um ângulo de 90 ° relativamente ao cabo de nervo (Figura 1A). Pin o ramo posterior do nervo N1 entre o ramo N1 anterior eo nervo N2. </li><li> Repita o 4,4-4,6 passos para os nervos dos gânglios A3-A5. Enquanto fixando o trecho cordão nervoso que em longitudinal, bem como as direções transversais. </li></ol> 5. Desheathing os gânglios <ol><li> Coloque a preparação de uma tal maneira que as mãos do experimentador estão sempre em repouso sobre um plano estável para evitar agitação. A fim de desheath os gânglios iluminar o cordão nervoso a partir de baixo. </li><li> Concentre-se em qualquer gânglio A1 abdominal para A5. Use tesoura mola finos para fazer um pequeno corte lateral através da bainha gânglio, posterior ao gânglio e entre os nervos N2 e N3 (Figura 15A seta vermelha). </li><li> Pegue a bainha gânglio usando muito ffórceps ine e cortar transversalmente através da bainha acima dos conectivos, como indicado na Figura 15A-1. Tome cuidado para não apertar ou cortar o cordão nervoso com a tesoura. </li><li> Ainda segurando e levantando a bainha gânglio com uma pinça continuar a cortá-lo ao longo das bordas laterais do gânglio (Figura 15B-2 e -3). Remover a bainha. Alternativamente fixá-lo para ambos os lados dos conectores de tal modo que ele é fixado, mas o cordão nervoso não é espremido. </li><li> Repita os passos de 5,2-5,4 para todos os gânglios abdominal A1 a A5. </li><li> Desheathe gânglios torácica e o gânglio A6 de uma forma semelhante. A fim de desheathe A6 anterior início ao gânglio e prosseguir em direção posterior. Pin a bainha gânglio de A6 até o fim posterior da cadeia de gânglios. </li></ol> 6. Extracelular Recordings de Neurônios Motores <ol><li> Reúna todas as ferramentas e materiais utilizados para gravações extracelulares mostrados in Figura 16B e listados nos suplementos. Uma visão geral sobre a configuração de gravação é mostrado na Figura 16A. Comece todos os equipamentos eletrônicos utilizados neste experimento (Figura 16C), para que os amplificadores podem aquecer-se durante pelo menos 30 minutos antes da gravação. Ligue o computador e iniciar o software de gravação. </li><li> Coloque a cadeia de gânglios na mesa de microscópio e iluminar a partir de baixo. Insira o eletrodo de registro no Sylgard próximo ao nervo alvo e o eletrodo de referência em uma posição próxima, mas lateral à gânglios (Figura 17A e B). Dobre o nervo alvo em torno do eletrodo de registro (Figura 17C). </li><li> Esticar o nervo ligeiramente, para garantir o contato entre o eletrodo e do nervo e fixá-lo para o lado (F igura 17D). Fixe os cabos de força para a tabela de microscópio utilizando massa de modelar, para que fiquem na posição desejada. </li><li> Use umcheia com geleia de petróleo e uma agulha de calibre 20 (com ponta arredondada) (Figura 17E-3) para isolar o nervo alvo a partir da solução do banho. Primeiro dab alguns vaselina na Sylgard em torno do eletrodo de registro. O resultado é uma camada de geleia de petróleo cobrindo o Sylgard na proximidade do eléctrodo de registo (Figura 17E-4). Tome cuidado para não bata diretamente no nervo e evitar bolhas de ar nesta camada. </li><li> Fecha-se o eléctrodo de registo com geleia de petróleo a partir de todos os lados, até ao nível da superfície da solução salina (Figura 17F). </li><li> Repita esse procedimento para todos os nervos alvo cuja actividade deve ser monitorado. </li><li> Iniciar a gravação. Use um modo de aquisição livre contínua ou lacuna e uma taxa de amostragem de 5 kHz. Defina o amplificador extracelular com os seguintes parâmetros; ganhar para 1.000 (amplifica o sinal de 1.000 vezes, ter o cuidado de incluir esse parâmetro amplificação nas configurações do software de aquisição) umada faixa de filtro de banda de 300 Hz (baixo) a 2.000 Hz (alta corte). </li></ol>

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	<li>Hughes, G. M., Wiersma, C. A. 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The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> A anatomia de lagostins e seus gânglios abdominal tem sido descrito anteriormente 5, 18, ​​19, 20 e recomenda-se a familiarizar-se com eles antes da dissecção, a fim de evitar o corte de nervos importantes. É crítico para manter a preparação, a temperaturas inferiores a 23 ° C para evitar degradação do cabo de nervo isolado. Isto pode ser facilmente conseguido por substituição da solução de banho a cada 20-30 min com solução salina fria lagostas. Nestas c...

Os swimmerets de lagostins servem a uma função no controle da postura e bater ritmicamente quando os animais nadar para a frente, ventilar suas tocas ou fêmeas arejar seus ovos 5, 6. Os swimmerets do lagostim sinal, Pacifastacus leniusculus, ocorrem em pares do segundo para o quinto segmento abdominal, com um membro de cada lado do abdômen 7. O sistema nervoso central produz por si própria o alinhador rítmica do motor que acciona o movimento swimmeret no animal intacto, bem como na preparação de nervo isolado cabo. Quando não há feedback sensorial ou descendente de entrada presente o padrão motor rítmica é chamado locomoção fictício 1, 2. No sistema swimmeret este padrão motor não diferem em qualquer parâmetro da actividade dos pleópodes medidos no animal intacto. O movimento de cada swimmeret é accionado por um microcircuito que está localizado dentro e restrita a um corresponding hemiganglion 1 - 3. Em cada microcircuito há um núcleo de geração de padrões que compreende cinco identificados interneurons não spiking. Eles podem ser funcionalmente caracterizada como sendo ou Inibidor de Power Stroke (IPS) ou inibidor de Retorno Curso (IRS) 8. Estes IPS e interneurônios IRS não são osciladores endógenos, em vez da sua actividade alternada é impulsionado por inibição recíproca 9. Porque estes interneurônios inibem os neurônios motores swimmeret diretamente, o movimento alternado PS-RS é gerado 10. Locomoção no entanto, não requerem apenas a geração de actividade, mas também a coordenação das diferentes microcircuitos independentes. No sistema swimmeret essa coordenação é estabelecida pelo microcircuito coordenação que assegura que os membros estão ativos em horários corretos. Este microcircuito é construído por três neurônios identificados em cada segmento 11-15. Este protocolo prevê the primeira vez um passo-a-passo para isolar a dissecção de gânglios da cadeia (T4 para A6, Figura 1). Mostramos como fixar o cordão nervoso abdominal isolada e desheathe cada gânglio. Neste isolado de preparação do sistema nervoso, os neurônios responsáveis ​​pelo movimento swimmeret estão prontos para uso em experimentos eletrofisiológicos e morfológicos. A segunda parte deste protocolo demonstra as principais características do padrão motor swimmeret. Isto inclui um guia passo-a-passo para registro extracelular a atividade dos neurônios motores swimmeret. Os axônios dos neurônios motores RS projetar através do ramo anterior do nervo N1, enquanto axônios dos neurônios motores PS projeto por meio do ramo posterior do mesmo nervo (Figura 1) 4. Por isso a sua atividade pode ser gravado a partir destes ramos com eletrodos diferenciais pinos. <img alt="Figura 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig1highres.jpg" width="200" /><br/&gt; Figura 1: Isolado sistema nervoso de gânglio torácico 4 (T4) ao gânglio abdominal 6 (A6) e um diagrama esquemático de que T4:. Gânglio torácico 4; T5: gânglio torácico 5; A1, A2 ... A6 gânglio abdominal 1, gânglio abdominal 2 ... gânglio abdominal 6; N1: nervo N1; N2: nervo N2; N3: nervo N3; PS: power-acidente vascular cerebral; RS: return-acidente vascular cerebral. Abreviaturas direcionais: A = anterior; P = posterior. Este procedimento de dissecção e a técnica eletrofisiológica demonstrado são convenientes para estudantes de graduação e podem complementar de estudantes de cursos práticos em fisiologia. A cadeia isolada de gânglios foi usado em uma série de experiências para estudar a função do sistema nervoso, a coordenação, ou modulação de microcircuitos swimmeret 6, bem como o controlo neuronal do comportamento adaptativo na locomoção 16, 17. O sistema de lagostas swimmeret proporciona assim uma enorme quantidade de ensino interessante ou tchovendo oportunidades que todos começam com a dissecção do cordão nervoso ventral de lagostins e gravação extracelular do padrão motor fictício.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:131px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Type</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:103px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:103px;">Comments/&#160;&#160; Description</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">4-channel extracellular amplifier: MA 102&#160;</td>
			<td style="width:131px;">Amplifier</td>
			<td style="width:139px;">Elektroniklabor, Zoologie, Universit&#228;t zu K&#246;ln, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">air-table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;">Technical Manufacturing Corporation 
			(TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA</td>
			<td style="width:103px;">63-534</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">Axon Digidata 1440A</td>
			<td style="width:131px;">Digitizer</td>
			<td style="width:139px;">Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">DD1440A</td>
			<td style="width:103px;">digitizes recorded signals&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:131px;">big bucket&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">filled with ice</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Clampex &#38; Clampfit</td>
			<td style="width:131px;">pClamp 10, recording and analysis software</td>
			<td style="width:139px;">Molecular Devices Design, Union City, CA</td>
			<td style="width:103px;">pClamps 10 Standard</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">cold lamp source</td>
			<td style="width:131px;">with flexible light guide (fiber optic bundle)&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Euromex microscopes holland, Arnhem, BD</td>
			<td style="width:103px;">LE.5211 &#38; LE.5235</td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">computer and monitor</td>
			<td style="width:131px;">equipped with recording software</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">container and pipette for liquid waste&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="160">
			<td height="160" style="height:160px;width:131px;">crayfish saline&#160;</td>
			<td style="width:131px;">contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.&#160;</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">always keep at temperatures ~ 4&#176; C</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable)</td>
			<td style="width:131px;">fluorescent dye, lysine fixable</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany</td>
			<td style="width:103px;">D3328</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">differential pin electrodes</td>
			<td style="width:131px;">made from stainless steel &#632; 0.2 mm</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">dissection dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">(l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used in the gross disection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">faraday cage</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">fixing pins</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning the specimen</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11252-20</td>
			<td style="width:103px;">fine forceps: used to pick nerves</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">forceps (biology, Dumont #55)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11255-20</td>
			<td style="width:103px;">extra fine forceps: used for desheathing</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">forceps (electronic, Dumont #5)</td>
			<td style="width:131px;">Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">11251-20</td>
			<td style="width:103px;">coarse forceps:&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; used to grab specimen and pins</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">intracellular electrode</td>
			<td style="width:131px;">Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament</td>
			<td style="width:139px;">Sutter Instruments, Novato, CA</td>
			<td style="width:103px;">BF100-50-10</td>
			<td style="width:103px;">for intracellular recording and dyefill of neurons</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Leica S8 Apo StereoZoom</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 1x - 8x</td>
			<td style="width:139px;">Leica, Germany</td>
			<td style="width:103px;">10446298</td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">microscope table</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">mirror</td>
			<td style="width:131px;">to illuminate preparation from below</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:131px;">modeling clay</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">Olympus SZ61</td>
			<td style="width:131px;">Dissection Microscope&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Zoom 0.67x - 4.5x</td>
			<td style="width:139px;">Olympus, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for the dissection</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">petri dish&#160;</td>
			<td style="width:131px;">94 x 16 mm; lined with clear silicone</td>
			<td style="width:139px;">Greiner bio-one, Germany</td>
			<td style="width:103px;">633180</td>
			<td style="width:103px;">used to pin the isolated chain of ganglia</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:131px;">ring scissors</td>
			<td style="width:131px;">ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">14054-13</td>
			<td style="width:103px;">for gross dissection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.1 - 2.11)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">saline dispenser&#160; with a 16 gauge needle (outer &#632; 1.6mm) attached via a flexible tube.</td>
			<td style="width:131px;">Volume ~ 60ml,</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">used for exsanguination</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:131px;">spring scissors or alternative: Vannas spring scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">15024-10 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15000-08</td>
			<td style="width:103px;">for desheathing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:131px;">stainless steel wire &#632; 0.125 mm&#160;</td>
			<td style="width:131px;">to cut pins of 4-7 mm length</td>
			<td style="width:139px;">Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;">for pinning of the nerve cord</td>
		</tr>
		<tr height="140">
			<td height="140" style="height:140px;width:131px;">student Vannas&#160; spring scissors or alternative:&#160; Moria Spring Scissors</td>
			<td style="width:131px;">cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm</td>
			<td style="width:139px;">Fine Science Tools (FST), Germany</td>
			<td style="width:103px;">91500-09 or&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 15396-00</td>
			<td style="width:103px;">for gross and fine disection&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (steps 2.11 - 3.14)</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">sylgard</td>
			<td style="width:131px;">184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon</td>
			<td style="width:139px;">Dow Corning, Midland, MI, USA</td>
			<td style="width:103px;"></td>
			<td style="width:103px;"></td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:131px;">syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:103px;">for extracellular recording</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the swimmeret system of crayfish: a practical guide for the dissection of the nerve cord and extracellular recordings of the motor pattern

Aqui demonstramos a dissecção do cordão nervoso abdominal lagostim. A preparação compreende os dois últimos gânglio torácico (T4, T5) e a cadeia de gânglios abdominal (A1 a A6). Esta cadeia de gânglios inclui a parte do sistema nervoso central (SNC) que leva a locomoção coordenada dos pleópodos (pleópodes): o sistema swimmeret. Ele é conhecido por mais de cinco décadas em que lagostas cada swimmeret é impulsionado por seu próprio padrão do kernel gerando independente que gera atividade rítmica alternando 1-3. Os neurônios motores que inervam a musculatura de cada swimmeret compreendem dois anatômica e funcionalmente distintas populações 4. Uma delas é responsável pela retração (curso de potência, PS) do swimmeret. O outro impulsiona o protraction (curso de retorno, RS) da swimmeret. Os neurónios motores do sistema swimmeret são capazes de produzir espontaneamente um padrão fictício do motor, que é idêntico ao padrão gravado in vivo </em&gt; 1. O objetivo deste relatório é a introdução de um sistema modelo interessante e conveniente para o estudo de redes de geração de ritmo e coordenação dos microcircuitos independentes para cursos práticos de laboratório dos alunos. O protocolo fornecido inclui instruções passo-a-passo para a dissecação de cordão nervoso abdominal do lagostim, prendendo da cadeia isolado de gânglios, desheathing gânglios e registrando o swimmerets padrão motor fictício extracelular do sistema nervoso isolado. Além disso, podemos monitorar a atividade dos neurônios swimmeret gravadas intracelular de dendritos. Aqui também descrever brevemente essas técnicas e dar alguns exemplos. Além disso, a morfologia de neurónios swimmeret pode ser avaliada utilizando várias técnicas de coloração. Aqui nós fornecemos exemplos de intracelular (por iontoforese) Dye preenchido neurônios e aterros de pools de neurônios motores swimmeret. No nosso laboratóriousamos esta preparação para estudar as funções básicas de locomoção fictício, o efeito de retorno sensorial sobre a actividade do sistema nervoso central, e a coordenação entre microcircuitos a um nível celular.

Com as gravações extracelulares simultâneas de RS e PS, os neurônios motores de um gânglio, a atividade alternada dessas piscinas do neurônio motor, podem ser monitorados (Figura 18), o que representa o padrão de locomoção fictício. <img alt="Figura 18" src="/files/ftp_upload/52109/52109fig18highres.jpg" /> Figura 18: Esquema de um gânglio e colocação de eletrodos diferencial pin gravação Extracelular de RS neurônios motores (traço supe...

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The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

O Sistema Swimmeret de lagosta: Um Guia Prático para a dissecção da medula nervosa e extracelulares Recordings do padrão motor

Here we demonstrate the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. The preparation comprises the last two thoracic ganglia (T4, T5) and the chain of ...

the-swimmeret-system-crayfish-practical-guide-for-dissection-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.9K visualizações.  University of Cologne. Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons. 

Vídeo: The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is planar multielectrode array (MEA) recording. Here we document the use of MEAs to study the mouse vomeronasal organ (VNO), which plays an essential role in the detection of pheromones and social cues via a diverse population of sensory neurons expressing hundreds of types of receptors. Combining MEA recording with a robotic liquid handler to deliver chemical stimuli, the sensory responses of a large and diverse population of neurons can be recorded. The preparation allows us to remove the intact neuroepithelium of the VNO from the mouse and stimulate with a battery of chemicals or potential ligands while monitoring the electrical activity of the neurons for several hours. Therefore, this technique serves as a useful method for assessing ligand activity as well as exploring the properties of receptor neurons. We present the techniques needed to prepare the vomeronasal epithelium, MEA recording, and chemical stimulation.

Multielectrode array (MEA) recordings provide a method for studying the electrical activity of large populations of neurons. Here, we present the details of a MEA preparation to record from the mouse vomeronasal epithelium while simultaneously stimulating the tissue.

Multieletrodo Recordings Matriz do Epitélio Vomeronasal

Understanding neural circuits requires methods to record from many neurons simultaneously. For in vitro studies, one currently available technology is ...

Neurociência

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

Gravações fisiológicos de NMJs Output High and Low no músculo extensor Crayfish Leg

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

Spinal Cord Eletrofisiologia II: Fabricação Eletrodo de Sucção Extracelular

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Preparação Monte todo o Adulto Drosophila Cordão nervoso ventral para injeção gigante de fibra Dye

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

Preparação do tecido e imunocoloração de Fibras nervosas sensoriais que inervam rato da Pele e Ossos Limb

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the molecular and cellular basis of higher brain functions. A whole-mount preparation of adult brains with well-preserved morphology is critical for such whole brain-based studies, but can be technically challenging and time-consuming. This protocol describes an easy-to-learn, one-step dissection approach of an adult fly head in less than 10 s, while keeping the intact brain attached to the rest of the body to facilitate subsequent processing steps. The procedure helps remove most of the eye and tracheal tissues normally associated with the brain that can interfere with the later imaging step, and also places less demand on the quality of the dissecting forceps. Additionally, we describe a simple method that allows convenient flipping of the mounted brain samples on a coverslip, which is important for imaging both sides of the brains with similar signal intensity and quality. As an example of the protocol, we present an analysis of dopaminergic (DA) neurons in adult brains of WT (w1118) flies. The high efficacy of the dissection method makes it particularly useful for large-scale adult brain-based studies in Drosophila.

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

The adult Drosophila brain is a valuable system for studying neuronal circuitry, higher brain functions, and complex disorders. An efficient method to dissect whole brain tissue from the small fly head will facilitate brain-based studies. Here we describe a simple, one-step dissection protocol of adult brains with well-preserved morphology.

Um de uma etapa simples protocolo de dissecação para Whole mount-Preparação do Adulto<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons extend growth cones to navigate along specific pathways by responding to a large number of axon guidance cues that emanate from the surrounding extracellular environment. Growth cone target recognition also plays a critical role in neuromuscular specificity. This work presents a standard immunohistochemistry protocol to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. This protocol includes a few key steps, including a genotyping procedure, to sort the desired mutant embryos; an immunostaining procedure, to tag embryos with fasciclin II (FasII) antibody; and a dissection procedure, to generate filleted preparations from fixed embryos. Motor axon projections and muscle patterns in the periphery are much better visualized in flat preparations of filleted embryos than in whole-mount embryos. Therefore, the filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition, and it can also be applied to both loss-of-function and gain-of-function genetic screens.

Visualization of the Axonal Projection Pattern of Embryonic Motor Neurons in Drosophila

This work details a standard immunohistochemistry method to visualize motor neuron projections of late stage-16 Drosophila melanogaster embryos. The filleted preparation of fixed embryos stained with FasII antibody provides a powerful tool to characterize the genes required for motor axon pathfinding and target recognition during neural development.

Visualização do Padrão de Projeção Axonal de Neurônios de Motor Embrionários em<em&gt; Drosophila</em

The establishment of functional neuromuscular circuits relies on precise connections between developing motor axons and target muscles. Motor neurons ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Gravação de plasticidade sináptica em fatias Hippocampal agudas, mantidas em um pequeno volume reciclagem - perfusão- e sistema de câmara de submersão-tipo

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.

Na Vivo Único-molécula de rastreamento no Terminal do nervo Motor pré-sináptica da drosófila

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. ...

Where You Cut Matters: A Dissection and Analysis Guide for the Spatial Orientation of the Mouse Retina from Ocular Landmarks

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the analysis of density and size gradients of retinal cell types, the direction tuning of direction-selective ganglion cells, and the examination of topographic degeneration patterns in some retinal diseases. However, there are many different ocular dissection methods reported in the literature that are used to identify and label retinal orientation in the mouse retina. While the method of orientation used in such studies is often overlooked, not reporting how retinal orientation is determined can cause discrepancies in the literature and confusion when attempting to compare data between studies. Superficial ocular landmarks such as corneal burns are commonly used but have recently been shown to be less reliable than deeper landmarks such as the rectus muscles, the choroid fissure, or the s-opsin gradient. Here, we provide a comprehensive guide for the use of deep ocular landmarks to accurately dissect and document the spatial orientation of an isolated mouse retina. We have also compared the effectiveness of two s-opsin antibodies and included a protocol for s-opsin immunohistochemistry. Because orientation of the retina according to the s-opsin gradient requires retinal reconstruction with Retistruct software and rotation with custom code, we have presented the important steps required to use both of these programs. Overall, the goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable set of methods for accurate retinal orientation that is adaptable to most experimental protocols. An overarching goal of this work is to standardize retinal orientation methods for future studies.

This protocol provides a comprehensive dissection and analysis guide for the use of deep ocular landmarks, s-opsin immunohistochemistry, Retistruct, and custom code to accurately and reliably orient the isolated mouse retina in anatomical space.

Onde cortar matérias: Uma dissecção e análise de guia para a orientação espacial da Retina do rato de Marcos Ocular

Accurately and reliably identifying spatial orientation of the isolated mouse retina is important for many studies in visual neuroscience, including the ...