JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures — subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

Аннотация

Рано-мозговая травма и задержкой спазм сосудов головного мозга и способствуют неблагоприятных исходов после субарахноидального кровоизлияния (САК). Воспроизводимые и управляемые модели на животных, которые имитируют оба условия в настоящее время редкость. Поэтому новые модели необходимы для того, чтобы имитировать патофизиологические условия человека в результате САК.

В настоящем отчете описаны технические нюансы кроличьей крови шунта SAH модели, которая дает контроль внутримозгового давления (ICP). Экстракорпоральной шунта помещается между артериальной системы и субарахноидальное пространство, которое позволяет контролера-независимый SAH в закрытом черепа. Шаг за шагом процедурные инструкции и необходимое оборудование, описаны, а также технических соображений выпустить модель с минимальным смертности и заболеваемости. Важные детали, необходимые для успешного хирургического создания этой надежной, простой и последовательной ПМС управлением модели SAH кролика описаны.

Введение

Аневризматическое субарахноидальное кровоизлияние (САК) является одним из самых опасных для жизни нейропатологические условия, часто приводит к постоянной неврологических повреждений или смерти 1. Прошлые исследования сосредоточены на замедленной церебрального вазоспазма (DCVS) в качестве основного этиологии неврологического дефицита, связанных с САК 2. Тем не менее, как правило, бедные клинические исходы у пациентов, страдающих от САК после лечения вазоспазма привело к расширению исследовательской внимания включить эффекты раннего черепно-мозговой травмой (EBI) после САК 3. Лучшее понимание значимости как EBI и DCVS в содействии бедных клинических исходов после САК имеет важное значение для разработки более эффективных терапевтических стратегий.

До сих пор, одноместные и двухместные инъекции аутокрови в большой цистерны был стандартным методом SAH индукции для изучения DCVS 2-6. Хотя обычно используется в предыдущих исследованиях,эта модель, скорее всего, не воспроизводит нейропатологические ключевые изменения, связанные с САК индуцированной EBI 7. В отличие от этого, эндоваскулярные перфорации, как известно, чтобы вызвать серьезные острые патофизиологических изменений, которые частично имитируют симптомы EBI 7.

В этом докладе описывается роман кролик модель САК предназначена для обеспечения расследования как EBI и DCVS, что позволяет более точно охарактеризовать SAH-индуцированной патологии 8-10. С описанной методике, стандарт цистерна модель адаптирована, подключив артериальной системы подключичной артерии и большой цистерны через экстракорпорального шунта. Кровоток, таким образом, связано с физиологией кролика и приводится в движение градиентом давления между артериальной крови и внутричерепное давление. Кровотечение останавливается, когда внутримозговое давления (ВЧД) равна диастолическое артериальное давление и кровь в системе шунта свертывается. Используя множество & #8217; ы физиология уменьшает контролера-зависимой индукции SAH, что приводит к более последовательной модели САК, что надежно производит как EBI и DCVS фенотипы 3,8-10.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Три месяца женские новозеландских кроликов весом 2,5 - 3,5 кг были использованы для этой процедуры. Исследование было проведено в соответствии с Национальными Институтами принципов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных и с одобрения Care комитета животных кантона Берн, Швейцария (утверждение # 105/13). Все хирургические процедуры были выполнены в стерильных условиях на экспериментальной хирургическом институте кафедры клинических исследований в Берне университетской больницы в Берне, Швейцария. Ветеринарный врач анестезиолог мониторинг животных во время операции и в течение восстановления.

1 Подготовка животных, позиционирования и подключичной артерии катетеризации

  1. Общей анестезии у кроликов с внутримышечной инъекции кетамина (30 мг / кг; Ketalar, 50 мг / мл) и ксилазина (6 мг / кг; Xylapan 20 мг / мл) и глубина контроль анестезии путем проверки ответ кролика на вредные стимулирующимион (например, палец щепотку). Смотреть 1,7 в случае положительного ответа.
  2. Извлеките вниз нижние веки обоих глаз и применять небольшое количество мази на веки, чтобы предотвратить сухость и раздражение дальнейшее.
  3. Катетер боковую вену уха с 20 Gbutterfly venflon (20 G сосудистой катетера), исправить с помощью клейкой ленты, а также подключаться к тяжести мешка с 0,9% хлорида натрия (500 мл / 24 ч), а кетамин (40 мг / кг / ч) / ксилазина (4 мг / кг / ч) для непрерывного внутривенного (IV) анестезии. Администрировать дополнительные анальгетики каждые 15 мин IV (фентанил, 1 мкг / кг). Примечание: Избегайте летучих газов анестетиков, что связано со снижением CPP, увеличивая CBF, и уменьшающиеся мозговой скорость метаболизма кислорода 11 внутривенные анестетики обеспечивают более идеальные характеристики для neuroanesthesia сохраняя БФК и мозговой сужение сосудов, 12, который имеет верхней значение при изучении мозговой. спазм сосудов. Кроме того, хотя смертность увеличивается в SPONTaneously дыхания животных, это может лучше имитировать человеческую ситуацию острого САК.
  4. Подать кислород (1 - 2 л / мин) через защитную маску, которая позволяет в конце выдоха углекислый газ (Eţco 2) мониторинг.
  5. Установите электрокардиограмма 3 канала (ЭКГ) .Установить три подкожные электроды в треугольным расположением на брюшной стороне кролика; В частности, разместить один электрод на правую midthoracic области (с расстояния до стерильной бритой области для катетеризации подключичной артерии) и двух электродов в нижней части живота, распределенных по обе конечности.
  6. Монитор глубины анестезии каждые 15 мин во время операции, следуя частоту дыхания, частоту сердечных сокращений (ЧСС) контролируется из сигнала ЭКГ и реакции на вредных стимуляции.
  7. В случае положительного ответа на вредных стимуляции (носок щепотку), адаптировать глубину анестезии кетамином болюса (6 мг / кг) IV и ксилазина болюс (0,05 мг / кг) внутривенно и / или дополнительного обезболивания болюса с фентанила (1 тсг / кг) IV
  8. Закрепите кролика в положении лежа на спине на тело потепления пластины, наклоняя голову 20 ° вниз и, повернув его слегка контралатерально к стороне, на которой будет подвергаться подключичной артерии.
  9. применять глазную мазь и подготовить область к операции после бритья волосы над правым грудной мышцы вокруг средней трети ключицы, и над frontal-, parietal- и затылочной черепа, шеи, и над правой общей бедренной артерии.
  10. Лечить кожу в течение 3 мин с широким спектром антисептическое, например., Повидон-йода.
  11. Накройте кролика с стерильных простыней. Выполните все дальнейшие процедуры в стерильных условиях и часто применяются 4% папаверин HCl и раствором антибиотика (неомицина сульфат 5 мг / мл) местно для предотвращения артериальной спазм сосудов по манипуляции судна и местных инфекций.
  12. Проникновения грудную мышцу с местными анестетиками (лидокаин 1% максимальная 6 мг / кг). Сделать парастернальной разрез кожи и подготовитьгрудная мышца. Используя микроскоп, рассекают подключичной артерии и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца. Храните одну вязь, близкий к проксимального контроля в месте, чтобы обеспечить катетер и перевязывать сосуд дистально.
  13. Выполнение артериотомия в стенке подключичной артерии путем надреза артерию с изогнутой microscissor и иглу подключичной артерии ретроградно с небольшой intravasal 3-ходовым запорным краном. Безопасный катетер двойным узлом лигатуры к дистальной лигатуры, чтобы предотвратить скручивание или артериальный изгиб проксимальной части артерии и во избежание проскальзывания или обильным кровотечением.

2 артериального давления и артериальной крови контроля газов

  1. Подключите 3-ходовой запорный кран к I) intravasal канюли для газа артериальной крови (ABG) анализирует, рН, Пако 2, ПАО 2, бикарбонат, избытка оснований, и так 2, II) инвазивная артериальноеИзмерение давления устройство, и в) шунт.
  2. Соберите образцы крови для статуса ABG (Paco 2, ПАО 2) и постоянно контролировать стандартные сердечно-сосудистых и респираторных параметров (кровяное давление, HR, ЭКГ, частоты дыхания и в конце выдоха CO 2) и передачи данных через интерфейс аналогового выхода к аналого Конвертер цифровой / регистратор данных и магазин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Давление будет обнуляться на уровне сердца до и после каждой сессии, и калибровка давления аналогового / цифрового преобразователя и системы регистрации данных будет сделано, как только до начала серии.

3 Базовый цифровой ангиографии вычитания

  1. Разместить поверхностной проклейки устройство (маленькая сфера) в отношении обоих челюсти углов для калибровки ангиограмму.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это позволяет точное сравнение постфактум измерений базовой линии и следить за диаметр сосуда.
  2. Выполните цифровой вычитания ангиографии (DSA) ретроградной внутрисетевого аrterial болюсное неионных Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек на 2 сек) через канюлированного артерии и немедленно промойте канюли после болюсного введения с физиологическим раствором, чтобы предотвратить закупорку последнего.
  3. Получение изображений (7 изображений в 14 сек), вертебробазилярной системе, используя быстрое последовательное запись ангиографии в 5 ° влево-переднем косом положении.
  4. Проникнуть область вокруг правой общей бедренной артерии с местными анестетиками (лидокаин 1%, максимальная 6 мг / кг). Сделайте небольшой паховой разрез кожи. Используя микроскоп для визуализации, рассекают общую бедренную артерию и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца.
  5. После артериотомии, иглу бедренную артерию с оболочкой 5-F. Промойте боковую порт оболочки с физиологическим раствором.
  6. Авансовые 5-F катетер в брахиоцефальных артерий через оболочку под контролем рентгеноскопии. Создайте дорожную карту, то заранее направляющую проволоку к йэ вертебробазилярной системе. Введите болюс Неионная Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек в 2 сек) для DSA, как описано в шаге 3.2.

4 Вращение положении лежа

  1. После базового DSA, изменить кролика от лежа на положении лежа. Будьте осторожны, чтобы не манипулировать или переместить положение внутри артериальных катетеров.
  2. Расположите головку в головной держатель под углом 30 °, ориентированных голову.

5 цистерна Прокол

  1. Лечить кожу над головы и шеи с повидон-йода в 3 раза в течение 1 мин каждый, и самого хирургического зона с стерильных простыней.
  2. Вставьте 22 G х 40 мм педиатрической иглу спинного доступа транскутанно в большой цистерны без предварительного разреза кожи или смещения мышц.
  3. Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции схождение пинч до скольжения иглу вниз вдоль костной внешнего затылочного буграпока разрыв обнаружен; не толкать иглу дальше.
  4. Подтвердите правильное позиционирование иглы, наблюдая спонтанное капает спинномозговой жидкости с головой кролика отклоненным вниз под углом 20 ° в течение нескольких минут.

6 Установка внутричерепного давления и церебрального мониторинга кровотока

  1. После средней линии кожи и Galea разреза, вставить небольшой хирургической втягивающим.
  2. Сделайте три круглых остеотомий (2 мм в диаметре) с помощью высокоскоростного microdrill в лобной части черепа в соответствии с внешних ориентиров черепа (рисунок 1) 9, то есть, над обонятельной луковице и двустороннего лобной для размещения в нейромониторинг устройства, если необходимо. Используйте мм масштабную линейку, чтобы определить координаты для размещения заусенцев отверстия следующим образом: внутричерепного давления (ВЧД) мониторинг в midpupillary линии, 1:59 мм от среднесагиттальных линии; интрапаренхимальные лазер-доплеровские датчики4:56 мм впереди и сбоку от темени (Рисунок 1).
  3. Представьте твердую мозговую оболочку, а также выполнять гемостаз: использовать костный воск для костной гемостаза в силу своей тампонады действий и выполнять локальный гемостаз с использованием биполярного коагуляцию твердой мозговой оболочки.
  4. Поместите интрапаренхимальные внутричерепное давление (ICP) наконечник монитора в правой обонятельной луковицы на глубину 2 мм, а затем калибровку.
  5. Поставьте два лазерно-допплеровской флоуметрии тонкой иглой зондов, используя внешнюю систему зажима и вставьте их в соответствующие заусенцев отверстия в обоих правая и левая фронтальные полушария латеральнее желудочковой системы, т.е., в средней линии, чтобы избежать помех спинномозговой жидкости. Поместите иглу зондов на глубину 2,5 мм.
  6. После размещения нейромониторинга зондов, печать всех заусенцев отверстия толстой втулки костного воска, чтобы сохранить черепа герметичное.
  7. Измерьте базовые параметры среднего артериального давления (MAP), ICP и мозговой кровоток (CBF), используя многопараметрическое монитор и лазерно-доплеровский тканевой перфузии крови монитор четыре канала.

7 Независимый Индукционная

  1. Подключите спинальную иглу доступа в большой цистерны с ранее катетерами подключичной артерии через крови заполнены трубки контроля давления. Используйте 3-ходовой кран для измерения артериального давления и как порт забора крови.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тяжесть САК зависит от количества крови, и можно грубо оценить по обширности субарахноидальных сгустков во время сбора урожая мозга 5,11.
  2. Постоянно не следить MAP, HR, ЭКГ, частоту дыхания и в конце выдоха CO 2 с частотой дискретизации 1 Гц от 6 мин до по крайней мере до 20 мин после САК.
  3. Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции палец щепотку перед открытием соединения шунта между подключичной артерии и большой цистерны, чтобы побудить САК по gradie давлениянт.
    Примечание: контролируемое САК может быть достигнуто путем закрытия шунта в любой момент времени (например, на желаемом уровне ПМС.).
  4. Запись значения устойчивого состояния в течение периода времени от примерно 15 мин.
  5. После ICP достигает своего пика, держать спинальную иглу доступа на месте, пока ICP не возвращается в устойчивом состоянии, близком к исходным значениям. Если ПМС плато сохраняется в течение более 10 секунд, или если ПМС самопроизвольно падает, закрыть шунта.
  6. Удалить CBF Тонкоигольная зондов и ПМС зонд, подключите заусенцев отверстия костного воска, удалить все катетеры (в том числе подключичной катетера, так как катетер манипуляции с последовательным кровотечения связано с высокой заболеваемостью и смертностью, и увеличивает уровень инфицированности), выполнить строгий раны орошение Неомицин сульфат и сшивать кожу.

8 послеоперационного ведения

  1. Процедура длится около 2 часов. В связи с периодом полураспада кетамина и ксилазина, времени восстановления анимыл довольно короткий - примерно 1 час. Животные находятся под нагревательным лампы во время восстановления. Дополнительные жидкости не предусмотрены. В течение этой начальной фазе восстановления после операции, применять бупренорфин 0,02 мг / кг подкожно каждые 8 ​​ч в течение 24 часов.
  2. Применить трансдермальный фентанил матричные патчи выпуская 12,5 мкг / ч в бритой области шеи животных для эффективного обезболивания в течение следующего 72 часа.
  3. Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в достаточной сознание поддерживать грудины лежачее положение.
  4. Не возвращать животное, которое претерпела хирургии в компании других животных, пока полностью не восстановился.

9 Последующие Digital ангиографии вычитания для оценки DCVS на 3-й день

  1. Выполните шаги 1,1 до 3,6, как описано выше.
  2. Усыпить животных по внутриартериального болюсной инъекции thiopenthal натрия (40 мг / кг) (Пентотал, Ospedalia AG, Хюненберге, Швейцария). В случаях, когда гистология и immunohistochemistry необходим, выполнить внутрисердечную перфузии-фиксацию при комнатной температуре при давлении перфузии 100 см H 2 O.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Шунт модель кролика кровь SAH описано в этом отчете производит EBI в гиппокампе (Фигура 2А, В), базально-коры головного мозга (Фигура 2А, В), и церебральной сосудистой сети (фиг.2С) в начале 24 ч после травмы и показывает характерный Распределение крови (Рисуно...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Шунт модель производит патологию подобную той, которая наблюдается у человека после острого SAH 3,8,10. Было высказано предположение, что EBI может усугубить, сохранить и даже вызвать DCVS 12, и как таковой эта модель может помочь в расследовании как ранние и поздние фазы DCVS, в том чи?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

None. The authors have no financial or commercial interest in any of the drugs, materials, or equipment used. No specific funding was received for this work. The authors are solely responsible for the design and conduct of the presented study and report no conflict of interest concerning the materials and methods used in this study or the findings specified in the paper. They confirm the adherence of ethical standards. The study was performed in accordance with the National Institutes of Health guidelines for the care and use of experimental animals and with the approval of the Animal Care Committee of the Canton of Bern, Switzerland (approval #109/07 and #107/09).

Благодарности

Авторы благодарят Лори фон Melchner, Берн University Hospital, отделение нейрохирургии, Берн, Швейцария, для корректуры и редактирования рукопись и Paskus Иеремии, больницы Бостонской детской, Boston, MA для корректура первоначальный проект. Мы ценим умелое управление ухода за животными, анестезии, и оперативную помощь от Daniel Mettler, DVM, Макс Мюллер, DVM, Даниэль Цалокар и Ольгица Beslac, экспериментальной хирургическом институте, факультет клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария. Мы благодарим Майкла Ленч главный научный Медсестра, Департамент интенсивной терапии, Берн University Hospital и Университет Берна, Берн, Швейцария, для мониторинга данных в реальном времени и постобработки физиологических параметров. Мы благодарим Эдин Nevzati, Карл Muroi и Саломе Erhardt, за их отличную лаборатории технической и оперативной помощи.

Эта работа была поддержана Департаментом Интенсивэ Медицина, Берн University Hospital и Университета Берна, Берне, Швейцария, Департамента клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария, и Научно-исследовательский фонд от Кантонсспитал Аарау, Аарау, Швейцария. Мы благодарим Elsevier, для разрешения издавать для 1 и 2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
Operation microscopeZeiss, Jena, GermanyZeiss, OPMI-MD surgical microscope
Surgical equipmentB. Braun, GermanyForceps medical no. 5; vessel scissors 8 cm; microclip 4 mm
RespiratorHugo Sachs
Hair clipper3M Surgical Clipper Starter Kit 9667A
Body warm plateFHC
Blood gas analyzerRadiometer, Copenhagen, DenmarkABL 725
Cardiac monitoringCamino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, USAP-05
Software analysisBIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USABiopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1
Software analysisImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USAImage-Pro Plus version 
Angiography apparatusDFP 2000 A-ToshibaMIIXR0001EAA
ICP monitorCamino Laboratories, San Diego, CA, USAICP monitor, Model 110-4B
Blood flow monitorOxford Optronix Ltd., Oxford, UKCAL KIT microsphere solution
Laser-Doppler flowmetry fine needle probesOxford Optronix Ltd., Oxford, UKMNP110XP, 0.48 mm diameter
Pressure tubeB. Braun, GermayPE 1.0 mm × 2.0 mm
Anesthesia monitorGE Medical Systems, Switzerland Datex S5 Monitor
Material
20 G vascular catheterSmiths MedicalJelco i.v. catheter, REF 4057
5.5 F three-lumen central venous catheter Connectors, Tagelswangen, SwitzerlandSilicone catheter STH-C040
22 G x 40 mm needle Emergo Group Inc., Netherlands
High-speed microdrillStryker, Solothurn, Switzerland5400-15 
Bone waxEthicon, Johnson & Johnson,NJ, USAETHW31G
Bipolar forcepsAesculap, Inc., PA, USUS349SP 
KetaminAny generic product
XylazineAny generic product
BuprenorphineAny generic product
FentanylAny generic product
Transdermal fentanyl matrix patches Any generic product
Lidocaine 1% Any generic product
4% papaverin HCl Any generic product
Neomycin sulfate Research Organics Inc., OH, USAAny generic product
Povidone-iodine Any generic product
0.9% sodium chlorideAny generic product
Iopamidol Abott Laboratories, IL, USAAny generic product
3-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP824G
5-0 non absorbable sutureEthicon Inc., USA8618G
4-0 polyfilament suturesEthicon Inc., USAVCP284G

Ссылки

  1. Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
  2. Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
  3. Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
  4. Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
  5. Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
  6. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
  7. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
  8. Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
  9. Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
  10. Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
  11. Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
  13. Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
  14. Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
  15. Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
  16. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
  17. Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
  18. Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
  19. Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
  20. Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045(2011).
  21. Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

92

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены