JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Показано, хирургические процедуры имплантации и функцией записи для измерения визуальные электрофизиологические сигналы от глаза (электроретинограмму) и мозга (вызванный потенциал зрительного нерва) у бодрствующих крыс, что более аналогично человеческого состояния, где записи проводятся без анестезии путает.

Аннотация

Полного поля электроретинограмма (ЭРГ) и вызванный потенциал зрительного нерва (ВЭП) являются полезными инструментами для оценки сетчатки и целостности зрительного пути в лабораторных и клинических условиях. В настоящее время доклинические измерения ЭРГ и ЗВП выполняются с обезболиванием для обеспечения стабильных электродов размещения. Тем не менее, само присутствие анестезии было показано, загрязнять нормальные физиологические реакции. Для преодоления этих анестезии путает, мы разрабатываем новую платформу для анализа ЭРГ и ЗВП в сознании крыс. Электроды имплантируется под-conjunctivally на глаз для анализа ЭРГ и эпидурально над зрительной корой для измерения ППЭ. Диапазон амплитуды и чувствительности / временные параметры анализируют на обоих ЭРГ и ЗВП при увеличении светящихся энергии. Сигналы ЭРГ и ЗВП показаны стабильными и повторяемостью в течение по крайней мере 4 недели после хирургической имплантации. Эта способность записывать ЭРГ и ЗВП сигналы без анестезии путает в доклинических сЭттинг должен обеспечить превосходное перевод клинических данных.

Введение

ЭРГ и ЗВП минимально инвазивным в естественных условиях инструменты для оценки целостности сетчатки глаза и зрительных путей , соответственно , как в лаборатории и клинике. Полной поле ERG дает характерную форму волны , которая может быть разбита на различные компоненты, с каждым элементом , представляющих различные классы клеток сетчатки , затрагивающего пути 1,2. Классический полный ERG поле формы волны состоит из начального отрицательного наклона (а-волны), которое было показано , чтобы представить фоторецепторов активность после воздействия света 2-4. А-волна сопровождается существенной положительной волны (б-волны) , которая отражает электрическую активность средней сетчатки, преимущественно в ON-биполярные клетки 5-7. Кроме того, можно варьировать световой энергии и интер-стимул- интервал , чтобы изолировать конус из ответов стержень 8.

Вспышка ВЭП представляет электрические потенциалы зрительной коры головного мозга и ствола мозга в ответ на сетчатке световой стимуляции9,10. Этот сигнал может быть разбита на ранних и поздних компонентов, с раннего компонента , отражающего активность нейронов ретино-geniculo-стриарного пути 11-13 и позднего компонента , представляющего корковой обработки , выполняемой в различных V1 пластинками у крыс 11,13. Поэтому одновременное измерение ЭРГ и ЗВП возвращает всестороннюю оценку структур, участвующих в зрительном пути.

В настоящее время для того, чтобы записать электрофизиологии у животных, анестезия используется для того, чтобы стабильное размещение электродов. Там были попытки измерить ЭРГ и ЗВП в сознании крыс 14-16 , но эти исследования использовали проводная настройка, которая может быть обременительным и может привести к стрессу животных путем ограничения движения животных и естественное поведение 17. С учетом последних достижений в области беспроводных технологий, включая улучшение миниатюризации и срок службы батареи, теперь стало возможным реализовать телеметрическую подход к ERG А.Н.d ВЭП записи, уменьшая стресс, связанный с проводными записей и улучшения долгосрочной жизнеспособности. Полностью интернализированные стабильные имплантаций телеметрических зондов оказались успешными для хронического контроля температуры, артериального давления 18, активность 19, а также электроэнцефалографии 20. Такие достижения в области технологии также помогут воспроизводимости и стабильности сознательных записей, увеличивая полезность платформы для хронических исследований.

протокол

Этика заявление: Эксперименты на животных были проведены в соответствии с австралийским Кодекса по уходу и использованию животных в научных целях (2013 г. ). утверждение животных этика была получена из Комитета по этике животных, Университет Мельбурна. Материалы в данном руководстве для лабораторных экспериментов только, и не предназначенные для медицинского или ветеринарного применения.

1. Подготовка электродов

Примечание: передатчик три канала используется для хирургической имплантации, которая позволяет выполнять 2 эрг запись 1 ВЭП, которые будут проводиться одновременно. Три активные и неактивные три электроды должны быть предварительно вылепленный в форме кольца до имплантации, чтобы прикрепить к глазу. В целях идентификации, производитель вложил активные электроды в наполовину белый, наполовину цветные пластиковые оболочки в то время как неактивные электроды покрыты в полном объеме цветных чехлов. Заземляющий электрод (прозрачная пластиковая оболочка) остается неизменным. Для всех активных и неактивных Электроды поведение шаги 1.1, 1.2, 1.3 и 1.7.

  1. Untwist двухцепочечной нержавеющей стали электрод с двумя наконечниками из тонких плоскогубцев.
  2. Обрежьте один из нержавеющей стали нитей (примерно 1 см от кончика), оставляя единственную более прямую прядь остающуюся формировать кольцевой электрод.
  3. Сложить одиночный стальной нити из нержавеющей обратно на себя и поворот, образуя гладкие кольца на кончике электрода.
  4. Для ERG активных электродов моды этой петли ~ 0,2 - 0,5 мм в диаметре, крутя основание петли (для целей, описанных здесь, форма двух активных электродов таким образом, чтобы записывать ЭРГ от обоих глаз), а также для ЭРГ неактивны и VEP электроды делают диаметр петли диаметром ~ 0,8 мм (в данном примере это необходимо сделать для одного активного электрода ВЭП и всех трех неактивных электродов).
  5. Крючок круговой ВЭП активный электрод вокруг винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм), так что электрод упирается в головку винта.
  6. Hoo.ЙТ 3 неактивные электроды (2 ЭРГ, 1 ВЭП) вокруг второго винта из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм).
  7. Извлеките пластмассовую втулку вперед над острыми концами двух из нержавеющей стали нити, чтобы уменьшить раздражение.
  8. Стерилизовать телеметрический передатчик путем вымачивания в 2% глутаральдегида в течение более чем 10 ч при температуре приблизительно 25 ° С. Затем сполосните передатчик стерильным физиологическим раствором 3 раза.

2. Передатчик Имплантация

  1. Подготовка животных
    1. Лечить хирургическую область до эксперимента путем очистки с 70% этанола. Автоклав все хирургическое оборудование перед использованием и поддержания оборудования в хлоргексидин, когда он не используется во время операции. Накройте животное с хирургической салфетке во время операции, чтобы поддерживать стерильную среду. Убедитесь, что все экспериментаторы носить хирургические маски, стерильные перчатки и халаты.
    2. Индуцировать анестезию с 1,5 - 2% изофлуран, при скорости потока 3 л / мин и maintaiопределены на уровне 1,5 - 2%, при 2 л / мин в течение всего хирургического вмешательства. Подтвердите достаточную глубину анестезии отсутствием рефлекса педали при зажимая мышцы между пальцами.
    3. Бритье 40 мм площадь х 30 мм на животе сверху паховой области к грудине.
    4. Бритье 30 мм площадь х 20 мм на лоб, кзади от глаза и впереди ушей.
    5. Лечить две выбритые зоны. Для области лба дезинфицируют 10% повидон-йода в три раза (избегать употребления алкоголя на основе антисептиков для области возле глаз, будучи в соответствии со стандартом практики изложены Ассоциацией хирургических Technologists). Над брюшной полости дезинфицируют 10% повидон-йода и 70% этанола.
    6. Применить 1 каплю proxymetacaine к роговице для дополнительной местной анестезии.
    7. Нанести 1 каплю натрийкарбоксиметилцеллюлоза к роговице, чтобы предотвратить высыхание глаз.
  2. Хирургическая имплантация
    1. Сделайте 10 мм разрез сна голове вдоль вертикальной средней линии между ушами с хирургическим скальпелем.
    2. Сделайте 5 мм разрез на животе через слой кожи вдоль средней линии ниже грудины.
    3. Туннель 5 мм канюля диаметром подкожно от живота разрез в головной разрез.
    4. Поток электродов провода (3 активные и неактивные 3) передатчика через канюлю от живота к голове.
    5. Оставьте электрод сравнения с базой передатчика и покрывают кончик электрода с асептическим марлю.
    6. Накройте электродные насадки (3 активные и неактивные 3) с асептической марли.
    7. Зафиксируйте голову крысы к стереотаксической платформе.
    8. Продлить лоб надрез до 30 мм в длину с хирургическими ножницами.
    9. Expose хирургическую область стягиванием дряблая кожа с 2-мя швами (3 - 0) в ~ 3 и 9 часов.
    10. Соскребите надкостницы, перекрывающую череп, используя стерилизованную марлю, чтобы выставить темени, лямбда и средней линии наложения швов.
    11. Просверлите два отверстия через череп в ППЭ активной (7 мм вентрально брегмы 3 мм сбоку от средней линии) и неактивные (5 мм ростральной брегмы по средней линии) стереотаксических координат.
    12. Приложить ВЭП активные и неактивные электроды с предварительно прикреплены винтами из нержавеющей стали (диаметр 0,7 мм, длина 3 мм) до черепа с небольшой отвертки до ~ 1 мм в глубину в предварительно сделанных отверстий. Этот якорь винт к кости без повреждения основной ткани коры.
    13. Имплантировать электроды активные ERG используют 8 - 0 шовный временно убрать верхнее веко.
    14. Вставьте 16 до 21 G полой иглы подкожно из-за глаз через вышестоящему конъюнктивы своде.
    15. Снимите направляющую иглу.
    16. Поток активный электрод через укороченный пластиковый катетер от лба к глазу. Затем снимите пластиковый катетер.
    17. Использовать временный шовный материал (8 - 0), который продет через петли электрода, чтобы предотвратить Elecрастоптал от втягивания обратно в туннель.
    18. Сделать 0,5 мм разрез на верхней конъюнктивы в 12 часов, 1 мм позади лимба. Используйте тупым, чтобы выставить основной склеры.
    19. Имплантировать 8 - 0 или 9 - 0 шовный материал сразу за лимба на половину толщины склеры.
    20. Удалить временный шов от ERG активного электрода.
    21. Якорь активный электрод ЭРГ на половину толщины склеры шва, связывая 3 последовательных узлов, обеспечивающих кончик электрода находится в непосредственной близости к лимба.
    22. Закройте конъюнктивальный лоскут, используя от 1 до 2 швами (8 - от 0 до 9 - 0). Убедитесь в том, что конъюнктива полностью покрывает электрод ERG, чтобы улучшить комфорт.
    23. Удалите веко втягивания швом.
    24. Повторите эту процедуру для второго глаза.
    25. Нанесите гель цианакрилатный по черепу, чтобы обеспечить безопасность всех нержавеющих винтов и электродные провода. Убедитесь, что активные электроды ERG не растянуты слишком плотно прежде, чем обеспечить, чтобы анспособные движения глаз.
    26. Закройте рану головы, используя нерассасывающегося 3 - 0 шовный материал.
    27. Поворотом грызуна подвергать брюшной области. Удлиняет брюшной кожный надрез до 40 мм вдоль белой линии с хирургическими ножницами.
    28. Сделайте 35 мм разрез с помощью внутренней стенки мышц, чтобы обнажить внутреннюю брюшную полость.
    29. С помощью двух швов (3 - 0) прикрепить корпус датчика к правой стороне внутренней брюшной стенки животного. Избегать попадания в печень.
    30. Loop заземляющий электрод и безопасности в этой форме с швом (3 - 0). Поместите это свободно плавающие в брюшной полости.
    31. Закрыть брюшины с помощью непрерывного шва (3 - 0).
    32. Закройте разрез кожи с помощью швами (3 - 0).
  3. Послеоперационный уход
    1. Монитор животное, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее. Дом животное однократно после операции.
    2. Администрирование carprOfen подкожно для аналгезии (5 мг / кг) один раз в день в течение 4-х дней.
    3. Добавить профилактические пероральные антибиотики (Enrofloxin, 5 мг / кг) в питьевой воде в течение 7 дней после операции.
    4. Применяют противовоспалительную мазь для рассечения кожи сайтов, чтобы уменьшить раздражение в течение первых 7 дней после операции.

3. Проведение ЭРГ и ЗВП Записи в сознании крысам

  1. Темный адаптировать животное в течение 12 ч до ЭРГ и ЗВП записей
  2. Провести все экспериментальные манипуляции при тусклом освещении красным (17,4 cd.m -2, X макс = 600 нм)
  3. Применение местной анестезией (0,5% proxymetacaine) и расширения (0,5% тропикамид) падает на роговицу.
  4. Руководство сознательное грызуна в выполненное на заказ, ясный фиксатор.
    Примечание: Длина этой пластиковой трубки можно регулировать, чтобы приспособить крыс разного размера с общим диаметром зафиксирована на уровне 60 мм. Передняя часть устройства имеет коническую форму, чтобы свести к минимуму головную моvement и содержит перфорационные отверстия для того, чтобы нормальное дыхание. Этот конический передний позволяет выравнивание и стабилизацию головы и глаз крысы к открытию Ganzfeld сферы. Обратите внимание, что грызун акклиматизированы в фиксатор (от 3 до 5 случаи) до операции.
  5. Поместите грызуна перед миской Ganzfeld с глаз совмещен с отверстием чаши.
  6. Включите рентгеноконтрастных передатчик, передавая магнит в пределах ~ 5 см от передатчика. Убедитесь в том, что передатчик включен, проверяя свет индикатор состояния на базе приемника.
  7. Сбор сигналов в диапазоне световых энергий (т.е. -5,6 до 1,52 журнал cd.sm -2) , как описано ранее 21. Если коротко, то в среднем больше сигналов на тусклых световых уровней (~ 80 повторов) и в меньшей степени на более яркую светящихся энергий (~ 1 повтор). Постепенно удлинять интервал межстимульный от 1 до 180 секунд от тусклой до самого яркого уровня освещенности.
  8. Для того, чтобы изолировать стержень ERGи ответы конуса используют двойной вспышки парадигмы 8. Например, инициировать две вспышки на 1,52 журнала cd.sm -2 с 500 мс интервал между раздражителем между ними.
  9. Для записи ВЭП сигналов, в среднем 20 повторений на яркие светящиеся энергии (т.е. 1,52 журнал cd.sm -2, 5 сек интервал между раздражителем).
  10. Для оценки стабильности имплантата, который оценивается по вариабельности сигнала с течением времени, проводить ЭРГ и ЗВП записям 7, 10, 14, 21 и 28 дней после операции.
  11. После экспериментального периода, эвтаназии крыс через внутрисердечной инъекции pentobarbiturate (1,5 мл / кг) после кетамина: ксилазина анестезии (12: 1 мг / кг).

Результаты

Ответ фоторецепторов анализируется путем подгонки задержанную гауссовой к передней кромке начальной нисходящей лимбе реакции ЭРГ на 2 верхних светящихся энергий (1,20, 1,52 лог CSM -2) для каждого животного, основанный на модели Lamb и Pugh 22, сформулированный Гуда и...

Обсуждение

В связи с минимально инвазивной природы зрительного электрофизиологию, ERG и ЗВП записи у больных людей проводятся при преднамеренном условиях и только требуют использования местных анестетиков для размещения электродов. В противоположность этому, визуальная электрофизиологии на жи?...

Раскрытие информации

RG and RF are employees to the commercial funder of this research (Pfizer Neusentis and Pfizer Global Research). MI was an employee of Pfizer Global Research during this research and is currently an employee of Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

Благодарности

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
BioamplifierADInstrumentsML 135Amplifies ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0%AllerganCAS 0009000-11-7Maintain corneal hydration during surgery
Carprofen 0.5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment
Chlorhexadine 0.5%Orion Laboratories27411, 80085Disinfection of surgical instrument
Cyanoacrylate gel activatorRS components473-439Quickly dries cyanoacrylate gel
Cyanocrylate gel RS components473-423Fix stainless screws to skull
Dental burrStorz Instruments, Bausch and LombE0824AMiniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
DrillBoschDremel 300 seriesAutomatic drill for trepanning
EnrofloxinTroy LaboratoriesProphylactic antibiotic post surgey
Ganzfeld integrating spherePhotometric Solutions InternationalCustom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Gauze swabsMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BDries surgical incision and exposed skull surface during surgery
Isoflurane 99.9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Kenacomb ointmentAspen Pharma Pty LtdTo reduce skin irritation and itching after surgery
Luxeon LEDsPhillips Lighting Co.For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software
Needle (macrosurgery)World Precision Instruments501959for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm
Needle holder (macrosurgery)World Precision Instruments500224To hold needle during abdominal and head surgery
Needle holder (microsurgery)World Precision Instruments555419NTTo hold needle during ocular surgery
Optiva catheterSmiths Medical International LTD16 or 21 GGuide corneal active electrodes from skull to conjunctiva
Povidone iodine 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml
Powerlab data acquisition systemADInstrumentsML 785Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter
Proxymetacaine 0.5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Topical ocular analgesia
Restrainercutom madeFront of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. 
Scapel bladeR.G. Medical SuppliesSNSM0206For surgical incision
Scissors (macrosurgery)World Precision Instruments501225for cutting tissue on the abodmen and forhead
Scissors (microsurgery)World Precision Instruments501232To dissect the conjunctiva for electrode attachment
Scope SoftwareADInstrumentsversion 3.7.6Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data
ShaverOsterGolden A5Shave fur from surgical areas
Stainless streel screws MicroFastenersL001.003CS3040.7 mm shaft diameter, 3 mm in length 
Stereotaxic frameDavid KopfModel 900A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull
Surgical drapeVital Medical SuppliesGM29-612EEEnsure sterile enviornment during surgery
Suture (macrosurgery)Ninbo medical needles3-0for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm
Suture needle (microsurgery)Ninbo medical needles8-0 or 9-0for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm
Telemetry data converter DataSciences InternationalR08allows telemetry signal to interface with data collection software
Telemetry Data Exchange MatrixDataSciences InternationalGathers data from transmitters, pair with receiver
Telemetry data receiverDataSciences InternationalRPC-1Receives telemetry data from transmitter
Telemetry transmitterDataSciences InternationalF50-EEE3 channel telemetry transmitter
Tropicamide 0.5%Alcon Laboratories Iris dilation
Tweezers (macrosurgery)World Precision Instruments500092Manipulate tissues during abdominal and head surgery
Tweezers (microsurgery)World Precision Instruments500342Manipulate tissues during ocular surgery

Ссылки

  1. Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

112

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены