JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь мы представляем протоколы для подготовки острых ломтиков мозга, содержащих боковое гениальное ядро и электрофизиологическое исследование функции ретиногенулата и кортикогенулата синапсов. Этот протокол обеспечивает эффективный способ изучения синапсов с высокой и низкой вероятностью высвобождения в тех же острых срезах мозга.

Аннотация

Боковое гениальное ядро является первой ретрансляционной станцией для визуальной информации. Ретрансляционные нейроны этого таламиического ядра интегрируют вход из клеток ганглия в коры и проецируют его на зрительную кору. Кроме того, реле нейроны получают сверху вниз возбуждение из коры. Два основных возбуждательных входных данных в реле нейронов отличаются несколькими аспектами. Каждый ретрансляторный нейрон получает вход только от нескольких ретиногенулатных синапсов, которые являются большими терминалами со многими местами выпуска. Это отражается на сравнительно сильное возбуждение, реле нейроны получают, от клеток ганглия в клетках клетки из корытины. Кортикогенулат синапсы, напротив, проще с несколькими местами выпуска и более слабой синаптической силой. Два синапса также отличаются по своей синаптической краткосрочной пластичности. Ретиногенулат синапсы имеют высокую вероятность высвобождения и, следовательно, отображают краткосрочную депрессию. В отличие от этого, кортикогенулатсины имеют низкую вероятность высвобождения. Кортикогенулатные волокна пересекают ретикулярные таламичные ядра перед входом в боковое гениальное ядро. Различные расположения ретикулярного таламического ядра (росттало из бокового гениального ядра) и оптического тракта (вентро-боково енерально из бокового гениального ядра) позволяют стимулировать кортикогенитулилит или ретиногениула синапсы отдельно с электродами внеклеточной стимуляции. Это делает боковое гениальное ядро идеальной областью мозга, где два возбуждающих синапса с очень разными свойствами, посягающими на один и тот же тип клеток, могут быть изучены одновременно. Здесь мы описываем метод исследования записи из ретрансляционных нейронов и для выполнения детального анализа функции ретиногенулата и кортикогенулата синапса в острых срезах мозга. Статья содержит пошаговый протокол для генерации острых ломтиков мозга бокового гениального ядра и шаги для записи активности от ретрансляционных нейронов, стимулируя оптический тракт и кортикогенулатные волокна отдельно.

Введение

Реле нейронов бокового гениального ядра интегрировать и передать зрительную информацию в зрительную кору. Эти нейроны получают возбуждательный вход от клеток ганглия через ретиногенулат синапсы, которые обеспечивают основной возбуждательный диск для ретрансляции нейронов. Кроме того, реле нейроны получают возбуждательные входы из корковых нейронов через кортикогенулат синапсы. Кроме того, реле нейроны получают ингибирующие входы из местных интернейронов и ГАМК-нейронов ядра reticularis thalami1. Ядро reticularis thalami присутствует как щит между таламусом и корой, так что волокна, проецирование от коры к таламусу и в противоположном направлении должны пройти через ядро reticularis thalami2.

Ретиногенулат входы и кортикогенулат входы отображения различных синаптических свойств3,4,5,6,7. Retinogeniculate входы образуют большие терминалы с несколькими местами выпуска9,10. В отличие от этого, кортикогенулат входы отображают небольшие терминалы с одним релизомсайтов 7. Кроме того, ретиногенулат синапсы эффективно диск действия потенциалрел ьрентов, несмотря на составляющие только 5-10% всех синапсов на реле нейронов3,8,11. Кортикогенулат синапсы, с другой стороны, служат модулятором ретиногенулатных передач, контролируя мембранный потенциал ретрансляторных нейронов12,13.

Эти два основных возбуждательных входных данных для ретрансляции нейронов также функционально отличаются. Одним из заметных различий является краткосрочная депрессия ретиногенулатных синапсов и краткосрочноеоблегчение кортикогенулатных синапсов 3,5,8. Кратковременная пластичность относится к явлению, при котором синаптические силы изменяются, когда синапс неоднократно активен в течение периода времени от нескольких миллисекунд до нескольких секунд. Вероятность синапического высвобождения является важным фактором, лежащим в основе краткосрочной пластичности. Синапсы, с низкой начальной вероятностью выпуска, отображают кратковременное упрощение из-за накопления Ca2 в пресинапсе и, следовательно, увеличение вероятности высвобождения наблюдается при повторной активности. В отличие от этого, синапсы с высокой вероятностью высвобождения обычно отображают краткосрочную депрессию из-за истощения готовых пузырьков14. Кроме того, десенсибилизация постсинаптические рецепторы способствует краткосрочной пластичности в некоторых высоковысвеленных вероятностных синапсах8,15. Высокая вероятность высвобождения и десенсибилизация рецепторов х-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изосоксазолепрофиновой кислоты (АМРА) способствуют заметной краткосрочной депрессии ретиногенулатных синапсов. В отличие от этого, вероятность низкой высвобождения лежит в основе краткосрочного упрощения кортикогенуляционных синапсов.

У мышей, оптический тракт входит спинной боковой geniculate ядро (dLGN) из caudolateral сайте, в то время как кортикогенулатные волокна попадают в dLGN rostroventrally. Расстояние между двумя входами позволяет иссмотреть индивидуальные свойства двух очень разных возбуждающих входов, посягающих на одну и ту же ячейку. Здесь мы основопанов и улучшения ранее описанного метода вскрытия, в котором ретиногенулат и кортикогенулат волокна сохраняются в острых ломтиках мозга3. Мы описываем электрофизиологическое исследование ретрансляционных нейронов и стимуляцию ретиногеникулатных и кортикогенуляционных волокон внеклеточными электродами стимуляции. Наконец, мы предоставляем протокол для заполнения ретрансляционных нейронов биоцитином и последующего анатомического анализа.

протокол

Все эксперименты были одобрены Правительственной наблюдательной группой по экспериментам на животных в Рейнланд-Пфальце.

1. Решения

  1. Решение для вскрытия
    1. Чтобы уменьшить excitotoxicity, подготовить холин на основе решения, которые будут использоваться во время вскрытия, как представлено здесь (в мМ): 87 NaCl, 2.5 KCl, 37,5 холин хлорида, 25 NaHCO3, 1.252PO4, 0.5 CaCl2, 7 MgCl2, 25 глюкозы. Подготовьте раствор вскрытия менее чем за 1 неделю до начала эксперимента.
  2. Решение для записи
    1. Подготовка искусственного спинного спинного мозга (ACSF) раствор, содержащий (в ММ): 125 NaCl, 25 NaHCO3, 1,252PO4, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 1 MgCl2, и 25 глюкозы. Добавьте 50 мкм D-APV и 10 мкм SR 95531 гидробромида, чтобы блокировать N-метил-D-аспартат (NMDA) и ГАМК-а-рецепторы, соответственно.
  3. Внутриклеточное решение
    1. Подготовьте внутриклеточный раствор, содержащий (в ММ): 35 Cs-глюконат, 100 CsCl, 10 HEPES, 10 EGTA и 0.1 D-600 (гидрохлорид метоксиверапол). Отрегулируйте рН до 7.3 с CsOH. Фильтр, aliquot, и хранить складе решение на -20 градусов до использования.

2. Рассечение

  1. Подготовьте две срезные камеры, одна из которых заполнена 100 мл раствора вскрытия, а другая с 100 мл раствора записи. Поместите два клюва в водяную ванну (37 градусов по Цельсию) и пузырь растворы с карбогеном, по крайней мере 15 минут до вскрытия.
  2. Заполните пластиковый стакан 250 мл ближнего ледяного (но не замороженного) раствора вскрытия. Пузырь с карбогеном не менее 15 мин перед использованием.
  3. Заполните пластиковое блюдо Петри (100 мм х 20 мм), в котором будет выполнено вскрытие мозга, с холодным раствором вскрытия. Поместите кусок фильтровальной бумаги в крышку чашки Петри.
  4. Охладите камеру вскрытия вибратом.
  5. Анестезируйка мыши с 2,5% изолюран, например, в клетке мыши. Как только мышь не реагирует на щепотку хвоста, обезглавить мышь возле шейки матки медуллы и погрузить голову в ледяной раствор вскрытия в основании чашки Петри.
  6. Вырезать кожу головы от каудаля до носа и держать его боковой пальцами подвергать черепа. Чтобы вынуть передний мозг, сначала вырезать череп вместе с задней передней средней линии, а затем сократить еще два раза через корональный шов и лямбдаид ный шов(рисунок 1A).
  7. Удалите череп между корональным швом и швом лямбдоида таким образом, чтобы мозг подвергался воздействию. Вырежьте обонятельную луковицу и отделите предтеч от среднего мозга тонким лезвием(рисунок 1B). Удалить мозг из черепа с помощью тонкого шпателя и поместить его на фильтровальную бумагу в крышке чашки Петри.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги 2.6 и 2.7 должны быть выполнены как можно быстрее, чтобы уменьшить гибель клеток.
  8. Чтобы сохранить целостность сенсорных и корковых входов в dLGN в ломтик мозга, отделить два полушария с паразагитальной вырезать с углом 3'5 "(Рисунок 1C,D). Высушите посредственные плоскости двух полушарий, поместив их на фильтровальную бумагу, а затем приклеите их на сцену резки с углом 10–25 градусов от горизонтальной плоскости(рисунок 1E).
  9. Поместите сцену в центре металлического буферного лотка и аккуратно вылейте остальную часть раствора ледяного рассечения в буферный лоток. Выполните этот шаг тщательно, так как сильный залив может удалить вставить мозг(Рисунок 1F).
  10. Поместите буферный лоток в заполненный льдом лоток, который помогает поддерживать низкую температуру во время вскрытия. Вырезать 250 мкм ломтиками с лезвием бритвы со скоростью 0,1 мм / с и амплитуды 1 мм.
  11. Держите ломтики в камере хранения заполнены с кислородом раствор атсекции на 34 градусов по Цельсию в течение примерно 30 минут, а затем позволить ломтики для восстановления в растворе записи на 34 градусов по Цельсию в течение еще 30 минут.
  12. После восстановления снимите срез удерживая камеру из водяной ванны и держите ломтики при комнатной температуре (RT) до использования в экспериментах.

3. Электрофизиология

  1. Вытяните пипетки с помощью боризиликатных стеклянных капилляров и тягака нити. Поддерживайте сопротивление записывающих пипетки на уровне 3х4 МЗ. Потяните стимулирующие пипетки, используя тот же протокол, но слегка разбейте кончик после вытягивания, чтобы увеличить диаметр. Заполните записи пипетки внутриклеточным раствором и биоцитином, при этом заполняйте стимулирующие пипетки раствором записи.
  2. Поместите ломтики в камеру записи и постоянно наполнить ломтики с кислородом решения записи на RT. Проверьте все ломтики и выберите те, которые отображают нетронутыми оптического тракта.
  3. Визуализируйте срез и клетки с помощью вертикального микроскопа, оснащенного инфракрасной дифференциальной интерференцией (IR-DIC) видеомикроскопии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ретрансляторы дифференцированы от интернейронов их большим размером сомы и более первичными дендритами (ветвями, возникающими из сомы). Интернейроны отображают биполярную морфологию с меньшей сомой.
  4. Поместите стимулирующую пипетку на срез перед исправлениям клетки с записью пипетки. Чтобы исследовать ретиногенулат синапсы, поместите стимулирующий пипетка непосредственно на оптический тракт, где аксонволокна из клеток ганглия сетчатки в комплекте(Рисунок 2A). Для анализа кортикогенуляционных синапсов, поместите стимулирующий электрод на ядро reticularis thalami, который возтровентно примыкает к dLGN (Рисунок 2B).
  5. После того, как запись пипетка погружается в раствор записи, применить 5 мВт напряжения шаг для мониторинга сопротивления пипетки. Установите потенциал холдинга до 0 мВ и отмените офсетный потенциал, чтобы ток холдинга был 0 pA.
  6. Подойдите к ячейке с записывающей пипеткой при применении положительного давления. Когда пипетка находится в непосредственном контакте с клеточной мембраной, отпустите положительное давление и установите потенциал удержания до -70 мВ. Нанесите небольшое отрицательное давление, чтобы позволить клеточной мембране прикрепляться к стеклянной пипетке так, что образуется гигаохмная печать (сопротивление (сопротивление гигаохм). Компенсировать емость пипетки и открыть клетку с помощью импульсов отрицательного давления.
  7. Чтобы исследовать синаптические функции, нанесите импульсы тока 0.1 ms (около 30 ЗА) через стимуляционный пипетк. Если синаптические реакции не наблюдаются, стимулирующие пипетки, возможно, придется заменить. Будьте осторожны при размещении стимулирующих пипетков в другое положение, чтобы записанная ячейка не была потеряна.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В примере записи, показанные на рисунке 2, синаптической краткосрочной пластичности была исследована путем стимулирования оптического тракта или кортикогенулата волокон в два раза с 30 мс межстимуловых интервалов. Соотношение парного импульса (PPR) было рассчитано путем деления амплитуды второго возбуждающего постсинаптического тока (EPSC) на коэффициент первого EPSC (EPSC2/EPSC1). Каждый протокол стимуляции повторялся 20 раз. Амплитуда EPSC была измерена из средних токов 20 зачисток. Временной интервал между каждым повторением был не менее 5 с, чтобы избежать краткосрочной пластичности, вызванной повторениями.
  8. Постоянно следите за устойчивостью серии, применяя шаг напряжения 5 мВ. Для анализа используйте только ячейки с устойчивостью серии меньше 20 МЗ.

4. Маркировка биоцитина

  1. Поддерживайте конфигурацию цельноклеточных элементов в течение по крайней мере 5 мин, чтобы позволить диффузии биоцитина в дистальные дендриты.
  2. После записи аккуратно выньте пипетку из клетки, чтобы сома не была уничтожена.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если более одной клетки записаны на одном ломтике, их сомы должны быть достаточно вдали от соседних клеток. Убедитесь, что дендриты из разных клеток не мешают друг другу во время визуализации.
  3. Подготовьте 24-колодец плиты культуры клеток. Заполните каждую скважину 300 qL 4% параформальдегида (PFA). Позаботьтесь, чтобы не загрязнять что-либо с PFA, которые будут находиться в контакте с ломтиками, которые будут записаны.
  4. Перенесите ломтики из камеры записи на пластину, содержащую PFA, с резиновой пипеткой и зафиксировать ломтики на ночь. Убедитесь, что пипетка всегда предотвращается от загрязнения PFA.
    ВНИМАНИЕ: Всегда носите перчатки и используйте химический капюшон при манипулировании PFA.
  5. После фиксации ломтиков на ночь в ПФА, заменить PFA с фосфат-буфером сольников (PBS). Храните ломтики в PBS при 4 градусах по Цельсию для дальнейшей обработки (менее 2 недель).
  6. Вымойте ломтики со свежими PBS 3 раза (10 мин каждый мыть).
  7. Блокируйте неспецифические обязательные сайты, инкубируя ломтики в блокирующем растворе (0,2% неионического сурфактанта и 5% бычьего сывороточного альбумина в PBS) за 2 ч на RT на орбитальном шейкере.
  8. Откажитесь от блокирующего решения. Инкубировать ломтики стрептавидином-Алекса 568 разбавленным в блокирующий раствор (1:1,000) при 4 градусах Цельсия в течение ночи на орбитальном шейкере.
  9. Откажитесь от раствора антитела и промойте ломтики 3 раза с PBS в течение 10 минут на RT на орбитальной шейкер. Вымойте ломтики с водопроводной водой перед монтажом.
  10. Положите ломтики одной мыши на одну стеклянную горку. Убедитесь, что окрашенные клетки присутствуют на верхней поверхности ломтиков. Поглотите воду вокруг ломтиков с тканями, а затем оставить ломтики высохнуть в течение примерно 15 минут.
  11. Нанесите две капли монтажной среды на каждый срез. Установите крышку на слайде, не производя пузырьков воздуха.
  12. Храните помеченные ломтики при 4 градусах По Цельсию после визуализации с помощью конфокального микроскопа.

5. Клеточная визуализация и реконструкция

  1. Сканирование ломтиков с конфокальный микроскоп и использовать связанное программное обеспечение для анализа.
  2. Возбуждайте флуоресценцию при 561 нм.
  3. Изображение ломтики с 0,7 численной диафрагмы (NA), нефть погружения цели.
  4. Отрегулируйте целевую ячейку в середине обзора и нанесите 2,5-кратное увеличение.
  5. Рендеринг наборы данных стеком для сканирования всего нейрона со следующими параметрами: формат 2550 х 2550 пикселей, частота сканирования 400 Гц, z число 40.Voxel размер был около 0,1211 х 0,1211 х 1,8463 мкм3.
  6. Полуавтоматический след нейронов с помощью программного обеспечения реконструкции нейронов (например, NeuronStudio). Пример 3D прослеживаемого ретранслятора нейронов показан на рисунке 3B.

Результаты

Срез подготовки dLGN, содержащий ретиногенулат и кортикогенулат пути показано под 4x цели(Рисунок 2). Аксоны клеток ганглия свертывали вместе в оптическом тракте(рисунок 2). Стимулирующая пипетка была помещена на оптическом тракте, чтобы в?...

Обсуждение

Мы описываем улучшенный протокол на основе ранее опубликованного метода3, который позволяет исследует высокую вероятность высвобождения ретиногенулатных синапсов и низкую вероятность высвобождения кортикогенулатных синапсов из одного и того же среза. Это имеет большое...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа финансируется Германским исследовательским фондом (DFG) в рамках Центра совместных исследований (SFB) 1134 "Функциональные ансамбли" (J.v.E. и X.C.) и исследовательского гранта EN948/1-2 (J.v.E.).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Amplifier HEKA ElektronikEPC 10 USB Double patch clamp amplifier
BiocytinSigma-AldrichB4261-250MG
CaCl2EMSURE1.02382.1000
choline chlorideSigma-AldrichC1879-1KG
Confocal Laser Scanning MicroscopeLeica MicrosystemsTCS SP5
CsClEMSURE1.02038.0100
Cs-gluconateSelf-preparedSince there was no commercial Cs-gluconate, we prepared it by ourselves 
D-600 Sigma-AldrichM5644-50MGmethoxyverapamil hydrochloride
D-APV Biotrend BN0085-100NMDA-receptor antagonist
Digital camera for microscopeOlympusXM10
EGTASERVA11290.02
ForeneAbbvie2594.00.00isoflurane
GlucoseSigma-Aldrich49159-1KG
HEPESROTH9105.2
High Current Stimulus IsolatorWorld Precision InstrumentsA385
KClEMSURE1.04936.1000
MgCl2EMSURE1.05833.0250
MicromanipulatorsLuigs & NeumannSM7
MiroscopeOlympusBX51
mounting medium ThermoFisher ScientificP36930Prolong Gold Invitrogen
NaClROTH3957.1
NaH2PO4EMSURE1.06346.1000
NaHCO3EMSURE1.06329.1000
PipetteHilgenberg1807502
PullerSutter P-1000
razor blade Personna 60-0138
Semiautomatic VibratomeLeica  BiosystemsVT1200S
SR 95531 hydrobromide Biotrend AOB5680-10GABAA-receptor antagonist 

Ссылки

  1. Guido, W. Development, form, and function of the mouse visual thalamus. Journal of Neurophysiology. 120, 211-225 (2018).
  2. Guillery, R. W., Feig, S. L., Lozsadi, D. A. Paying attention to the thalamic reticular nucleus. Trends in Neurosciences. 21, 28-32 (1998).
  3. Turner, J. P., Salt, T. E. Characterization of sensory and corticothalamic excitatory inputs to rat thalamocortical neurones in vitro. The Journal of Physiology. 510 (3), 829-843 (1998).
  4. Lindstrom, S., Wrobel, A. Frequency dependent corticofugal excitation of principal cells in the cat's dorsal lateral geniculate nucleus. Experimental Brain Research. 79, 313-318 (1990).
  5. Granseth, B., Ahlstrand, E., Lindstrom, S. Paired pulse facilitation of corticogeniculate EPSCs in the dorsal lateral geniculate nucleus of the rat investigated in vitro. The Journal of Physiology. 544, 477-486 (2002).
  6. Hamos, J. E., Van Horn, S. C., Raczkowski, D., Uhlrich, D. J., Sherman, S. M. Synaptic connectivity of a local circuit neurone in lateral geniculate nucleus of the cat. Nature. 317, 618-621 (1985).
  7. Kielland, A., et al. Activity patterns govern synapse-specific AMPA receptor trafficking between deliverable and synaptic pools. Neuron. 62, 84-101 (2009).
  8. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28, 955-966 (2000).
  9. Budisantoso, T., Matsui, K., Kamasawa, N., Fukazawa, Y., Shigemoto, R. Mechanisms underlying signal filtering at a multisynapse contact. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 32, 2357-2376 (2012).
  10. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The Fuzzy Logic of Network Connectivity in Mouse Visual Thalamus. Cell. 165, 192-206 (2016).
  11. Usrey, W. M., Reppas, J. B., Reid, R. C. Paired-spike interactions and synaptic efficacy of retinal inputs to the thalamus. Nature. 395, 384-387 (1998).
  12. Steriade, M., Jones, E. G., McCormick, D. A. . Thalamus. , (1997).
  13. Wang, W., Jones, H. E., Andolina, I. M., Salt, T. E., Sillito, A. M. Functional alignment of feedback effects from visual cortex to thalamus. Nature Neuroscience. 9, 1330-1336 (2006).
  14. Zucker, R. S., Regehr, W. G. Short-term synaptic plasticity. Annual Review of Physiology. 64, 355-405 (2002).
  15. Chen, C., Blitz, D. M., Regehr, W. G. Contributions of receptor desensitization and saturation to plasticity at the retinogeniculate synapse. Neuron. 33, 779-788 (2002).
  16. Chen, X., Aslam, M., Gollisch, T., Allen, K., von Engelhardt, J. CKAMP44 modulates integration of visual inputs in the lateral geniculate nucleus. Nature Communications. 9, 261 (2018).
  17. Krahe, T. E., El-Danaf, R. N., Dilger, E. K., Henderson, S. C., Guido, W. Morphologically distinct classes of relay cells exhibit regional preferences in the dorsal lateral geniculate nucleus of the mouse. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 17437-17448 (2011).
  18. von Engelhardt, J., et al. CKAMP44: a brain-specific protein attenuating short-term synaptic plasticity in the dentate gyrus. Science. 327, 1518-1522 (2010).
  19. Khodosevich, K., et al. Coexpressed auxiliary subunits exhibit distinct modulatory profiles on AMPA receptor function. Neuron. 83, 601-615 (2014).
  20. Farrow, P., et al. Auxiliary subunits of the CKAMP family differentially modulate AMPA receptor properties. eLife. 4, e09693 (2015).
  21. Rafols, J. A., Valverde, F. The structure of the dorsal lateral geniculate nucleus in the mouse. A Golgi and electron microscopic study. The Journal of Comparative Neurology. 150, 303-332 (1973).
  22. Hauser, J. L., Liu, X., Litvina, E. Y., Chen, C. Prolonged synaptic currents increase relay neuron firing at the developing retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 112, 1714-1728 (2014).
  23. Hooks, B. M., Chen, C. Distinct roles for spontaneous and visual activity in remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 52, 281-291 (2006).
  24. Liu, X., Chen, C. Different roles for AMPA and NMDA receptors in transmission at the immature retinogeniculate synapse. Journal of Neurophysiology. 99, 629-643 (2008).
  25. Govindaiah, G., Cox, C. L. Metabotropic glutamate receptors differentially regulate GABAergic inhibition in thalamus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 26, 13443-13453 (2006).
  26. Fogerson, P. M., Huguenard, J. R. Tapping the Brakes: Cellular and Synaptic Mechanisms that Regulate Thalamic Oscillations. Neuron. 92, 687-704 (2016).
  27. Jacobsen, R. B., Ulrich, D., Huguenard, J. R. GABA(B) and NMDA receptors contribute to spindle-like oscillations in rat thalamus in vitro. Journal of Neurophysiology. 86, 1365-1375 (2001).
  28. Kulik, A., et al. Distinct localization of GABA(B) receptors relative to synaptic sites in the rat cerebellum and ventrobasal thalamus. The European Journal of Neuroscience. 15, 291-307 (2002).
  29. Gutierrez, C., Cox, C. L., Rinzel, J., Sherman, S. M. Dynamics of low-threshold spike activation in relay neurons of the cat lateral geniculate nucleus. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21, 1022-1032 (2001).
  30. Armstrong, C. M., Gilly, W. F. Access resistance and space clamp problems associated with whole-cell patch clamping. Methods in Enzymology. 207, 100-122 (1992).
  31. White, J. A., Sekar, N. S., Kay, A. R. Errors in persistent inward currents generated by space-clamp errors: a modeling study. Journal of Neurophysiology. 73, 2369-2377 (1995).
  32. Clay, J. R., Shlesinger, M. F. Analysis of the effects of cesium ions on potassium channel currents in biological membranes. Journal of Theoretical Biology. 107, 189-201 (1984).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE150dLGN

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены