JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Кроветно-мозговой барьер целостности имеет решающее значение для работы нервной системы. В Drosophila melanogaster, гематоэнцефалический барьер образуется глиальными клетками во время позднего эмбриогенеза. Этот протокол описывает методы анализа для формирования гематоэнцефалический барьер формирования и поддержания в D. melanogaster эмбрионов и третьих личинок instar.

Аннотация

Правильное развитие нервной системы включает в себя образование гематоэнцефалического барьера, диффузионного барьера, который жестко регулирует доступ к нервной системе и защищает нервную ткань от токсинов и патогенов. Дефекты в формировании этого барьера были связаны с невропатиями, и разрушение этого барьера наблюдалось во многих нейродегенеративных заболеваний. Поэтому крайне важно определить гены, которые регулируют формирование и поддержание гематоэнцефалического барьера для выявления потенциальных терапевтических целей. Для того, чтобы понять точную роль этих генов в нервном развитии, необходимо проанализировать влияние измененной экспрессии генов на целостность гематоэнцефалического барьера. Многие из молекул, которые функционируют в создании гематоэнцефалический барьер были найдены, чтобы быть сохранены через эукариотических видов, в том числе плодовая муха, Drosophila melanogaster. Фруктовые мухи оказались отличной модельной системой для изучения молекулярных механизмов, регулирующих развитие и функционирование нервной системы. Этот протокол описывает пошаговую процедуру анализа целостности гематоэнцефалического барьера во время эмбриональных и личинок стадии развития D. melanogaster.

Введение

Во время развития, клеточная связь и взаимодействия имеют решающее значение для создания структуры и функции тканей и органов. В некоторых случаях эти клеточные взаимодействия блокировать органы из окружающей среды для обеспечения надлежащей функции органа. Это относится к нервной системе, которая изолирована гематоэнцефалический барьер (BBB). Дисфункция BBB у людей была связана с неврологическими расстройствами, включая эпилепсию, и разрушение барьера наблюдается при нейродегенеративных заболеваниях, включая рассеянный склероз и боковой амиотрофический склероз1. У млекопитающих BBB образуется тесными соединениями между эндотелиальными клетками2,3. Другие животные, в том числе плодовая муха, Drosophila melanogaster, имеют BBB, состоящий из глиальных клеток. Эти глиальные клетки образуют выборочно проницаемый барьер для контроля движения питательных веществ, отходов, токсинов и крупных молекул в и из нервной системы4. Это позволяет для поддержания электрохимического градиента, необходимого для противопожарного действия потенциалов, что позволяет мобильность и координацию4. В D. melanogaster, глия защитить нервную систему от калия богатых, кровь, как гемолимфа5.

В центральной нервной системе (ЦНС) и периферической нервной системе (PNS) D. melanogaster, два внешних глиальных слоя, субпериневральная глия и периневиальная глия, а также внешняя сеть внеклеточной матрицы, нейронная ламелла, образуют гемолимф-мозг и гемолимф-нервбарьер6, называют BBB на протяжении всей этой статьи. Во время развития субпериневральная глия становится полиплоидной и увеличивается, чтобы окружить нервнуюсистему5,6,7,9,10,11 . Субпериневриальное глия образуют перекрестные соединения, которые обеспечивают основной диффузионный барьер между гемолимфой и нервной системой5,6,12. Эти соединения молекулярно похожи на перегородки, как соединения, найденные в паранодах миелинизирующей глии у позвоночных, и они выполняют ту же функцию, что и плотные соединения в BBB млекопитающих13,14, 15 лет , 16 Год , 17. Периневиальная глия разделить, расти, и обернуть вокруг subperineurial глии для регулирования диффузии метаболитов и больших молекул6,10,18,19. Формирование BBB завершается на 18,5 ч после откладки яиц (AEL) при 25 градусах по Цельсию5,8. Предыдущие исследования выявили гены, которые являются критическими регуляторами формирования BBB20,21,22. Чтобы лучше понять точную роль этих генов, важно изучить влияние мутации этих потенциальных регуляторов на целостность BBB. Хотя предыдущие исследования наметили подходы для наблюдения BBB целостности эмбрионов и личинок, всеобъемлющий протокол для этого исследования до сих пор не описано5,7. Этот пошаговой протокол описывает методы для оценки целостности BBB во время эмбриональных и третьих этапов личинок.

протокол

1. Коллекция образцов

  1. Коллекция эмбрионов
    1. В каждой клетке коллекции эмбрионов, используйте как минимум 50 девственных женщин с 20-25 самцов для коллекций. Инкубировать эти мухи в бутылке с кукурузной мукой-агар пищи (Таблица материалов) в течение 1'2 дней до начала коллекции23.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать больше мух, но соотношение женщины и мужчины должно быть сохранено на уровне 2:1.
    2. Предварительно разогреваея яблочный сок агар пластины (Таблица 1) на 25 градусов по Цельсию на ночь.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это необходимо для правильной постановки эмбрионов. Если пластины быстро высыхают, добавьте в инкубатор миску с водой, чтобы повысить влажность камеры.
    3. Анестезия мух со ступени 1.1.1 с CO2 и передача мух в клетку сбора. Поместите предварительно подогретый яблочный сок агар пластины с небольшим мазком дрожжевой пасты на открытом конце и закрепите в клетку с красным рукавом (Таблица материалов). Для того, чтобы очистить старые эмбрионы, позвольте мухам откладывать эмбрионы/яйца на агарную пластину яблочного сока в течение 1 ч при 25 градусах Цельсия.
    4. Удалите клетку коллекции из инкубатора. Перевернуть клетку сетки стороны вниз и нажмите летит вниз к нижней части клетки. Замените агар яблочного сока новой предварительно подогретой яблочной пластиной с небольшим мазком дрожжевой пасты. Отбросьте первую пластину.
    5. Разрешить мухам откладывать эмбрионы / яйца на новой пластине агар яблочного сока в течение 1 ч при 25 градусах Цельсия. Откажитесь от этой пластины после 1 h коллекции и перейти к следующему шагу, чтобы собрать эмбрионы для инъекций.
    6. Для сбора поздней стадии 17 эмбрионов (20-21 ч AEL), позволяют мухам желаемого генотипа со ступеней 1.1.1.1.5 заложить на новый предварительно подогретый яблочный сок агар пластины с небольшим мазком дрожжевой пасты на 25 градусов по Цельсию в течение 1 ч. Возрастная пластина для 19 ч в 25 , таким образом, эмбрионы будут 20-21 ч возраста на момент визуализации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может быть повторен по желанию для нескольких раундов сбора образцов, инъекций и визуализации.
    7. Сбор эмбрионов из пластин в клеточный ситечко с 70 мл нейлоновой сеткой, добавив фосфат-буферный солен (PBS) с 0,1% неионическим сурфактантом (PBTx; Таблица 1) для покрытия поверхности пластины и ослабить эмбрионы от поверхности с помощью кисти.
    8. Dechorionate эмбрионов, собранных в клеточном ситечко в 50% отбеливатель раствор (Таблица 1) в 100 мм Петри блюдо в течение 5 минут с случайным возбуждением при комнатной температуре. Промыть эмбрионы 3x, закрученного ситечко клетки в PBTx в чашке Петри, используя свежее блюдо PBTx каждый раз.
    9. Если все эмбрионы имеют правильный генотип, перейдите непосредственно к шагу 1.1.10. Если генерация эмбрионов правильного генотипа требует креста с гетерозиготными мухами, выберите эмбрионы правильного генотипа с использованием наличия или отсутствия флуоресцентно выраженных балансовых хромосом. Используйте стереомикроскоп с флуоресцентными возможностями для выбора генотипа.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Балансовые хромосомы, отмеченные деформированным- желтым флуоресцентным белком; Круппель-Гал4,УАЗ-зеленый флуоресцентный белок (GFP); и твист-Gal4,UAS-GFP хорошо работать для выбора генотипа в конце эмбриогенеза (Таблица 2)24,25,26.
    10. Используя стеклянную пипетку, перенесите эмбрионы в PBTx на 2% плиту геля агарозы(таблица 1). Удалите лишнюю жидкость фильтровальной бумагой. Выровнять 6-8 эмбрионов на 2% агарозный гель плиты с задней вправо и сонную сторону вверх(Рисунок 1B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Микропил, небольшое отверстие, через которое сперматозоиды попадают в яйцеклетку, находится на передней конце эмбриона. Задний конец более округлен. Трахея выглядит белой и расположена в эмбрионе, что позволяет различать псовую и брюшную стороны эмбриона(рисунок 1B).
    11. Подготовьте слайд с одним куском двусторонней ленты. Твердо нажмите слайд на верхней части эмбрионов, чтобы передать их в двусторонню ленту.
    12. Обезопажные эмбрионы путем инкубации при комнатной температуре в течение 25 мин (не используется дезиккант). После высыхания накройте эмбрионы галоуглеродным маслом.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Периоды высыхания могут варьироваться в зависимости от температуры, влажности и вентиляции в помещении. Инкубационный период следует использовать для настройки аппарата для инъекций и конфокального микроскопа для визуализации, как описано в разделах 2 и 3 этого протокола.
  2. Коллекция ларval
    1. Настройте крест с 5–10 девственными самками мух и вдвое меньше самцов желаемого генотипа во флаконе с кукурузной мукой-агаром и инкубировать при 25кв. м. 23.
    2. Через 5–7 дней, в зависимости от генотипа, собирайте блуждающие третьи личинки из флакона мягко с помощью щипц. Промыть личинки в 1x PBS для удаления пищи застрял на личинок. Передача личинок в яблочный сок агар пластины для генотипирования, как описано в шаге 1.1.9, если это необходимо.
    3. Ролл личинок на ткани с помощью кисти, чтобы высушить их. Передача личинок 6'8 на горку, подготовленную с помощью двубортной ленты с помощью щипкеток.

2. Подготовка игл и инъекций образцов

  1. Потяните иглы на выдвижной микропипетец до начала этого протокола. Безопасные капиллярные трубки в иглу шкива и тянуть в соответствии со стандартной формой иглы и параметров для D. меланогастр инъекций (Таблица 3)27. Хранить иглы в чашке Петри, якорь в глине до использования для инъекции.
  2. Загрузите иглу с 5 кЛ 10 kDa dextran, спрягаемым с сульфорходамином 101 кислотным хлоридом(Таблица Материалов) с помощью 20-L гель-загрузки пипетки наконечник в течение 25-минутного периода высыхания для эмбрионов (шаг 1.1.12), или сразу после передачи личинки к слайду (шаг 1.2.3).
  3. Загрузите иглу в держатель иглы и положение в микроманипуляторе, закрепленном на стальном основании(Таблица материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Игла должна быть почти параллельно стадии микроскопа для инъекций эмбриона и под углом немного вниз для личинок инъекций.
  4. Установите инъекционный аппарат(Таблица материалов) до 50 пси, 5-10 мс с диапазоном 10.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это может быть необходимо изменить эти настройки для конкретного аппарата инъекций используется.
  5. Поместите слайд на сцене и кисти края иглы против края двусторонней ленты под углом 45 ", чтобы создать угловой, сломанный кончик.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для эмбрионов необходимо только разорвать кончик достаточно, чтобы обеспечить поток 10 kDa dextran. Идеальная игла имеет слегка угловой кончик и только небольшая капля красителя выйдет с каждой инъекцией. Для личинок, необходимо разорвать кончик больше, но с угловым кончиком, чтобы проникнуть личиночной стенки тела. Большая капля красителя выйдет.
  6. Накачать педаль ноги, пока краситель находится на кончике иглы.
  7. Выровнять иглу так, чтобы она была параллельно с эмбрионом или под углом немного вниз к личинке.
  8. Переместите иглу, чтобы проколоть задний конец образца и ввести образец, накачивая педаль ноги. Введите 2 nL красителя в эмбрионы, и 220 нл красителя в личинки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эмбрион или личинка должны затопить красителем, если инъекция удалась.
  9. Обратите внимание на время инъекции для инкубационных целей. Инкубировать эмбрионы в течение 10 минут при комнатной температуре. Инкубировать личинки в течение 30 минут при комнатной температуре.
  10. Продолжить вниз слайд, чтобы придать дополнительные образцы, отметив время инъекции для каждого образца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от скорости, с которой могут быть выполнены последующие шаги вскрытия и визуализации, можно вводить за один раз 4–8 образцов.

3. Подготовка образцов для визуализации

  1. Изображение эмбрионов
    1. После инъекции подготовьте эмбрионы к визуализации. Нанесите вазелин с хлопчатобумажным аппликатором на правой и левой сторонах образцов на слайде в качестве прокладки для предотвращения повреждения эмбрионов при размещении крышки.
    2. Образцы изображений с помощью конфокального микроскопа на всей глубине эмбриона с целью 20x. Рассчитайте процент от общего количества образцов с красителя наблюдается в брюшной нервной шнур (VNC) с помощью следующего уравнения: % образцов с скомпрометированным BBB - Количество образцов с накоплением красителя в VNC / общее количество образцов, асссссированных.
  2. Рассечение и визуализация личинок
    1. Подготовьте слайды для образцов личинок заранее. Маунт два крышки расположены примерно на 0,5 см друг от друга к слайду с лаком для ногтей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Крышки функционируют как прокладки для мозга, поэтому он не поврежден во время монтажного процесса.
    2. После инкубации 30 мин, вскрыть личинки в 1x PBS непосредственно на слайде, который будет использоваться в изображении. Во-первых, используйте одну пару щипцы, чтобы захватить личинки на полпути вниз личинки тела, и использовать вторую пару щипцы, чтобы отделить передние и задние половинки личинки.
    3. Далее, используйте одну пару щипцы для захвата передней области на рот крючки, и использовать вторую пару щипцы, чтобы инвертировать стенку тела над кончиком щипцы захвата рот крючки. Мозг и VNC будут разоблачены.
    4. Отделить мозг и VNC от стенки тела, отделяя нервы, и удалить стенку тела от слайда(Рисунок 1C,D). Удалите воображаемые диски при желании.
    5. Обложка образца с 10 зл и 80% глицерола и место coverslip на верхней части образца для визуализации.
    6. Изображение через глубину ткани нервной системы с помощью 20x цели. Рассчитайте процент от общего количества образцов с красителями, наблюдаемым в VNC.

Результаты

Описанные здесь методы позволяют визуализировать целостность BBB по всей ЦНС в эмбрионах D. melanogaster и личинках(рисунок 1). По завершении формирования BBB в конце эмбриогенеза, BBB функции, чтобы исключить большие молекулы из мозга и VNC5. Этот протокол использу?...

Обсуждение

Этот протокол содержит подробное описание шагов, необходимых для оценки целостности BBB во время поздних эмбриональных и третьих этапов личинок D. melanogaster развития. Аналогичные подходы были описаны в другом месте, чтобы рассказать о целостности BBB во время развития, а также на взросл?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы благодарят д-ра Ф. Брайана Пикетта и доктора Родни Дейла за использование оборудования для инъекций. Эта работа финансировалась за счет финансирования исследований от Университета Лойола Чикаго до M.D., D.T., и JJ.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10 kDa sulforhodamine 101 acid chloride (Texas Red) DextranThermoFisher ScientificD1863Dextran should be diluted in autoclaved ddH2O to a concentration of 25 mg/mL.
20 μL Gel-Loading Pipette TipsEppendorf22351656
100% Ethanol (200 proof)Pharmco-Aaper11000200
Active Dry YeastRed Star
AgarFisher ScientificBP1423
AgaroseFisher ScientificBP160-500
Air CompressorDeWaltD55140
Apple JuiceMott's Natural Apple Juice
BleachHousehold Bleach1-5% Hypochlorite
Borosilicate Glass CapillariesWorld Precision Instruments1B100F-4
Bottle PlugsFisher ScientificAS-277
Cell StrainersBD Falcon352350
Confocal MicroscopeOlympusFV1000Samples imaged using 20x objective (UPlanSApo 20x/ 0.75)
Cotton-Tipped ApplicatorPuritan19-062614
Double-Sided Tape 1/2"Scotch
Dumont Tweezers; Pattern #5; .05 x .01 mm TipRobozRS-5015
Fly Food BottlesFisher ScientificAS-355
Fly Food VialsFisher ScientificAS-515
Foot PedalTreadlite IIT-91-S
Gel CasterBio-Rad1704422
Gel TrayBio-Rad1704436
Glass PipetteVWR14673-010
GlycerolFisher ScientificBP229-1
Granulated sugarPurchased from grocery store.
Halocarbon OilLab Scientific, Inc.FLY-7000
Light SourceSchottAce I
Manipulator StandWorld Precision InstrumentsM10
MicromanipulatorWorld Precision InstrumentsKITE-R
Micropipette PullerSutter Instrument Co.P-97
Needle HolderWorld Precision InstrumentsMPH310
Nightsea Filter SetsElectron Microscopy ScienceSFA-LFS-CYFor visualization of YFP
Nightsea Full Adapter System w/ Royal Blue Color Light HeadElectron Microscopy ScienceSFA-RBFor visualization of GFP
PaintbrushSimply SimmonsChisel Blender #6
PipetterFisher Scientific13-683C
Pneumatic PumpWorld Precision InstrumentsPV830This is also referred to as a microinjector or pressure regulator. Since the model used in our study is no longer available this is one alternative.
Potassium ChlorideFisher ScientificBP366-500
Potassium Phosphate DibasicFisher ScientificBP363-500
Small Embryo Collection CagesGenesee Scientific59-100
Sodium ChlorideFisher ScientificBP358-212
Sodium Phosphate Dibasic AnhydrousFisher ScientificBP332-500
Steel Base PlateWorld Precision Instruments5052
StereomicroscopeCarl ZeissStemi 2000Used for tissue dissection.
Stereomicroscope with transmitted light sourceBaytronixUsed for injection.
Tegosept (p-hydroxybenzoic acid, methyl ester)Genesee Scientific20-258
Triton X-100Fisher ScientificBP151-500Nonionic surfactant
Vial PlugsFisher ScientificAS-273

Ссылки

  1. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nature Medicine. 19 (12), 1584-1596 (2013).
  2. Brightman, M. W., Reese, T. S. Junctions between intimately apposed cell membranes in the vertebrate brain. Journal of Cell Biology. 40 (3), 648-677 (1969).
  3. Tietz, S., Engelhardt, B. Brain barriers: Crosstalk between complex tight junctions and adherens junctions. Journal of Cell Biology. 209 (4), 493-506 (2015).
  4. Hindle, S. J., Bainton, R. J. Barrier mechanisms in the Drosophila blood-brain barrier. Frontiers in Neuroscience. 8, 414 (2014).
  5. Schwabe, T., Bainton, R. J., Fetter, R. D., Heberlein, U., Gaul, U. GPCR signaling is required for blood-brain barrier formation in drosophila. Cell. 123 (1), 133-144 (2005).
  6. Stork, T., et al. Organization and function of the blood-brain barrier in Drosophila. Journal of Neuroscience. 28 (3), 587-597 (2008).
  7. Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Polyploidization of glia in neural development links tissue growth to blood-brain barrier integrity. Genes & Development. 26 (1), 31-36 (2012).
  8. Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila. Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).
  9. Von Stetina, J. R., Frawley, L. E., Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Variant cell cycles regulated by Notch signaling control cell size and ensure a functional blood-brain barrier. Development. 145 (3), dev157115 (2018).
  10. von Hilchen, C. M., Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Technau, G. M., Altenhein, B. Identity, origin, and migration of peripheral glial cells in the Drosophila embryo. Mechanisms of Development. 125 (3-4), 337-352 (2008).
  11. Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Altenhein, B., Technau, G. M. Subtypes of glial cells in the Drosophila embryonic ventral nerve cord as related to lineage and gene expression. Mechanisms of Development. 125 (5-6), 542-557 (2008).
  12. Bellen, H. J., Lu, Y., Beckstead, R., Bhat, M. A. Neurexin IV, caspr and paranodin--novel members of the neurexin family: encounters of axons and glia. Trends in Neurosciences. 21 (10), 444-449 (1998).
  13. Baumgartner, S., et al. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87 (6), 1059-1068 (1996).
  14. Banerjee, S., Pillai, A. M., Paik, R., Li, J., Bhat, M. A. Axonal ensheathment and septate junction formation in the peripheral nervous system of Drosophila. Journal of Neuroscience. 26 (12), 3319-3329 (2006).
  15. Bhat, M. A., et al. Axon-glia interactions and the domain organization of myelinated axons requires neurexin IV/Caspr/Paranodin. Neuron. 30 (2), 369-383 (2001).
  16. Faivre-Sarrailh, C., et al. Drosophila contactin, a homolog of vertebrate contactin, is required for septate junction organization and paracellular barrier function. Development. 131 (20), 4931-4942 (2004).
  17. Salzer, J. L., Brophy, P. J., Peles, E. Molecular domains of myelinated axons in the peripheral nervous system. Glia. 56 (14), 1532-1540 (2008).
  18. von Hilchen, C. M., Bustos, A. E., Giangrande, A., Technau, G. M., Altenhein, B. Predetermined embryonic glial cells form the distinct glial sheaths of the Drosophila peripheral nervous system. Development. 140 (17), 3657-3668 (2013).
  19. Matzat, T., et al. Axonal wrapping in the Drosophila PNS is controlled by glia-derived neuregulin homolog Vein. Development. 142 (7), 1336-1345 (2015).
  20. Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium. Frontiers in Neuroscience. 8, 365 (2014).
  21. Ho, T. Y., et al. Expressional Profiling of Carpet Glia in the Developing Drosophila Eye Reveals Its Molecular Signature of Morphology Regulators. Frontiers in Neuroscience. 13, 244 (2019).
  22. DeSalvo, M. K., et al. The Drosophila surface glia transcriptome: evolutionary conserved blood-brain barrier processes. Frontiers in Neuroscience. 8, 346 (2014).
  23. . BDSC Cornmeal Food Available from: https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2017)
  24. Le, T., et al. A new family of Drosophila balancer chromosomes with a w- dfd-GMR yellow fluorescent protein marker. Genetics. 174 (4), 2255-2257 (2006).
  25. Casso, D., Ramirez-Weber, F. A., Kornberg, T. B. GFP-tagged balancer chromosomes for Drosophila melanogaster. Mechanisms of Development. 88 (2), 229-232 (1999).
  26. Halfon, M. S., et al. New fluorescent protein reporters for use with the Drosophila Gal4 expression system and for vital detection of balancer chromosomes. Genesis. 34 (1-2), 135-138 (2002).
  27. Miller, D. F., Holtzman, S. L., Kaufman, T. C. Customized microinjection glass capillary needles for P-element transformations in Drosophila melanogaster. BioTechniques. 33 (2), 366-372 (2002).
  28. Luong, D., Perez, L., Jemc, J. C. Identification of raw as a regulator of glial development. PLoS One. 13 (5), e0198161 (2018).
  29. Pinsonneault, R. L., Mayer, N., Mayer, F., Tegegn, N., Bainton, R. J. Novel models for studying the blood-brain and blood-eye barriers in Drosophila. Methods in Molecular Biology. 686, 357-369 (2011).
  30. Love, C. R., Dauwalder, B., Barichello, T. Drosophila as a Model to Study the Blood-Brain Barrier. Blood-Brain Barrier. , 175-185 (2019).
  31. Lin, D. M., Goodman, C. S. Ectopic and increased expression of Fasciclin II alters motoneuron growth cone guidance. Neuron. 13 (3), 507-523 (1994).
  32. Sepp, K. J., Schulte, J., Auld, V. J. Peripheral glia direct axon guidance across the CNS/PNS transition zone. Developmental Biology. 238 (1), 47-63 (2001).
  33. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  34. Devraj, K., Guerit, S., Macas, J., Reiss, Y. An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers. Journal of Visualized Experiments. 132, e57038 (2018).
  35. Fairchild, M. J., Smendziuk, C. M., Tanentzapf, G. A somatic permeability barrier around the germline is essential for Drosophila spermatogenesis. Development. 142 (2), 268-281 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

151Drosophila melanogaster

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены