JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Настоящий протокол направлен на экспериментальное создание венозной интимальной гиперплазии путем подвергая вен артериального кровяного давления для разработки стратегий по ослаблению венозной интимальной гиперплазии после реваскуляризации хирургии с использованием вентрансплантатов.

Аннотация

Хотя вены трансплантатов обычно используются в качестве аутологичных трансплантатов в реваскуляризации операций по ишемическим заболеваниям, долгосрочная проницаемость остается плохой из-за ускорения интимальной гиперплазии из-за воздействия артериального кровяного давления. Настоящий протокол предназначен для создания экспериментальной венозной интимной гиперплазии путем интерпотирования кролика яремные вены в ипсилатеральной сонной артерии. Протокол не требует хирургических процедур глубоко в туловище тела и степень разреза ограничена, что является менее инвазивным для животных, что позволяет долгосрочное наблюдение после имплантации. Эта простая процедура позволяет исследователям исследовать стратегии, чтобы замедлить прогрессирование интимальной гиперплазии имплантированных вен трансплантатов. Используя этот протокол, мы сообщили о воздействии трансдукции микроРНК-145 (miR-145), который, как известно, контролирует фенотип сосудистых гладких мышечных клеток (VsMCs) от пролиферативного к сократительному состоянию, в собранные вены трансплантатов. Мы подтвердили затухание интимальной гиперплазии венных трансплантатов путем претворения miR-145 перед операцией по имплантации через изменение фенотипа VSMCs. Здесь мы сообщаем о менее инвазивной экспериментальной платформе для изучения стратегий, которые могут быть использованы для ослаблении интимной гиперплазии вентрансплантатов в реваскуляризации операций.

Введение

Число пациентов, испытывающих ишемические заболевания из-за атеросклероза растет во всем мире1. Несмотря на достигнутые в настоящее время достижения в области медицинской и хирургической терапии сердечно-сосудистых заболеваний, ишемические заболевания сердца, такие как инфаркт миокарда, остаются основной причиной заболеваемости и смертности2. Кроме того, периферические заболевания артерий, характеризующиеся снижением притока крови к конечностям, вызывают критическую ишемию конечностей, при которой примерно 40% пациентов теряют ноги в течение 6 месяцев после постановки диагноза, а смертность составляет до 20%3.

Операции реваскуляризации, такие как шунтирование коронарных артерий (CABG) и шунтирование периферических артерий, являются основными терапевтическими вариантами для ишемических заболеваний. Целью этих операций является обеспечение нового пути крови, чтобы обеспечить достаточный приток крови к дистальной области стенотических или окклюзионных поражений атеросклеротических артерий. Хотя на месте артерий трансплантатов, таких как внутренние грудные артерии для CABG, являются предпочтительными в качестве шунтирования из-за ожидаемого больше проходимости, вены трансплантатов, таких как аутологичные сафеносные вены, обычно используются из-за более высокой доступности и доступности4. Слабым местом пересадки венявляется является низкий уровень гласности по сравнению с артерией трансплантатов5 из-за ускоренной интимальной гиперплазии при воздействии артериального давления, что приводит к вены трансплантата болезни6.

Болезнь венного трансплантата развивается через следующие три шага: 1) тромбоз; 2) интимальная гиперплазия; и 3) атеросклероз7. Для того, чтобы решить вены трансплантата болезни, много фундаментальных исследований было проведено8. До сих пор, ни одна фармакологическая стратегия, кроме антитромбоцитота и липидоснижающих терапии рекомендуется для вторичной профилактики после коронарных или периферических операций реваскуляризации в последних руководящих принципов9,10,11,12. Таким образом, для преодоления болезни вены трансплантата, особенно интимальной гиперплазии, необходимо создание соответствующей экспериментальной платформы для дальнейших исследований.

Интимальная гиперплазия является адаптивным явлением, которое происходит в ответ на изменения в окружающей среде, где сосудистые гладкие мышечные клетки (VSMCs) размножаются, накапливаются и генерируют внеклеточные матрицы в интиме. Следовательно, он представляет собой основу для трансплантата атеромы7. В гиперпластической интиме, VSMCs нести распространения, и производство, а не сокращение, называется "фенотипические изменения"8. Это ключевая цель исследования для контроля фенотипа VSMCs вены трансплантатов для предотвращения вены трансплантата болезни, и многочисленные фундаментальные исследования были проведены на эту тему8. Однако рандомизированное контролируемое клиническое исследование, направленное на достижение фармакологического контроля фенотипа VSMC, показало ограниченные результаты13. Кроме того, нет стандартизированных методов лечения для предотвращения интимальной гиперплазии. Необходимы дополнительные фундаментальные исследования, в том числе исследования моделей животных.

Для содействия исследованиям в этой области, очень важно установить модель животных, которая резюмирует вены трансплантатов под артериальным артериальным давлением, что позволяет долгосрочное, послеоперационное наблюдение. Carrel et al. установили собачью модель имплантации внешней яремной вены в сонотидную артерию14. Therafter, различные вены трансплантатов были использованы для исследования физиологических и патологических последствий изменений артериального кровяного давления, в том числе нижней вены кава привиты хранимых в грудной или брюшной аорты, или сафеносальной вены привиты хремонет в бедренной артерии15,16,17. Эти модели были построены в крупных животных, таких как свиньи или собаки, которые подходят для имитации вены трансплантата болезни в клиническом случае. Тем не менее, создание модели животных, которые могут быть подготовлены без специальных хирургических методов и по более низкой цене было бы идеально подходит для исследователей, пытающихся разработать новую терапевтическую стратегию для замедления интимной гиперплазии через VSMC фенотип контроля in vivo. Первоначально, интерпозиция яремной вены в сонной артерии у кролика была введена в области нейрохирургии18,19. После этого он был применен к исследованиям по интимальной гиперплазии20,21. Первоначальная модель состоит только из венозного интерпозиции, что экономит время. Кроме того, последующее исследование показало, что подготовка вены трансплантата также влияет на интимальной гиперплазии22. Дэвис и др. оценили влияние повреждения катетера воздушного шара на интимальную гиперплазию в венозной модели интерпозиции кролика23,,24. Хотя травма катетера воздушного шара в дополнение к интерпозиции вен была более релевантной для клинических условий, более воспроизводимая модель также желала. Таким образом, Jiang et al. изучили влияние дифференциальных сред потока на интимальную гиперплазию и установили процедуру дистальной перевязки ветви в качестве воспроизводимой модели25. Тем не менее, они использовали манжеты техники во время вены трансплантата интерпозиции, которая кажется отличается от ручной сшитый анастомоз в клинических условиях. В настоящем протоколе мы сообщаем о воспроизводимой, клинически актуальной и широко доступной процедуре подготовки венозной модели интерпозиции кролика для оценки интимальной гиперплазии под артериальным артериальным давлением.

протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические процедуры, проводимые на животных, должны проводиться в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных (www.nap.edu/catalog/5140.html) или другими соответствующими этическими указаниями. Протоколы должны быть утверждены комитетом по защите животных в соответствующем учреждении, прежде чем приступить к разбирательству.

1. Подготовка животных

  1. Приобретите японских белых кроликов (или кроликов с эквивалентным размером тела) весом 2,7-3,0 кг.
  2. Акклиматизировать кроликов в течение 1 недели в 12 часов светло-темного цикла и кормить регулярной диеты чау кролика перед процедурой.

2. Анестезия и установка животных

ПРИМЕЧАНИЕ: Все последующие процедуры должны выполняться в асептических условиях. Хирургическое поле и устройства должны быть продезинфицированы 10% повид-йодраствор, 70% алкоголя, или четырехместный аммоний соединения перед использованием.

  1. Анестезия кролика с внутривенным введением пентобарбитала натрия (25 мг/кг) через ушную вену.
  2. Убедившись, что кролик потерял свою силу, перенесите его на операционный стол и установите его в положение на спине. Накройте нос и рот анестетической маской. Начало введения общей анестезии с ингаляции 0,7-1,0% изофлюран-кислородной смеси.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если кролик начинает двигаться, височной всплеск изофлуран до 2% будет эффективным.
  3. Обрезать мех на шее и плече с помощью электрического клипера для волос. После дезинфекции поверхности путем распыления 70% этанола или другого антисептического раствора, бреть остальные волосы в области шейки матки с бритвой. Дезинфицировать хирургическое поле с 10% повидон-йод и ввести лидокаин гидрохлорид (3 мг/кг) подкожно, как местная анестезия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изучите повторяющиеся движения трахеи. Наблюдайте за пульсацией яремной вены и сонной артерии. Когда дыхательные и пульсирующие ставки уменьшаются, рассмотреть вопрос о временном сокращении анестезии администрации. Мониторинг перкутанного насыщения кислородом и частоты пульса также полезно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол можно приложить здесь.

3. Урожай яремной вены

ПРИМЕЧАНИЕ: Местные анестезии (например, лидокаин) должны быть использованы перед сделать разрез кожи.

  1. Перед разрезом кожи, вводят профилактический энрофлоксацин (5 мг/кг) подкожно. Для анальгезии, вводят 0,05 мг/кг бупренорфина подкожно два раза в день в течение 3 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы избежать падения температуры тела, хирургический скраб места разреза может быть использован вместо распыления тела животного с 70% этанола.
  2. Резка 50-60 мм шейного региона хирургическим скальпелем продольно. Грубо вскрыть подкожные ткани и фасции, чтобы разоблачить 20-30 мм сегментя яремной вены. Свагите все ветви открытой вены с 4-0 шелковыми швами.
  3. Поместите 2-0 шелковый шов вокруг внутренних и внешних яремных вен для выполнения перевязки сразу после разрезания яремной вены на следующем шаге.
  4. Нарезка венозной стенки (примерно 1 мм) дистальной стороны вены. Вставьте 2-французский воздушный шар катетер от разреза к проксимальной стороне вены. Ligate 2-0 шелковый шов на дистальных участках яремных вен.
  5. Надуть воздушный шар с 0,2 мл воздуха. Denude intima вены с помощью трех проходов катетера для эндотелиального пилинг.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура считается эквивалентной растяжению пересадки сафенусальной вены в операциях по реваскуляризации человека, что вызывает эндотелиальный отшелушивание.
  6. Лигат проксимальный конец вены. Вырезать вену, чтобы собрать урожай.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательно различайте дистальный и проксимальный конец собранной вены, потому что анастомоз артерии должен быть выполнен в перевернутом порядке (т.е., дистальный конец вены должен быть анастомозным к проксимальном концу артерии). Например, вставка внутривенного катетера с определенной стороны будет работать в качестве маркера.
  7. Для терапевтических манипуляций для собранной яремной вены, лечить собранную вену с методами, предназначенными для каждого вопроса исследования (например, электропорация26 или прямое погружение с решениями27 для претворения микроРНК в вены).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого протокола, вены трансплантатов были пропитаны фосфат-буфера сольников, контроль микроРНК, и микроРНК-145. Протокол можно приложить здесь.

4. Интерирование сонной артерии заготовленной яремной веной

  1. Выставить 20-30 мм сегмента ипсилатеральной сонной артерии. Отделить артерию тщательно от вены и нерва поблизости. Свагите все ветви открытой вены с 4-0 шелковым швом.
  2. Администрирование гепарина натрия внутривенно (200 МЕ/кг). Подождите 3-4 мин.
  3. Зажим проксимальных и дистальных концов артерии хирургическими зажимами. Вырезать артерию в середине, между зажимами. Вводят нормальный солен в резкую сонную артерию проксимально и дистически, чтобы растягивать артерию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сонная артерия кролика имеет тенденцию к сжатию. Выберите хорошо распорядиваемый сайт в качестве сайта анастомоз.
  4. Anastomose собранной вены в артерию в обратном сквозной моды.
    1. Вставьте 20 G внутривенного катетера в собранную вену от дистальной до проксимального направления, чтобы сохранить венозный просвет открытым во время дистального анастомоза.
    2. Анастомоз проксимального конца вены к дистальной конце артерии с помощью 8-0 полипропилен прервал швы. Поместите два якорных stiches на сайте и противоположном месте. Добавить stiches верхней стороне линии анастомоза между якорь stiches.
    3. Переверните артерию и вену, перевягив амбар вверх дном. Добавьте stiches на оставшуюся часть линии анастомоза.
    4. Удалите внутривенный катетер из вены. Зажим вены трансплантата проксимально и деклампов сонная артерия distally. Удостоверьтесь, что прививка вен постепенно расширяется.
    5. Anastomose дистальный конец вены в проксимальный конец артерии с помощью 8-0 полипропилен прервал швы. Деклампсон артерии, чтобы проверить кровотечение из очагов анастомоза. Добавить швы для гемостаза, если это необходимо.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нежное сжатие места кровотечения с марлей и ожиданием может быть достаточно для гемостаза. Проверьте немедленное расширение и сильное пульсирование вены трансплантата после проксимальной деклампинга. Если этого не соблюдается, рассмотрите повторные шаги 4.4.2-4.4.3
  5. Лигат внутренней сонной артерии с 4-0 шелковый шов для имитации плохого состояния стока и для облегчения интимальной гиперплазии.
  6. Очистите рану сольным раствором. Закройте рану 3-0 полиглактином 910, слой за слоем.

5. Послеоперационные процедуры

  1. Прекратить анестезию и снять маску с анестезии после проверки спонтанного дыхания животного. Проверяйте состояние животного часто, пока он не оправится от наркоза.
  2. Держите животное отделенным от других животных до тех пор, пока дыхательная функция не будет полностью восстановлена. Поддержка дыхания вручную, если это необходимо. Не возвращайте животное в большую группу до полного выздоровления.
  3. Проверьте потребление пищи и воды после восстановления после анестезии и обеспечить соответствующую питательную поддержку. Администрирование анальгетиков (например, бупренорфин 0,05-0,2 мг/кг подкожно 2x в день в течение 3 дней) и проверить на наличие признаков дискомфорта или боли.

Результаты

Рисунок 1А показывает репрезентативное изображение успешной интимальной гиперплазии через 2 недели после венозной операции на интерпозиции (верхняя панель). Нижняя панель показывает терапевтическое воздействие наночастиц микроРНК-145 поли (молочно-когликолевая кислот...

Обсуждение

Настоящий протокол предназначен для обеспечения экспериментальной платформы для тестирования различных молекулярных или генетических вмешательств для VSMCs для контроля фенотипа от пролиферативного до контрактного состояния и последующего ослабления прогрессирования венозной инти...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана научно-исследовательскими грантами Министерства образования, культуры, спорта, науки и техники Японии (25462136).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10% Povidone-iodine solutionNakakita872612Surgical expendables
2-0 VICRYL PlusJohnson and JohnsonVCP316HSurgical expendables
4-0 Silk sutureAlfresa pharmaGA04SBSurgical expendables
8-0 polypropylene sutureEthicon8741HSurgical expendables
Cefazorin sodiumNichi-Iko Pharmaceutical6132401D3196Antibiotics
Fogarty Catheter (2Fr)Edwards Lifesciences LLCE-060-2FSurgical expendables
HeparinNipro873334Anticoagulant
Intravenous catheter (20G)TerumoSR-OT2051CSurgical expendables
IsofluraneFujifilm095-06573Anesthesia
Lidocaine hydrochlorideMP Biomedicals193917Anesthesia
Pentobarbital sodiumTokyo Chemical IndustryP0776Anesthesia

Ссылки

  1. Causes of death, 2000-2016, Global Health Estimates (GHE). World Health Organization (WHO) Available from: https://www.who.int/healthinfo/global_burden_disease/estimates/en/ (2019)
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2019 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 139 (10), 56 (2019).
  3. Norgren, L., et al. Inter-Society Consensus for the Management of Peripheral Arterial Disease (TASC II). Journal of Vascular Surgery. 45, 5-67 (2007).
  4. Caliskan, E., et al. Saphenous vein grafts in contemporary coronary artery bypass graft surgery. Nature Reviews: Cardiology. , (2020).
  5. Goldman, S., et al. Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study. Journal of the American College of Cardiology. 44 (11), 2149-2156 (2004).
  6. Muto, A., Model, L., Ziegler, K., Eghbalieh, S. D., Dardik, A. Mechanisms of vein graft adaptation to the arterial circulation: insights into the neointimal algorithm and management strategies. Circulation Journal. 74 (8), 1501-1512 (2010).
  7. Motwani, J. G., Topol, E. J. Aortocoronary saphenous vein graft disease: pathogenesis, predisposition, and prevention. Circulation. 97 (9), 916-931 (1998).
  8. Schachner, T. Pharmacologic inhibition of vein graft neointimal hyperplasia. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 131 (5), 1065-1072 (2006).
  9. Kulik, A., et al. Secondary prevention after coronary artery graft surgery: a scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (10), 927-964 (2015).
  10. Gerhard-Herman, M. D., et al. 2016 AHA/ACC Guideline on the Management of Patients With Lower Extremity Peripheral Artery Disease: Executive Summary: A Report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Clinical Practice Guidelines. Circulation. 135 (12), 686-725 (2017).
  11. Aboyans, V., et al. 2017 ESC Guidelines on the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteries Endorsed by: the European Stroke Organization (ESO) The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  12. Neumann, F. J., et al. 2018 ESC/EACTS Guidelines on myocardial revascularization. European Heart Journal. 40 (2), 87-165 (2019).
  13. Alexander, J. H., et al. Efficacy and safety of edifoligide, an E2F transcription factor decoy, for prevention of vein graft failure following coronary artery bypass graft surgery: PREVENT IV: a randomized controlled trial. Journal of the American Medical Association. 294 (19), 2446-2454 (2005).
  14. Carrel, A., Guthrie, C. C. Uniterminal and biterminal venous transplantations. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 2 (3), 266-286 (1906).
  15. Nabatoff, R. A., Touroff, A. S. The maximal-size vein graft feasible in the replacement of experimental aortic defects, long term observations concerning the function and ultimate fate of the graft. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 28 (9), 616 (1952).
  16. Kanar, E. A., et al. Experimental vascular grafts. I. The effects of dicetyl phosphate on venous autografts implanted in the thoracic aorta of growing pigs: a preliminary report. Annals of Surgery. 138 (1), 73-81 (1953).
  17. Jones, T. I., Dale, W. A. Study of peripheral autogenous vein grafts. AMA Archives of Surgery. 76 (2), 294-306 (1958).
  18. Stehbens, W. E. Experimental production of aneurysms by microvascular surgery in rabbits. Vascular Surgery. 7 (3), 165-175 (1973).
  19. Bannister, C. M., Mundy, L. A., Mundy, J. E. Fate of small diameter cervical veins grafted into the common carotid arteries of growing rabbits. Journal of Neurosurgery. 46 (1), 72-77 (1977).
  20. Bergmann, M., Walther, N. Ultrastructural changes of venous autologous bypass grafts in rabbits: correlation of patency and development. Basic Research in Cardiology. 77 (6), 682-694 (1982).
  21. Murday, A. J., et al. Intimal hyperplasia in arterial autogenous vein grafts: a new animal model. Cardiovascular Research. 17 (8), 446-451 (1983).
  22. Quist, W. C., LoGerfo, F. W. Prevention of smooth muscle cell phenotypic modulation in vein grafts: a histomorphometric. Journal of Vascular Surgery. 16 (2), 225-231 (1992).
  23. Davies, M. G., Dalen, H., Svendsen, E., Hagan, P. O. Influence of perioperative catheter injury on the long-term vein graft function and morphology. Journal of Surgical Research. 66 (2), 109-114 (1996).
  24. Davies, M. G., Dalen, H., Svendsen, E., Hagan, P. O. Balloon catheter injury and vein graft morphology and function. Annals of Vascular Surgery. 10 (5), 429-442 (1996).
  25. Jiang, Z., et al. A novel vein grat model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 240-245 (2004).
  26. Ohnaka, M., et al. Effect of microRNA-145 to prevent vein graft disease in rabbits by regulation of smooth muscle cell phenotype. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (2), 676-682 (2014).
  27. Nishio, H., et al. MicroRNA-145-loaded poly(lactic-co-glycolic acid) nanoparticles attenuate venous intimal hyperplasia in a rabbit model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (6), 2242-2251 (2019).
  28. Ohno, N., et al. Accelerated reendothelialization with suppressed thrombogenic property and neointimal hyperplasia of rabbit jugular vein grafts by adenovirus-mediated gene transfer of C-type natriuretic peptide. Circulation. 105 (14), 1623-1626 (2002).
  29. Osgood, M. J., et al. Surgical vein graft preparation promotes cellular dysfunction, oxydative stress, and intimal hyperplasia in human saphenous vein. Journal of Vascular Surgery. 60 (1), 202-211 (2014).
  30. Shintani, T., et al. Intraoperative transfection of vein grafts with the NFkappaB decoy in a canine aortocoronary bypass model: a strategy to attenuate intimal hyperplasia. Annals of Thoracic Surgery. 74 (4), 1132-1137 (2002).
  31. Petrofski, J. A., et al. Gene delivery to aortocoronary saphenous vein grafts in a large animal model of intimal hyperplasia. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 127 (1), 27-33 (2004).
  32. Steger, C. M., et al. Neointimal hyperplasia in a porcine model of vein graft disease: comparison between organ culture and coronary artery bypass grafting. European Surgery. 43 (3), 174-180 (2011).
  33. Thim, T., et al. Oversized vein grafts develop advanced atherosclerosis in hypercholesterolemic minipigs. BMC Cardiovascular Disorders. 12 (24), (2012).
  34. Zou, Y., et al. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. American Journal of Pathology. 153 (4), 1301-1310 (1998).
  35. de Vries, M. R., Simons, K. H., Jukema, J. W., Braun, J., Quax, P. H. Vein graft failure: from pathophysiology to clinical outcomes. Nature Reviews Cardiology. 13 (8), 451-470 (2016).
  36. Dietrich, H., et al. Rapid development of vein graft atheroma in ApoE-deficient mice. American Journal of Pathology. 157 (2), 659-669 (2000).
  37. Kumar, A., Lindner, V. Remodeling with neointima formation in the mouse carotid artery after cessation of blood flow. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 17 (10), 2238-2244 (1997).
  38. Lindner, V., Fingerie, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circulation Research. 73 (5), 792-796 (1993).
  39. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. Journal of Clinical Investigation. 101 (6), 1225-1232 (1998).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

159

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены