Моделирование метастазов мозга через внутричерепную инъекцию и магнитно-резонансную томографию

Резюме

Моделирование метастазов внутричерепного мозга осложняется неспособностью контролировать размер опухоли и реагировать на лечение точными и своевременными методами. Представленная методология пар внутричерепной опухоли инъекций с магнитно-резонансной томографии анализа, который в сочетании, культивирует точные и последовательные инъекции, расширенный мониторинг животных, и точные измерения объема опухоли.

Аннотация

Метастатическое распространение рака является печальным следствием прогрессирования заболевания, агрессивных подтипов рака и/или поздней диагностики. Метастазы мозга особенно разрушительны, трудны в лечении и дают плохой прогноз. Хотя точная частота метастазов мозга в Соединенных Штатах по-прежнему трудно оценить, она, вероятно, возрастет, как экстракраниальной терапии продолжают становиться более эффективными в лечении рака. Таким образом, необходимо выявить и разработать новые терапевтические подходы для лечения метастазов на этом участке. С этой целью внутричерепная инъекция раковых клеток стала устоявшимся методом моделирования метастазов в мозг. Ранее неспособность непосредственно измерить рост опухоли была техническим препятствием для этой модели; однако повышение доступности и качества методов визуализации мелких животных, таких как магнитно-резонансная томография (МРТ), значительно улучшает способность контролировать рост опухоли с течением времени и делать выводы об изменениях в головном мозге в течение экспериментального периода. При этом демонстрируется внутричерепная инъекция опухолевых клеток муриновых молочных клеток в иммунокомпетентных мышей с последующим МРТ. Представленный подход к инъекциям использует изофлюрановую анестезию и стереотаксическую установку с цифровым управлением, автоматизированной дрелью и инъекцией иглы для повышения точности и уменьшения технической ошибки. МРТ измеряется с течением времени с помощью 9,4 Тесла инструмент в Университете штата Огайо Джеймс Всеобъемлющий онкологический центр малых животных Imaging Общий ресурс. Измерения объема опухоли демонстрируются в каждой точке времени с помощью ImageJ. В целом, этот подход к внутричерепным инъекциям позволяет проводить точные инъекции, изо дня в день мониторинг и точные измерения объема опухоли, которые в совокупности значительно повышают полезность этой модельной системы для проверки новых гипотез о драйверах метастазов в мозг.

Введение

Метастазы мозга в 10 раз чаще, чем взрослые первичные опухоли^{центральной нервной системы 1}, и были зарегистрированы почти в каждом твердом типе опухоли с раком легких, раком молочной железы и меланомой, проявляют самую^{высокую заболеваемость 2}. Независимо от первичного участка опухоли, развитие метастазов мозга приводит к плохому прогнозу, часто связанному с когнитивным снижением, постоянными головными болями, судорогами, поведенческими^{и/или изменениями личности 1,,3,,4,,5.} Что касается рака молочной железы, то было много достижений в области профилактики и лечения этого заболевания. Тем не менее, 30% женщин с диагнозом рака молочной железы будет продолжать развиваться метастазы, и тех, с болезнью IV стадии, примерно 7% (SEER 2010-2013) имеют метастазы^{мозга 6,7}. Текущие варианты лечения метастазов мозга включают хирургическую ресекцию, стереотаксическую радиохирургию и/или лучевую терапию всего мозга. Тем не менее, даже с этой агрессивной терапии, средняя выживаемость для этих пациентов короткий 8-11^{месяцев 7,8,9}. Эти мрачные статистические данные решительно поддерживают необходимость выявления и осуществления новых эффективных терапевтических стратегий. Таким образом, как и все виды рака, которые метастазируют в мозг, важно правильно моделировать рак молочной железы связанных метастазов мозга (BCBM) в лаборатории, чтобы обеспечить значительные достижения в этой области.

На сегодняшний день исследователи использовали различные методологии для изучения механизмов метастазирования в мозг, каждый с различными преимуществами и^{ограничениями 10,11}. Экспериментальные методы метастазирования, такие как хвостовая вена и внутрикардовая инъекция, распространяют опухолевые клетки по всему телу и могут привести к огромному бремени опухоли в других метастатических участках в зависимости от вводимых клеток. Эти результаты затем путают, если конкретно изучение метастазов в мозг. Метод инъекций внутрикаротидной артерии является выгодным, поскольку он конкретно нацелен на мозг посева опухолевых клеток, но ограничен, как это может быть технически трудно выполнить. Ортопедическая первичная ресекция опухоли часто считается наиболее клинически релевантной моделью метастазов, поскольку она резюмирует весь метастатический каскад. Тем не менее, этот подход включает в себя длительные периоды ожидания спонтанных метастазов происходит с резко более низкими темпами метастазирования мозга по сравнению с другими метастатическими сайтами, такими как лимфатический узел, легкие и печень. Часто, животные должны быть удалены из исследований из-за бремени опухоли в этих других метастатических местах до развития метастазов мозга. Другие методы, связанные с линиями клеток мозга, эффективны при метастазах в мозг; однако, эти модели ограничены в том, что они принимают время, чтобы развиваться и часто теряют свой тропизм с распространением. Учитывая эти ограничения, исследователи регулярно использовали внутричерепный метод инъекции для моделирования метастазов рака в мозг^{11,,12,,13,,14} с различными методологиями^{15,16,17,18,19}. Признается, что этот подход также имеет ограничения, самое главное в том, что он не позволяет для исследования ранних метастатических шагов, включая интравазию из первичной опухоли, проникновение через геммозефалический барьер, и создание в головном мозге. Тем не менее, это позволяет исследователям проверить (1) какие опухолевые факторы являются посредником роста в головном мозге (например, генетические манипуляции онкогенного фактора в опухолевых клетках), (2) как изменения в метастатической микросреду изменить рост рака на этом сайте (например, сравнение между трансгенными мышами с измененными стромальными компонентами) и (3) эффективность новых терапевтических стратегий по росту установленных поражений.

Учитывая потенциальную полезность внутричерепной модели инъекций, абсолютно необходимо уменьшить техническую ошибку во время инъекций и точно контролировать рост опухоли с течением времени. Описанный в настоящем случае метод включает в себя непрерывную дозасывую анестезию газа и прямую имплантацию опухолевых клеток в паренхиму мозга с помощью стереотаксического сверла и инъекционного стенда. Администрирование газовой анестезии позволяет тонко настроить глубину и длину анестезии, а также обеспечить быстрое и плавное восстановление. Цифровая автоматизированная система сверла и впрыска игл повышает точность инъекций и уменьшает техническую ошибку, часто понесенную методами бурения и свободного впрыска. Использование магнитно-резонансной томографии (МРТ) еще больше повышает точность мониторинга роста опухоли, объема опухоли, реакции тканей, некроза опухоли и реакции на лечение. МРТ является визуализация модальности выбора для мягких^{тканей 20,21}. Этот метод визуализации не использует ионизирующее излучение и предпочтительнее компьютерной томографии (КТ), особенно для нескольких сеансов визуализации в ходе исследования. МРТ имеет гораздо больший спектр доступных мягких тканей контраста, то КТ или ультразвуковой визуализации (USG) и представляет анатомию более подробно. Он более чувствителен и специфичен для аномалий в самом мозге. МРТ может быть выполнена в любой плоскости изображения без физического перемещения предмета, как это имеет место в 2D USG или 2D оптической визуализации. Важно отметить, что череп не затухает сигнал МРТ, как и в других условиях визуализации. МРТ позволяет проводить оценку структур, которые могут быть скрыты артефактами из костей в КТ или USG. Дополнительным преимуществом является то, что Есть много контрастных агентов, доступных для МРТ, что повышает предел обнаружения поражения, с относительно низкой токсичностью или побочными эффектами. Важно отметить, что МРТ позволяет осуществлять мониторинг в режиме реального времени в отличие от гистологической оценки во время некропсии, которая ограничена в расшифровке объема опухоли. Другие методы визуализации, такие как биолюминесцентные изображения, действительно эффективны для раннего выявления опухолей и мониторинга с течением времени; однако, этот метод требует генетических манипуляций (например, люцифераза/ GFP пометки) клеточных линий и не позволяет объемных измерений. МРТ является еще более выгодным, поскольку он отражает мониторинг пациента и вниз по течению объемный анализ изображений MR, как известно, сильно коррелирует с гистологическим размером опухоли при^{некропсии 22}. Серийный мониторинг с МРТ-скринингом также увеличивает клинический мониторинг неврологических нарушений, если они возникают.

В целом, представленный метод стереотаксической внутричерепной инъекции опухоли с последующим серийным МРТ позволяет нам производить надежные, предсказуемые и измеримые результаты для изучения механизмов метастазирования мозга при раке.

протокол

Все методы, описанные в настоящем, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию (IACUC) в Университете штата Огайо (П.И. Джина Сайзмор; Протокол #2007A0120). Все грызуны хирургии выживания IACUC политики следуют, в том числе использование стерильных методов, принадлежностей, инструментов, а также удаления меха и стерильной подготовки разреза сайта.

1. Внутричерепная инъекция раковых клеток молочной железы

ПРИМЕЧАНИЕ: Метод, описанный в настоящем используется DB7 мурин молочной опухолевой клеточной линии, полученных из первичной опухоли MMTV-PyMT ²³. Предыдущие исследования установили внутричерепную инъекцию клеток DB7 в качестве модели BCBM с гистологией, которая имитирует болезнь человека¹². Важно отметить, что иммунно-компетентных FVB / N мышей используются для этой модели, как DB7 клетки были получены из этого штамма мыши. Поскольку это модель рака молочной железы, взрослые самки мышей используются для этих исследований.

1. Подготовь клетки.
   1. В стерильном капюшоне, аспирировать средства массовой информации из пластин клеточной культуры с использованием стандартных методов.
   2. Вымойте ячейки с 1x DPBS и трипсиномизируйте с помощью протокола производителя.
   3. Добавьте соответствующий объем FBS-содержащих средств массовой информации, чтобы остановить реакцию трипсина и определить концентрацию клеток с помощью гемоцитометра или предпочтительного метода.
   4. Пеллетные клетки при 300 x g в течение 4 мин при 4 градусах Цельсия.
   5. Аспиратные средства массовой информации, мыть с 1x DPBS, повторно спина на 300 х г в течение 4 мин при 4 градусов по Цельсию.
   6. Повторное увеличение количества клеток в 1x DPBS до соответствующей концентрации, приблизительно 50 000 клеток на инъекционный объем 2 МКЛ.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Номер ячейки зависит от агрессивности линии и должен быть определен следователем. Мы обычно используем 2 Л, но использование объемов Lt;6 йл^{сообщается 15,16,17,18,19}. Низкие объемы имеют решающее значение для поддержания точности.
   7. Поместите повторно натучные клетки на лед до введения для поддержания жизнеспособности.
2. Подготовка мышей к операции.
   1. Для мышей с мехом: удалить мех из черепа, либо путем депиляции крем / лосьон или бритья. Сделай это в течение 24-48 ч до операции, как выполнение этого шага слишком близко к хирургии может помешать качеству кожи и прочность шва.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Самки мышей FVB/N весом около 25 г были использованы из-за изучения метастатического рака молочной железы, преимущественно женского заболевания.
   2. Администрирование анальгетиков, определяемых МАКУК и лечащий ветеринар: подкожная инъекция бупренорфина SR-LAB (0,05-0,1 мг/кг дозы, Бупренорфин бульон: 0,5 мг/мл для дозировки 0,0025-0,088 мл) по крайней мере 24 ч до операции, чтобы обеспечить до 72 ч анальгезии, которые могут быть повторены 48-72 ч после первой дозы, если это необходимо. Также вводят НПВП (20% ибупрофена в питьевой воде, например, 1 мг/5 мл) не менее 24-48 ч до операции и продолжаются в течение 2-7 дней после операции, чтобы обеспечить минимум 72 ч послеоперационной анальгезии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В Университете штата Огайо, Buprenorphine SR-LAB находится в ведении университета Лаборатория животных ресурсов ветеринарного персонала, как это контролируемое вещество.
3. Подготовка стереотаксических блоков для хирургии.
   1. Включите все анестезиологии машины, цифровые весы Vernier, и цифровые инжекторы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические инструменты должны быть надлежащим образом очищены и стерилизованы до операции.
   2. Используйте анестетические машины с индукционной камерой крепления в кабинете биологической безопасности(рисунок 1A).
   3. Убедитесь, что все трубки из анестезии машины подключены к стереотаксическим рамы (Рисунок 1B, вставка 1C) и зажимы на трубах открыты для всех единиц, используемых. Закройте любые зажимы на трубках собирается стереотаксических кадров, которые не будут использоваться для хирургии.
   4. Установить анестезии машины для производителя рекомендуется нос конуса скорость потока на основе веса мыши (например, 25 г веса животных: нос конуса скорость потока 34 мл/мин).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Головной держатель, включенный в эту стереотаксическую настройку, рекомендуется только для взрослых мышей. Убедитесь, что рекомендации производителя, включенные в стереотаксическую настройку, следуют.
   5. Убедитесь, что соответствующий анестетик (например, изофлюран), предварительно заполненный в шприце, крепится к анестезиологии(рисунок 1B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чрезмерное грунтовка шприца может привести к слишком много анестезии, которые будут доставлены мышам во время операции и привести к передозировке анестезии.
   6. Подготовьте дрели, скручивая замок сцены, вставив адаптер буровой бит и 1 мм сверло бит в каждое упражнение и заблокировать сверло вручную ужесточение бит-замок.
   7. Прикрепите дрели на стереотаксических кадрах(рисунок 1С).
   8. Чистота Гамильтон шприцы с 5 чередующихся моет 1x DPBS, то 70% этанола, а затем еще раз в 1x DPBS. Поместите в сторону, пока животное не будет подготовлено к инъекциям.
   9. Установите цифровой инжектор для доставки со скоростью 0,4 МКЛ/мин и целевой показатель в 2 мл. Такая скорость и объем позволяют медленно ввести опухолевые клетки в мозг, что снижает давление и связанные с этим повреждения.
4. Поместите мышей на стереотаксических кадрах.
   1. Анестетизируйте мышей (например, изофлюран) с помощью вышеупомянутой индукционной камеры.
   2. Поддерживайте мышей на протяжении всей процедуры в глубокой обезболивающей плоскости. % анестезия, вводимая аппаратом, зависит от ряда факторов, включая: скорость потока, степень стимуляции и температуру тела. Мониторинг мышей часто на протяжении всей процедуры для глубины анестезии путем оценки ритмического дыхания (животное не задыхается); отсутствие палебрального рефлекса (флаттерирование век при стимуляции аппликатором наконечника хлопка); и отсутствие щипать ногой (снятие конечности на вредный стимул щипать ног).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Различные штаммы мышей будут иметь различную реакцию на анестезию.
   3. После того, как мыши находятся в соответствующей, глубокой обезболивающей плоскости, перенесите мышей в стереотаксическое устройство. Используйте грелку в то время как мышь находится на стереотаксической машине для поддержания температуры тела и соответствующей обезболивающей плоскости.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для достижения низкого профиля мы используем активированные воздухом ручные обогреватели, помещенные в перевернутую коробку наконечника пипетки (мышь подъемная коробка на рисунке 1D).
   4. Откройте рот мыши и поместите зубы в корыто рта бар, расположенный на нос кусок на стереотаксической раме (Рисунок 2A). Сдвиньте конус носа над носом/ротом мыши(рисунок 2B).
      1. Поместите мышей с их голову уровне рот бар. Аккуратно откройте рот тупым концом аппликатора наконечник хлопка и сдвиньте на место. Убедитесь, что нос конус полностью над носом мыши или анестезии не будет доставлен должным образом. Нос конус не будет заниматься с носом, если зубы не сидят в этой канавке (Inset Рисунок 2A).
   5. Используя стерильный ватный тампон, поместите смазку для глаз на каждый из глаз мыши. Применение смазки для глаз смягчает высыхание роговицы и снижает вероятность повреждения роговицы и послеоперационных осложнений, связанных с травмой роговицы.
   6. Стабилизуйте череп мыши, угнетая левую планку уха против медиальной кантус левого уха, запирая его на месте с помощью винта на стереотаксической раме. Затем сдвиньте правый бар уха против медиальной кантус правого уха и винт плотно на стереотаксической раме (Рисунок 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что голова мыши является уровневой и прямой при размещении ухо баров. Если голова кривая или угловая, инъекция будет в неправильном месте в головном мозге. Ухо бары должны быть ужесточены только до черепа обездвижены на стимуляцию с умеренным ручным зондирования.
5. Сделайте кальвариальное окно.
   1. Подготовка и очистка кожи головы с 3x чередующихся проходит каждый из раствора бетадина и 70% этанола. Из-за непосредственной близости хирургического участка к глазам, используйте бетадин раствор над хирургическим скрабом.
   2. Используя стерильный скальпель, сделайте 3 мм разрез через кожу вдоль центрального медианного аспекта черепа (после линии sagittal шва). Кровотечение при разрезе должно быть минимальным. Если это произойдет, применять последовательное, твердое давление в месте кровотечения с стерильным аппликатором наконечник хлопка в течение 30 секунд.
   3. Определите и сориентировать сверло перпендикулярно брегме(рисунок 2C),убедившись, что сбросить цифровую шкалу Vernier к нулю.
   4. Переместите бур 2 мм боковой к sagittal шва и 1 мм передней к корональной швы(рисунок 2C). Для воспроизводимости, обеспечить расположение слева или справа от сагиттаальной линии шва остается последовательным для всех животных.
   5. Включите дрель на максимальной скорости. Убедитесь, что кожа отошла от сверла, чтобы избежать повреждения тканей, вызванного вращающимся битом, и тщательно инициировать сверло на череп. Просверлите отверстие глубиной около 0,5 мм через кальварию, в результате чего кальвариальное окно. Будьте осторожны, чтобы не опустить дрель слишком далеко или он будет сверлить в мозг. Удаление стерильного солевого раствора на месте бурения во время движения сверла может компенсировать любое тепло, генерируемое машиной, которое может привести к тепловому повреждению окружающих тканей.
   6. После того, как кальвариальное окно сделано, осторожно поднимите сверло и удалите его из стереотаксической рамы.
   7. Очистите биты сверла, используя 70% этанола и отложите в сторону при использовании снова. Если нет, удалите буровые биты и погрузите в 70% этанола.
6. Инъекция раковых клеток в мозг
   1. Прикрепите автоматический инжектор к стереотаксическому аппарату(рисунок 1D).
   2. Подтяните 2 мл клеток, тщательно повторно использованных в 1x DPBS в чистом шприце Гамильтона. Не забудьте повторно использовать клетки непосредственно перед заполнением шприца, чтобы уменьшить образование сгустка и обеспечить однородную навозную клетку. Идеально подходит для подтягивание 6-8 мл объема клеток, чтобы убедиться, что нет воздушных карманов / пузырьков.
   3. Поместите шприц Гамильтона на инжекторный аппарат, и премьер иглы для инъекций, распределяя небольшое количество объема на одноразовые стерильные драпировки для обеспечения инжектор работает должным образом. Протрите шприц с 70% этанола с аппликатором наконечник хлопка(рисунок 1D, вставка). Это удаляет опухолевые клетки из внешней бочки вала иглы, снижая риск посева опухолевых клеток вдоль инъекционного тракта.
   4. Выровняйте кончик иглы к центру кальвариального окна, почти касаясь открытого головного мозга.
   5. Сброс цифровой шкалы Vernier до нуля.
   6. Медленно вставьте иглу на глубину 3 мм в мозг и позвольте игле оставаться в мозге, по крайней мере 60 секунд, прежде чем продолжить. Этот срок позволяет паренхиме мозга соответствовать вокруг иглы, что снижает давление спины и потенциальное изгнание опухолевых клеток вдоль игольчатого тракта.
   7. Выберите Run на экране инжектора, чтобы начать доставку ячеек к месту инъекции. Это займет около 5 минут, чтобы ввести этот том. Длительное время для этого шага заключается в том, чтобы уменьшить вторичный ущерб, вызванный инъекционной силой на паренхиму мозга.
   8. Как только протокол инъекции закончен, позвольте игле отдохнуть в мозге, по крайней мере 3 мин, снова позволяя паренхиме мозга акклиматизироваться к инъекции.
   9. После по крайней мере 3 мин, поднять иглу из мозга со скоростью 0,75 мм / мин. Сделайте это на очень медленной и последовательной манере, чтобы уменьшить давление спины и опухоли отслеживания иглы тракта.
   10. После того, как игла вышла из мозга, осторожно удалите шприц Гамильтона из инжектора и очистите, как описано в шаге 1.2.8.
   11. Нанесите теплый костный воск на кальгоральное окно с помощью стерильного ватного тампона. Костной воск действует как физический барьер, чтобы сохранить опухоль в черепе.
   12. Закройте разрез (например, 5-0 PDS растворимых швов в простой прерванной картины или шва клипы, в зависимости от того, что является наиболее удобным для хирурга).
   13. Остановите администрирование анестезии и удалите мышь из аппарата, разблокируя и выскользнув из ушных прутьев, сдвинув носовой конус с мыши и отключив зубы от штанги рта.
   14. Поместите мышь в чистую клетку, которая находится на более теплом наборе до 37 градусов по Цельсию для восстановления. Мониторинг мышей во время восстановления, которое обычно происходит через 10-15 минут после прекращения анестезии.
   15. После того, как мышь будет восстановлена, следите за критериями раннего удаления, определяемыми МАКУК принимающего учреждения.

2. Магнитно-резонансная томография

1. Администрирование гадолиния на основе контрастного агента (100 йл/20 г массы тела мыши 0,1 М MultiHance) для мышей стандартной внутриперитонеальной^{инъекции 24} 10-20 минут до изображения. Затем анестезируете с помощью индукционной камеры с ингаляционной анестезией (например, изофлюраном), смешанной с 95% O₂ и 5% CO_{2 (т.е.} поставляемым комнатным воздушным газом).
2. Поместите мышь на нагреваемый держатель для поддержания температуры тела. Закрепните голову ушными зубцами и баром для укуса, а также поместите держатель в магнит 9.4 T, оснащенный катушкой поверхности мозга мыши. Поддержание анестезии во время визуализации, исследование обычно занимает около 20 минут на мышь. Мониторинг частоты дыхания и частоты сердечных сокращений (70 bpm) на протяжении всей процедуры с помощью пневматической подушки и системы мониторинга мелких животных.
3. Получить изображение локализатора, а затем изображение мозга мыши с помощью T2-взвешенной последовательности RARE (TR No 3500-4228 мс, TE-12 мс, RARE фактор No 8, FOV-2.0 x 2.0 см, размер матрицы 256 x 256, 1 мм или 0,5 мм толщиной ломтика, NA'2-4, 15-30 смежных ломтиков) и пост Гадолиний основе контраста T1-взвешенной RARE последовательности (TR 1200 мс, TE-7,5 мс, RARE фактор No 4-взвешенной RARE последовательности (TR 1200 мс, TE-7,5 мс, RARE Factor , FOV-2.0 x 2.0 см, размер матрицы 256 x 256, 1 мм или 0,5 мм толщиной ломтика, NA-2-4, 15-30 смежных ломтиков).
4. Пост-изображения, поместите мышь в клетку на более теплый набор до 37 градусов по Цельсию для восстановления.

3. Измерения томтрической опухоли

1. Получение общего объема опухоли
   1. Открыть файл данных MRI DICOM в ImageJ, программное обеспечение для обработки изображений, доступное в качестве бесплатной загрузки через Национальные институты здравоохранения (https://imagej.nih.gov/ij/)²⁵.
      ПРИМЕЧАНИЕ: ImageJ позволяет просматривать файлы DICOM, которые необходимы для использования встроенных размеров пикселей для расчетов объема опухоли (см. Изображение, Свойства, где "единица длины" может быть установлена по желанию (например, мм)).
   2. Используйте инструмент Freehand Selections, чтобы нарисовать контур вокруг опухоли. Выполните эти выборы в темной комнате для повышения видимости. Не настраивайте яркость/контрастность для поддержания согласованности между сеансами.
   3. Под вкладкой Анализ выберите Меру для получения области выбранного региона. Если единица миллиметров была выбрана в шаге 3.1.1., площадь будет дана в кубических миллиметрах. При желании встраивайтесь в выбор Freehand, выбирая ctrl-D. Измените цвет вывода, Edit отредактировать Варианты Цвет. Преобразование изображения в изображение RGB(изображение ) Тип (тип) RGB цвет) до сохранения в качестве .tif файла.
   4. Продолжить измерение всех опухолевых срезов для отдельной мыши и копирования значений в соответствующую программу анализа данных (например, Microsoft Excel или GraphPad Prism).
   5. Сумма областях от каждого ломтика, чтобы получить общий объем опухоли. Обязательно исправьте область на основе толщины ломтика (область/толщина).
   6. Выполните шаги 3.1.1.-3.1.5. до тех пор, пока все мыши имеют общий объем опухоли. Учитывая несколько субъективный характер излагания опухолей, это идеально, если одна и та же методология повторяется несколько раз и усредничается, чтобы уменьшить техническую ошибку.
   7. Чтобы установить бары масштаба, откройте файл данных DICOM и перейдите на анализ Инструменты (ru) Шкала Бар. Поскольку размеры уже встроены в файл DICOM, просто выберите нужную длину/ширину. Скрытые для изображения RGB(изображение Тип (тип) RGB цвет) до сохранения в качестве .tif файла.

Результаты

Рисунок 3 обзоры объема опухоли количественной оценки для одной мыши в двух точках времени (день 7 и день 10) после инъекции мурин молочных опухолевых клеток. Для этого эксперимента было введено 50 000 клеток DB7, и мозг животного был оценен МРТ. Для каждого сканирования было з?...

Обсуждение

Использование внутричерепной инъекции с последующим серийным мониторингом с МРТ обеспечивает уникальную способность визуализировать рост опухоли с точностью объема опухоли с течением времени. Применение цифрового анализа изображений позволяет работать с интерпретацией поражений ...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Surgical Materials
Betadine	Purdue Products	19-027132	Povidone-iodine, 7.5%
Bone Wax	Surgical Specialities	903	Sterile and malleable beeswax and isopropyl palmitate
Buponorphine SR-Lab	ZooPharm	N/A	Long acting injectable analgesic 5 mL (0.5 mg/mL) polymetric formulation
Cotton tip applicators	Puritan	25-806 10WC	Sterile long stemmed cotton tip applicators
Eye Ointment	Puralube	17033-211-38	Lubricating petrolatum and mineral oil based ophthalmic ointment
Handwarmers	Hothands	HH2	Air-activated heat packs
Ibuprofen	Up & Up	094-01-0245	100mg per 5mL in liquid suspension
Isoflurane	Henry Schein INC	1182097	Liquid anesthetic for use in anesthetic vaporizer
Scalpels	Integra Miltex	4-410	#10 disposable scalpel blade
Skin Glue	Vetbond	1469SB	Skin safe wounds adhesive
Sterile Dressing	TIDI Products	25-517	Individually packed sterile drapes
Suture	Covidien	SP5686G	45cm swedged 5-0 monofilament polypropylene suture
Stereotaxic Unit
High Speed Drill (Foredom)	Kopf	Model 1474	Max of 38,000 RPM
Mouse Gas Anesthesia Head Holder	Kopf	Model 923-B	Mouth bar with teeth hole and nosecone
Non-Rupture Ear Bars	Kopf	Model 922	Ear bars suitable for mouse applications
Stereotaxic Instrument	Kopf	Model 940	Base plate, frame and linear scale assembly with digital readout monitor
Injector
Injector Needle and syringe	Hamilton	80366	26 gauge needle, 51 mm needle length and 10 μL volume syringe
Legato 130A automated Syringe Pump	KD Scientific	P/N: 788130	Programmable touch screen base with automated injector
Anesthesia Machine
SomnoSuite Low-Flow Digital Vaporizer	Kent Scientific	SS-01	Digital anesthesia machine
SomnoSuite Starter Kit for mice	Kent Scientific	SOMNO-MSEKIT	Includes induction chamber, 2x anesthesia syringes, 18" tubing, plastic nosecone, 2x waste aneshesia gas canisters