JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Визуализация поджелудочной железы in vivo с высоким разрешением облегчалась с помощью окна приживитой визуализации поджелудочной железы.

Аннотация

Прямая визуализация поджелудочной железы с клеточным разрешением in vivo в живой модели мелкого животного была технически сложной. Недавнее исследование прижизальной визуализации с окном абдоминальной визуализации позволило визуализировать клеточную динамику в органах брюшной полости in vivo. Однако из-за мягкой листовой архитектуры поджелудочной железы мыши, на которую можно легко повлиять физиологическим движением (например, перистальтикой и дыханием), было трудно выполнять стабилизированную продольную визуализацию in vivo в течение нескольких недель на клеточном уровне для идентификации, отслеживания и количественной оценки островков или раковых клеток в поджелудочной железе мыши. Здесь мы описываем способ имплантации нового поддерживающего основания, интегрированного окна прижизной визуализации поджелудочной железы, которое может пространственно отделять поджелудочную железу от кишечника для продольной покадровой прижизной визуализации микроструктуры поджелудочной железы. Продольная визуализация in vivo с окном визуализации обеспечивает стабильную визуализацию, позволяющую отслеживать островки в течение 3 недель и трехмерную визуализацию микроструктуры с высоким разрешением, о чем свидетельствует ортотопическая модель рака поджелудочной железы. С помощью нашего метода дальнейшие исследования прижизневой визуализации могут прояснить патофизиологию различных заболеваний, связанных с поджелудочной железой на клеточном уровне.

Введение

Поджелудочная железа является брюшным органом с экзокринным органом в пищеварительном тракте и эндокринной функцией секретирования гормонов в кровоток. Клеточная визуализация поджелудочной железы с высоким разрешением может выявить патофизиологию различных заболеваний, связанных с поджелудочной железой, включая панкреатит, рак поджелудочной железы и сахарный диабет1. Обычные диагностические инструменты визуализации, такие как компьютерная томография, визуализация магнитного разрешения и ультрасонография, широко доступны в клиническойобласти 1,2. Однако эти методы визуализации ограничены визуализацией только структурных или анатомических изменений, в то время как изменения на клеточном или молекулярном уровне не могут быть определены. Учитывая, что молекулярные изменения при сахарном диабете или раке поджелудочной железы у человека могут инициироваться более чем за 10 лет до постановки диагноза3,4,выявление заболеваний поджелудочной железы от их молекулярного перехода в латентный период имеет потенциал для обеспечения ранней диагностики и своевременного вмешательства. Таким образом, визуализация, которая преодолеет ограничения разрешения и даст ценную информацию о функции, замечательно привлекает внимание, обеспечивая раннюю диагностику рака поджелудочной железы или расширенную идентификацию изменения островков во время прогрессирования сахарного диабета5.

В частности, с островками, ядерная визуализация, биолюминесцентная визуализация и оптическая когерентная томография были предложены в качестве неинвазивных методов визуализации островков6. Однако разрешение этих методов существенно низкое, с типичными значениями в диапазоне от нескольких десятков до сотен микрометров, что предлагает ограниченную способность обнаруживать изменения на клеточном уровне в островках. С другой стороны, предыдущие исследования островков с высоким разрешением проводились при ex vivo7,8 (например, нарезка или переваривание поджелудочной железы), нефизиологических9 (например, экстериоризация поджелудочной железы) и гетеротопных состояниях10,11,12 (например, имплантация под почечную капсулу, внутри печени и в передней камере глаза), что ограничивает их интерпретацию и клинические последствия. Если in vivo,физиологическая и ортотопическая модель визуализации высокого разрешения может быть установлена, это станет критической платформой для исследования островков поджелудочной железы.

Прижизальная визуализация, которая выявляет патофизиологию на уровне микроскопического разрешения у живого животного, недавно получила большое внимание13. Из методов визуализации in vivo разработка окна абдоминальной визуализации14,которое имплантирует окно в брюшную полость мыши, позволила обнаружить новые результаты (т.е. стадию премикрометастаза раннего метастазирования в печени15 и механизм поддержания стволовых клеток в кишечном эпителии16). Хотя окно абдоминальной визуализации дает ценные результаты, применение этого окна для поджелудочной железы и результирующее исследование прижизальной визуализации, основанное на заболеваниях, связанных с поджелудочной железой, не были широко исследованы.

В отличие от четко определенных характеристик твердых органов поджелудочной железы человека, поджелудочная железа мыши представляет собой диффузно распределенную мягкую тканевую структуру17. Поэтому на него постоянно влияют физиологические движения, включая перистальтику и дыхание. Предыдущее исследование по применению окна абдоминальной визуализации для поджелудочной железы показало, что блуждание происходило из-за артефактов движения, вызванных дефекациями18. В полученном усредненном изображении наблюдалось сильное размытие, что затрудняло визуализацию и идентификацию микромасштабных структур.

Здесь мы описываем использование нового вспомогательного базового интегрированного окна визуализации прижизной поджелудочной железы в сочетании с прижизальной микроскопией19,20 для исследования событий продольного клеточного уровня при заболеваниях, связанных с поджелудочной железой. В дополнение к подробному описанию методологии в предыдущем исследовании18,расширенное применение окна визуализации поджелудочной железы для различных заболеваний, связанных с поджелудочной железой, будет рассмотрено в этой статье. В этом протоколе в качестве системы прижизностной микроскопии использовалась специально разработанная система лазерного сканирования с частотой видеоснабжений. В качестве источника возбуждения использовались четыре лазерных модуля (длины волн 405, 488, 561 и 640 нм), а четыре канала сигналов излучения были обнаружены фотоумноживательными трубками (PMT) через полосовые фильтры (BPF1: FF01-442/46; БНФ2: ФФ02-525/50; БНФ3: FF01-600/37; БНФ4: FF01-685/40). Лазерное сканирование состояло из вращающегося полигонального зеркала (ось X) и сканирующего зеркала гальванометра (ось Y), что позволяло сканировать видео со скоростью (30 кадров в секунду). Подробная информация о прижизальной микроскопии была описана в предыдущих исследованиях10,18,19,20,21,22,23.

В нашем предыдущем исследованииостровков 18мы успешно и стабильно визуализировали островки у живых мышей, используя трансгенную модель мыши (MIP-GFP)24, в которой островки были помечены GFP. Метод позволил визуализировать изменения в островках с высоким разрешением в течение 1 недели. Это также облегчило визуализацию одних и тех же островков в течение 3 недель, что говорит о целесообразности долгосрочных исследований островков поджелудочной железы для функционального отслеживания или мониторинга во время патогенеза сахарного диабета18. Кроме того, мы разработали ортотопическую модель рака поджелудочной железы, в которой флуоресцентные раковые клетки поджелудочной железы (PANC-1 NucLight Red)25 были непосредственно имплантированы в поджелудочную железу мыши. С применением окна прижизной визуализации поджелудочной железы эта модель может быть использована в качестве платформы для исследования клеточной и молекулярной патофизиологии в микроокружении опухоли рака поджелудочной железы и для терапевтического мониторинга новых кандидатов на лекарства.

протокол

Все процедуры, описанные в настоящем документе, были проведены в соответствии с8-м изданием Руководства по уходу и использованию лабораторных животных (2011)26 и одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных при Корейском передовом институте науки и техники (KAIST) и больнице Бундан Сеульского национального университета (SNUBH).

1. Подготовка окна и других материалов

  1. Индивидуальная конструкция окна визуализации прижизненной полости поджелудочной железы для изоляции поджелудочной железы от кишечника в брюшной полости18 (Рисунок 1A,B). Подробный чертеж окна описан в дополнительном рисунке предыдущего исследования18.
  2. Используйте мышей C57BL/6N, 8-12-недельных самцов, для прижизненно-поджелудочной железы. Вводят антитело против CD31, конъюгированное с флуорофором Alexa 647, за 2 ч до визуализации, с целью маркировки сосудов18.
  3. Для исследования островков подготовьте трансгенную модель мыши, в которой островки помечены флуоресцентным репортерным белком. Здесь мы использовали MIP-GFP, где зеленый флуоресцентный белок экспрессировался под контролем промотора гена инсулина 1 мыши, который активен в бета-клетках всех островков у мыши24.
  4. Для исследования рака поджелудочной железы подготовьте трансгенные раковые клетки, помеченные флуоресцентным репортерным белком и обнаженными мышами BALB / C. В этом исследовании использовались красные клетки PANC-1 NucLight. Раковые клетки PANC-125 были помечены флуоресцентным зондом NucLight Red.
  5. Стерилизуйте все хирургические инструменты, накройте стекло (с ПЭГ или нет) и визуализируйте окна с помощью автоклава.
  6. Нанесите покрытие PEG на покровное стекло для предотвращения воспалительной реакции и повышения биосовместимости, что подходит для долгосрочной визуализации.

2. Хирургия

  1. Подготовьте стерильную хирургическую платформу и стерилизуйте поверхности 70% этанолом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для сеансов продольной визуализации необходим асептический метод.
  2. Обезболивать мышей смесью тиетамина/золазепама (30 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать тиетамин/золазепам вместо кетамина из-за его неблагоприятного эффекта гипергликемии. Оптимальная анестезия должна быть подобрана с целью проведения эксперимента9,27.
  3. Контролируйте температуру тела с помощью ректального зонда с гомеотермически управляемой грелкой.
  4. Побрейте левый бок мыши и нанесите три раунда чередующегося скраба на спиртовой и йодной основе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если используется крем для депиляции, не оставляйте дольше 1 минуты, чтобы избежать химического ожога.
  5. Сделайте разрез 1,5 см на левом боку мыши и рассекли кожу и мышцы.
  6. Выполните пушок-струнный шов черным или нейлоновым швом 4-0 в разрезе разреза.
  7. Используйте микровтягивающий разрез на разрезе и осторожно обнажите селезенку.
  8. Тщательно усойте селезенку кольцевыми щипцами и определите поджелудочную железу.
  9. Поместите окно по бокам мыши и пропустите селезенку и поджелудочную железу через открытое пространство окна. Манипуляции с поджелудочной железой должны быть очень нееврейными, так как это может вызвать кровотечение или панкреатит.
  10. Аккуратно поместите поджелудочную железу на пластину окна визуализации; селезенка будет размещена на открытом пространстве окна.
  11. Для исследования раковых клеток вводят PANC-1 NucLight Red (1,0 х 106 клеток) непосредственно в поджелудочную железу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для визуализации ортотопических ксенотрансплантатов рака поджелудочной железы человека может быть облегчена прямая имплантация раковой клетки, такой как PANC-1 или другая раковая клетка поджелудочной железычеловека28. Для визуализации с помощью приживитой флуоресцентной микроскопии клетки PANC-1 трансдуцировали красным флуоресцентным белком с использованием лентивирусного реагента NucLight Red, который маркирует ядро29. Хотя максимальный объем инъекции неопределен, уменьшите объем как можно больше, чтобы избежать эффекта давления в поджелудочной железе.
  12. Нанесите капли N-бутилцианоакрилатного клея на край окна визуализации.
    1. Чтобы свести к минимуму количество наносимого клея, используйте для нанесения иглу катетера 31 г. Если количество капли большое, то ткань будет непреднамеренно прилипать к окну или закрывать стекло.
  13. Аккуратно нанесите 12-миллиметровую круглую крышку на край окна для визуализации.
  14. Потяните шовную петлю, чтобы она вписалась в боковую канавку окна и завяжите ее три раза.
  15. Разрежьте максимально проксимальный участок узла, чтобы предотвратить прерывание плотных швов, когда эти мыши бодрствуют.
  16. Дайте мышам восстановиться после анестезии (2-3 часа) и вводят кетопрофен (5 мг/кг, подкожно в дряблую кожу у основания шеи или бедра животного) для облегчения боли. Переоценивайте признаки боли каждые 12 часов, а кетопрофен следует рассматривать каждые 24 часа в течение 1-3 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анальгезия влияет на секрецию инсулина в ответ на глюкозу9. Выбор и сроки обезболивания должны быть индивидуализированы для экспериментальных целей.
  17. Разместите мышь в клетке с достаточным количеством подстилки, чтобы избежать контакта окна с клеткой. Избегайте размещения дома с мышами без операции на окне.

3. Приживитая визуализация

  1. Включите приживитый микроскоп, включая мощность лазера.
  2. Включите грелку и установите гомеотермическую регулировку на 37 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы используйте пассивную грелку или лампу с частым контролем, если нет гомеотермического регулирования.
  3. Выполняют внутримышечную анестезию смесью тилитамина/золазепама (30 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать тиетамин/золазепам вместо кетамина из-за его неблагоприятного эффекта гипергликемии. Оптимальная анестезия должна быть подобрана с целью проведения экспериментов9,27.
  4. Вставьте сосудистый катетер для инъекции.
    1. Надавите на проксимальную сторону хвоста указательным и третьим пальцем в качестве альтернативы наложению жгута. При необходимости нагреть хвост лампой.
    2. Стерилизуйте хвостовую вену с помощью 70% этанолового спрея.
    3. Вставьте катетер 30 г в боковую хвостовую вену. Регургитация крови будет визуализироваться в трубке PE10.
    4. Нанесите шелковую ленту на катетер, чтобы стабилизировать его.
    5. Впрыскивайте декстран FITC/TMR или другие флуоресцентные зонды (25 мкг анти-CD31, сопряженного с Alexa 647), в зависимости от обстоятельств, в соответствии с комбинацией флуоресцентных зондов18.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для флуоресцентных конъюгированных датчиков антител вводите за 2 ч до сеанса визуализации.
  5. Перенесите мышь с хирургической платформы на стадию визуализации.
  6. Вставьте ректальный зонд для автоматического контроля температуры тела с помощью системы гомеотермических грелок.
  7. Вставьте окно визуализации поджелудочной железы в оконный держатель, подготовленный во время установки приживитой микроскопии(рисунок 2). Для инвертированного микроскопа держатель окна может не потребоваться.
  8. Выполните приживитую визуализацию.
    1. Для визуализации поджелудочной железы начните с объектива с низким увеличением (например, 4x) для сканирования всего вида поджелудочной железы в окне визуализации поджелудочной железы (рекомендуемое поле зрения: 2500 x 2500 мкм).
    2. После определения интересуемой области переключитесь на объектив с более высоким увеличением (20x или 40x) для выполнения визуализации на клеточном уровне (рекомендуемое поле зрения: 500 x 500 мкм или 250 x 250 мкм). В этом эксперименте боковое и осевое разрешение составляли примерно 0,5 мкм и 3 мкм соответственно.
    3. Выполняйте z-стек или покадровую визуализацию для наблюдения за 3D-структурой или динамикой на клеточном уровне, такой как миграция клеток.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для визуализации флуоресцентных белковых экспрессивных клеток трансгенных животных (MIP-GFP) 30 с прерывистого лазерного воздействия 488 нм мощностью до 0,43 мВт было переносимо без заметного фотоотбеливания или повреждения тканей. Для визуализации флуоресцентных белков, помеченных Alexa 647, лазер мощностью 640 нм до 0,17 мВт был терпимым без заметного фотоотбеливания или повреждения тканей. Длительное воздействие лазера возбуждения с мощностью выше этой настройки может привести к фотоотбеливанию или повреждению тканей фототоксичностью. Отрегулируйте достаточный коэффициент усиления и мощности, чтобы соответствующим образом представить интересуемую область. Детальная настройка параметров при прижизальной микроскопии должна быть индивидуализирована для каждой приживитой микроскопии, подготовленной в институте.

Результаты

Приживитая микроскопия в сочетании с поддерживающей базой, интегрированной в окно прижизной визуализации поджелудочной железы, позволяет получать продольную визуализацию поджелудочной железы на клеточном уровне у мыши. Этот протокол с окном прижизной визуализации поджелудочной же?...

Обсуждение

Протокол, описанный здесь, состоит из прижизальной визуализации поджелудочной железы с использованием нового вспомогательного базового интегрированного окна визуализации прижизной поджелудочной железы, модифицированного из окна абдоминальной визуализации. Среди протоколов, описа...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование было поддержано грантом No 14-2020-002 исследовательского фонда SNUBH и грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым правительством Кореи (MSIT) (NRF-2020R1F1A1058381, NRF-2020R1A2C3005694).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Alexa Fluor 647 Succinimidyl Esters (NHS esters)InvitrogenA20006Fluorescent probe for conjugate with antibody
BALB/C NudeOrientBioBALB/C NudeBALB/C Nude
BD Intramedic polyethylene tubingBD Biosciences427401PE10 catheter for connection with needle
C57BL/6NOrientBioC57BL/6NC57BL/6N
Cover glasses circularMarienfeld0111520Cover glass for pancreatic imaging window
FITC Dextran 2MDaMerck (Former Sigma Aldrich)FD200SFor vessel identification
IMARIS 8.1BitplaneIMARISImage processing
Intravital MicroscopyIVIM techIVM-CIntravital Microscopy
IRIS ScissorJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDS-1107-10This product can be replaced with the product from other company
Loctite 401Henkel401N-butyl cyanoacrylate glue
Micro Needle holderJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDH-1126-10This product can be replaced with the product from other company
Micro rectractorJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTD17004-03This product can be replaced with the product from other company
MicroforcepsJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1034This product can be replaced with the product from other company
MIP-GFPThe Jackson Laboratory006864B6.Cg-Tg(Ins1-EGFP)1Hara/J
Nylon 4-0AILEENB434Non-Absorbable Suture
Omnican N 100 30GB BRAUNFT9172220SFor Vascular Catheter, Use only Needle part
PANC-1 NucLightRedCustom-madeCustom-madeMade in laboratory
Pancreatic imaging windowGeumto EngineeringCustom orderPancreatic imaging window - custom order
PhysiosuiteKent ScientificPS-02Homeothermic temperature controller
Purified NA/LE Rat Anti-Mouse CD31BD Biosciences553708Antibody for in vivo vessel labeling
Ring ForcepsJEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1090-3This product can be replaced with the product from other company
RompunBayerRompunAnesthetic agent
TMR Dextran 65-85kDaMerck (Former Sigma Aldrich)T1162For vessel identification
Window holderGeumto EngineeringCustom orderWindow holder - custom order
ZoletilVirbacZoletil 100Anesthetic agent

Ссылки

  1. Dimastromatteo, J., Brentnall, T., Kelly, K. A. Imaging in pancreatic disease. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 14 (2), 97-109 (2017).
  2. Cote, G. A., Smith, J., Sherman, S., Kelly, K. Technologies for imaging the normal and diseased pancreas. Gastroenterology. 144 (6), 1262-1271 (2013).
  3. Yachida, S., et al. Distant metastasis occurs late during the genetic evolution of pancreatic cancer. Nature. 467 (7319), 1114-1117 (2010).
  4. Hardt, P. D., Brendel, M. D., Kloer, H. U., Bretzel, R. G. Is pancreatic diabetes (type 3c diabetes) underdiagnosed and misdiagnosed. Diabetes Care. 31, 165-169 (2008).
  5. Baetens, D., et al. Alteration of islet cell populations in spontaneously diabetic mice. Diabetes. 27 (1), 1-7 (1978).
  6. Holmberg, D., Ahlgren, U. Imaging the pancreas: from ex vivo to non-invasive technology. Diabetologia. 51 (12), 2148-2154 (2008).
  7. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nature Protocols. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  8. Ravier, M. A., Rutter, G. A. Isolation and culture of mouse pancreatic islets for ex vivo imaging studies with trappable or recombinant fluorescent probes. Methods in Molecular Biology. 633, 171-184 (2010).
  9. Frikke-Schmidt, H., Arvan, P., Seeley, R. J., Cras-Meneur, C. Improved in vivo imaging method for individual islets across the mouse pancreas reveals a heterogeneous insulin secretion response to glucose. Science Reports. 11 (1), 603 (2021).
  10. Lee, E. M., et al. Effect of resveratrol treatment on graft revascularization after islet transplantation in streptozotocin-induced diabetic mice. Islets. 10 (1), 25-39 (2018).
  11. Evgenov, N. V., Medarova, Z., Dai, G., Bonner-Weir, S., Moore, A. In vivo imaging of islet transplantation. Nature Medicine. 12 (1), 144-148 (2006).
  12. Mojibian, M., et al. Implanted islets in the anterior chamber of the eye are prone to autoimmune attack in a mouse model of diabetes. Diabetologia. 56 (10), 2213-2221 (2013).
  13. Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital imaging. Cell. 147 (5), 983-991 (2011).
  14. Ritsma, L., et al. Surgical implantation of an abdominal imaging window for intravital microscopy. Nature Protocols. 8 (3), 583-594 (2013).
  15. Ritsma, L., et al. Intravital microscopy through an abdominal imaging window reveals a pre-micrometastasis stage during liver metastasis. Science Translational Medicine. 4 (158), (2012).
  16. Ritsma, L., et al. Intestinal crypt homeostasis revealed at single-stem-cell level by in vivo live imaging. Nature. 507 (7492), 362-365 (2014).
  17. Dolensek, J., Rupnik, M. S., Stozer, A. Structural similarities and differences between the human and the mouse pancreas. Islets. 7 (1), 1024405 (2015).
  18. Park, I., Hong, S., Hwang, Y., Kim, P. A Novel pancreatic imaging window for stabilized longitudinal in vivo observation of pancreatic islets in murine model. Diabetes & Metabolism Journal. 44 (1), 193-198 (2020).
  19. Park, I., et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acute lung injury. The European Respiratory Journal. 53 (3), 1800786 (2019).
  20. Park, I., et al. Intravital imaging of a pulmonary endothelial surface layer in a murine sepsis model. Biomedical Optics Express. 9 (5), 2383-2393 (2018).
  21. Seo, H., Hwang, Y., Choe, K., Kim, P. In vivo quantitation of injected circulating tumor cells from great saphenous vein based on video-rate confocal microscopy. Biomedical Optics Express. 6 (6), 2158-2167 (2015).
  22. Moon, J., et al. Intravital longitudinal imaging of hepatic lipid droplet accumulation in a murine model for nonalcoholic fatty liver disease. Biomedical Optics Express. 11 (9), 5132-5146 (2020).
  23. Hwang, Y., et al. In vivo cellular-level real-time pharmacokinetic imaging of free-form and liposomal indocyanine green in liver. Biomedical Optics Express. 8 (10), 4706-4716 (2017).
  24. Hara, M., et al. Transgenic mice with green fluorescent protein-labeled pancreatic beta -cells. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 284 (1), 177-183 (2003).
  25. Lieber, M., Mazzetta, J., Nelson-Rees, W., Kaplan, M., Todaro, G. Establishment of a continuous tumor-cell line (panc-1) from a human carcinoma of the exocrine pancreas. International Journal of Cancer. 15 (5), 741-747 (1975).
  26. National Institutes of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. The National Academies Collection: Reports funded by National Institutes of Health. , (2011).
  27. Windelov, J. A., Pedersen, J., Holst, J. J. Use of anesthesia dramatically alters the oral glucose tolerance and insulin secretion in C57Bl/6 mice. Physiological Reports. 4 (11), 12824 (2016).
  28. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  29. Cichocki, F., et al. GSK3 inhibition drives maturation of NK cells and enhances their antitumor activity. Cancer Research. 77 (20), 5664-5675 (2017).
  30. Zhu, S., et al. Monitoring C-peptide storage and secretion in islet beta-cells in vitro and in vivo. Diabetes. 65 (3), 699-709 (2016).
  31. Reissaus, C. A., et al. A versatile, portable intravital microscopy platform for studying beta-cell biology in vivo. Science Reports. 9 (1), 8449 (2019).
  32. Kong, K., Guo, M., Liu, Y., Zheng, J. Progress in animal models of pancreatic ductal adenocarcinoma. Journal of Cancer. 11 (6), 1555-1567 (2020).
  33. Bisht, S., Feldmann, G. Animal models for modeling pancreatic cancer and novel drug discovery. Expert Opinion in Drug Discovery. 14 (2), 127-142 (2019).
  34. Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World Journal of Gastroenterology. 18 (12), 1286-1294 (2012).
  35. Feig, C., et al. The pancreas cancer microenvironment. Clinical Cancer Research. 18 (16), 4266-4276 (2012).
  36. Garcia, P. L., Miller, A. L., Yoon, K. J. Patient-derived xenograft models of pancreatic cancer: overview and comparison with other types of models. Cancers (Basel). 12 (5), 1327 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

171

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены