JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Эта рукопись представляет собой инновационный метод разработки биологического периферического нервного интерфейса, называемого регенеративным интерфейсом периферических нервов мышечной манжеты (MC-RPNI). Эта хирургическая конструкция может усиливать связанные с ней двигательные эфферентные сигналы периферического нерва, чтобы облегчить точное обнаружение двигательного намерения и потенциальное управление устройствами экзоскелета.

Аннотация

Роботизированные экзоскелеты получили недавнее признание в области реабилитационной медицины как многообещающая модальность функционального восстановления для людей со слабостью конечностей. Тем не менее, их использование по-прежнему в значительной степени ограничивается научно-исследовательскими институтами, часто действующими в качестве средства статической поддержки конечностей, поскольку методы обнаружения двигателей остаются ненадежными. Периферические нервные интерфейсы возникли в качестве потенциального решения этого недостатка; однако из-за их по своей сути небольших амплитуд эти сигналы может быть трудно отличить от фонового шума, что снижает их общую точность обнаружения двигателя. Поскольку современные интерфейсы полагаются на абиотические материалы, разрушение присущего материала может происходить вместе с реакцией ткани инородного тела с течением времени, что еще больше влияет на их точность. Регенеративный интерфейс периферических нервов мышечной манжеты (MC-RPNI) был разработан для преодоления этих отмеченных осложнений. Состоящая из сегмента свободного мышечного трансплантата, закрепленного по окружности к неповрежденному периферическому нерву, конструкция регенерируется и со временем реиннервируется содержащимся нервом. У крыс эта конструкция продемонстрировала способность усиливать потенциалы двигательного эфферентного действия периферического нерва до 100 раз больше нормального значения за счет генерации сложных потенциалов мышечного действия (CMAP). Такое усиление сигнала облегчает высокоточное определение намерения двигателя, потенциально обеспечивая надежное использование экзоскелетных устройств.

Введение

Только в Соединенных Штатах около 130 миллионов человек страдают от нервно-мышечных и опорно-двигательных расстройств, что приводит к ежегодному экономическому воздействию более 800 миллиардов долларовСША 1,2. Эта группа расстройств, как правило, вторична по отношению к патологии в нервной системе, в нервно-мышечном соединении или в самой мышце3. Несмотря на разнообразие патологического происхождения, большинство разделяют некоторую степень слабости конечностей 1,3. К сожалению, эта слабость часто носит постоянный характер, учитывая ограничения в регенерации нервной и мышечной тканей, особенно в условиях тяжелой травмы 4,5,6.

Алгоритмы лечения слабости конечностей классически сосредоточены на реабилитационных и поддерживающих мерах, часто полагаясь на использование возможностей оставшихся неповрежденных конечностей (трости, инвалидные коляски и т. Д.). 7. Однако эта стратегия не подходит для тех, чья слабость не ограничивается одной конечностью. Благодаря недавним инновациям в роботизированных технологиях были разработаны передовые устройства экзоскелета, которые восстанавливают функциональность конечностей для тех, кто живет со слабостью конечностей 8,9,10,11,12,13. Эти роботизированные экзоскелеты часто представляют собой носимые устройства, которые могут помочь с инициированием и прекращением движения или поддержанием положения конечностей, обеспечивая различное количество силы, которая может быть индивидуально адаптирована для пользователя 8,9,10,11,12,13 . Эти устройства классифицируются как пассивные или активные в зависимости от того, как они обеспечивают двигательную помощь пользователю: активные устройства содержат электрические приводы, которые увеличивают мощность пользователя, тогда как пассивные устройства хранят энергию от движений пользователя, чтобы выпустить ее обратно пользователю, когда это необходимо14. Поскольку активные устройства имеют возможность увеличить энергетические возможности пользователя, эти устройства используются гораздо чаще в условиях слабости конечностей[14].

Чтобы определить двигательное намерение в этой популяции, современные экзоскелеты обычно полагаются на алгоритмы распознавания образов, генерируемые либо электромиографией (ЭМГ) мышц дистальных конечностей 8,15,16,17, либо поверхностной электроэнцефалографией (sEEG) мозга 18,19,20 . Несмотря на перспективность этих методов обнаружения, оба варианта имеют значительные ограничения, которые исключают широкое использование этих устройств. Поскольку sEEG обнаруживает сигналы микровольтного уровня транскраниально 18,19,20, критика часто фокусируется на неспособности дифференцировать эти сигналы от фонового шума 21. Когда фоновый шум аналогичен желаемому сигналу записи, это приводит к низкому соотношению сигнал/шум (SNR), что приводит к неточному обнаружению и классификации двигателя22,23. Точное обнаружение сигнала дополнительно опирается на стабильный контакт21 с низкоимпедансной кожей головы, на который может существенно повлиять наличие грубых/густых волос, активность пользователя и даже потоотделение22,24. Напротив, сигналы ЭМГ на несколько величин больше по амплитуде, что способствует большей точности обнаружения сигнала двигателя 15,18,25. Однако это обходится дорого, так как близлежащие мышцы могут загрязнять сигнал, уменьшая степень свободы, которую можно контролировать с помощью устройства 16,17,25 и неспособность обнаруживать глубокие движения мышц 25,26,27,28. Самое главное, что ЭМГ не может быть использована в качестве метода контроля при значительном мышечном компромиссе и полном отсутствии ткани29.

Чтобы продвинуть разработку роботизированных экзоскелетов, требуется последовательное и точное обнаружение двигательного намерения предполагаемого пользователя. Интерфейсы, использующие периферическую нервную систему, возникли как перспективный интерфейсный метод, учитывая их относительно простой доступ и функциональную селективность. Современные методы сопряжения периферических нервов могут быть инвазивными или неинвазивными и обычно подпадают под одну из трех категорий: экстранейральные электроды 30,31,32,33, внутрифасцикулярные электроды 34,35,36 и проникающие электроды 37,38,39,40 . Поскольку сигналы периферических нервов, как правило, находятся на уровне микровольт, может быть трудно дифференцировать эти сигналы от аналогичной амплитуды фонового шума 41,42, что снижает общую точность обнаружения двигателя интерфейса. Эти низкие соотношения сигнал/шум (SNR) часто ухудшаются с течением времени вторично по отношению к ухудшению импедансаэлектрода 43, вызванного либо деградацией устройства39,43, либо местной реакцией инородного тела, приводящей к образованию рубцовой ткани вокруг устройства и/или локальной аксональной дегенерацией37,44. Хотя эти недостатки, как правило, могут быть устранены путем повторной операции и имплантации нового периферического нервного интерфейса, это не является жизнеспособным долгосрочным решением, поскольку реакции, связанные с инородными телами, будут продолжать происходить.

Чтобы избежать этих местных тканевых реакций, возникающих в результате взаимодействия периферических нервов с абиотическими интерфейсами, необходим интерфейс, включающий биологический компонент. Чтобы устранить этот недостаток, был разработан регенеративный интерфейс периферических нервов (RPNI) для интеграции трансективных периферических нервов в остаточные конечности пациентов с ампутациями с помощью протезных устройств 45,46,47,48. Изготовление RPNI включает хирургическую имплантацию трансектированного периферического нерва в сегмент аутологичного свободного мышечного трансплантата, с реваскуляризацией, регенерацией и реиннервацией, происходящими с течением времени. Благодаря генерации потенциалов мышечного действия на милли-вольтовом уровне (CPAP) RPNI способен усиливать сигнал микровольтового уровня своего внутреннего нерва на несколько величин, что облегчает точное обнаружениедвигательного намерения 45,48,49. За последнее десятилетие произошло значительное развитие RPNI, с заметным успехом в усилении и передаче эфферентных сигналов двигательного нерва как в испытаниях на животных50,51, так и на людях47, что способствовало высокоточному управлению протезным устройством с несколькими степенями свободы.

Люди со слабостью конечностей, но неповрежденными периферическими нервами также выиграют от высокой точности обнаружения двигательного намерения через периферические нервные интерфейсы для управления устройствами экзоскелета. Поскольку RPNI был разработан для интеграции с трансектированными периферическими нервами, например, у лиц с ампутациями, были необходимы хирургические модификации. Основываясь на опыте работы с RPNI, был разработан регенеративный интерфейс периферических нервов мышечной манжеты (MC-RPNI). Состоящий из аналогичного сегмента свободного мышечного трансплантата, как в RPNI, он вместо этого закреплен по окружности к неповрежденному периферическому нерву (рисунок 1). Со временем он регенерируется и реиннервируется через коллатеральное аксональное прорастание, усиливая и переводя эти эфферентные сигналы двигательного нерва в сигналы ЭМГ, которые на несколько порядков больше52. Поскольку MC-RPNI является биологическим по происхождению, он позволяет избежать неизбежной реакции инородного тела, которая возникает с периферическими нервными интерфейсами, используемыми в настоящее время52. Кроме того, MC-RPNI дает возможность контролировать несколько степеней свободы одновременно, поскольку они могут быть размещены на дистально рассеченных нервах отдельных мышц без значительных перекрестных помех, как было ранее продемонстрировано в RPNIs49. Наконец, MC-RPNI может работать независимо от функции дистальных мышц, поскольку он размещается на проксимальном нерве. Учитывая его преимущества перед текущими периферическими нервными интерфейсами, MC-RPNI имеет значительные перспективы для обеспечения безопасного, точного и надежного метода управления экзоскелетом.

протокол

Все процедуры и эксперименты на животных были проведены с одобрения Комитета по институциональному уходу и использованию животных Мичиганского университета (IACUC). Самцы и самки крыс Фишера F344 и Льюиса (~200-300 г) в возрасте 3-6 месяцев чаще всего используются в экспериментах, но теоретически может быть использован любой штамм. При использовании донорских крыс вместо аутологичных мышечных трансплантатов, донорские крысы должны быть изогенными для экспериментального штамма. Крысам предоставляется свободный доступ к пище и воде как до, так и после операции. После оценки конечных точек эвтаназия проводится под глубокой анестезией с внутрисердечной инъекцией хлорида калия с последующим вторичным методом двустороннего пневмоторакса.

1. Экспериментальная подготовка крысы

  1. Обезболивают подопытную крысу, используя раствор 5% изофлурана в кислороде при 0,8-1,0 л/мин в индукционной камере. Как только адекватная анестезия достигнута и подтверждена отсутствием рефлекса роговицы, поместите крысу на конус носа ребризера с изофлураном, пониженным до 1,75%-2,25% для поддержания анестезии.
  2. Вводят раствор 0,02-0,03 мл карпрофена (50 мг/мл) в 0,2 мл стерильного физиологического раствора с иглой 27 г в подкожной плоскости между лопатками для пери- и послеоперационной анальгезии.
  3. Наносите стерильную глазную мазь на оба глаза для предотвращения язв роговицы во время анестезии.
  4. С помощью электрической бритвы сбрите боковую часть двусторонних нижних конечностей, простирающуюся от тазобедренного сустава, через бедро и до спинную поверхность лапы.
  5. Стерилизуют хирургический участок, сначала протирая спиртовой прокладкой для приготовления, затем нанеся раствор повидона-йода, заканчивая окончательным очищением новой прокладкой для подготовки спирта для удаления остаточного раствора повидона-йода. Повторите этот чередующийся процесс очищения три раза, чтобы сохранить стерильность.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это может быть дерматологическим раздражителем; убедитесь, что большая часть решения удалена.

2. Подготовка мышечного трансплантата

  1. Поместите крысу на грелку под хирургическим микроскопом с интраоральным датчиком температуры тела для мониторинга температуры тела. Поддерживают изофлуран при 1,75%-2,25% и кислород при 0,8-1,0 л/мин.
  2. Сделайте продольный разрез вдоль переднего аспекта желаемой донорской задней конечности, простираясь от чуть выше лодыжки до чуть ниже колена скальпелем No 15.
  3. Рассекните подлежащую подкожную клетчатку с помощью острых ножниц радужной оболочки, чтобы обнажить подлежащую мускулатуру и дистальные сухожилия только проксимально к голеностопному суставу. Tibialis anterior (TA) является самой большой и самой передней из мышц; мышца-разгибатель digitorum longus (EDL) может быть найдена только глубокой и задней частью этой мышцы. Изолируйте мышцу EDL и ее дистальное сухожилие от окружающей мускулатуры.
  4. Обеспечьте изоляцию правильного сухожилия, вставив оба зубца щипца или ножницы для радужной оболочки под дистальное сухожилие непосредственно проксимально к голеностопному суставу. Оказывайте восходящее давление на сухожилие, открывая либо щипцы, либо ножницы радужной оболочки. Это движение должно привести к одновременному разгибанию всех пальцев ног одновременно. Если происходит изолированное сгибание лодыжки, выворот лодыжки или дорсифлексия одного пальца ноги, было выделено неправильное сухожилие.
  5. Выполните дистальную тенотомию мышцы EDL на уровне лодыжки острыми ножницами радужной оболочки и рассекните мышцу, свободную от окружающих тканей, работающих проксимально к ее сухожильному происхождению.
  6. Как только проксимальное сухожилие визуализируется, выполните проксимальную тенотомию, используя острые ножницы радужной оболочки, чтобы освободить трансплантат.
  7. Обрежьте оба сухожильных конца мышечного трансплантата и обрежьте до нужной длины острыми ножницами радужной оболочки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Трансплантаты размером 8-13 мм были использованы с успехом; однако наиболее распространенная используемая длина составляет 10 мм.
  8. С одной стороны мышечного трансплантата сделайте продольный разрез по всей обрезанной длине, чтобы облегчить размещение нерва внутри мышечного трансплантата и обеспечить контакт нерва с эндомизием.
  9. Поместите подготовленный мышечный трансплантат в увлажненную физиологическим раствором марлю, чтобы предотвратить высыхание тканей.
  10. Закройте кожу, покрывающую донорский участок, 4-0 хромированным швом в беговом режиме.

3. Общая изоляция малоберцового нерва и подготовка

  1. Отметьте хирургический разрез, который будет простираться от линии ~5 мм от седалищной выемки, простираясь до чуть ниже коленного сустава. Убедитесь, что эта маркировка уступает бедренной кости, которая может быть пальпирована ниже, и расположена под углом.
  2. Прорезайте кожу и подкожные ткани вдоль отмеченной линии разреза лезвием No15. Осторожно прорезайте через нижележащую фасцию бицепса бедра, следя за тем, чтобы не распространиться через всю глубину мышцы, так как седалищный нерв лежит чуть ниже.
  3. Используя маленькие ножницы с тупыми наконечниками или гемостат, тщательно рассекайте бицепсную мышцу бедра.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Седалищный нерв перемещается в этом пространстве, лежащем в основе бицепса, ориентированного примерно в том же направлении, что и разрез, отмеченный на коже. Есть три заметные ветви седалищного нерва: суральная (самая задняя и самая маленькая из нервов), большеберцовая (обычно самая передняя, но этот нерв всегда погружается глубоко в коленный сустав) и общая малоберцовая (обычно расположенная между большеберцовой и суральной, всегда перемещается выше коленного сустава).
  4. Определите общий малоберцовый (ДЦП) нерв и тщательно изолируйте его от окружающих нервов с помощью пары микрощипцов и микроножек. Удалите любую окружающую соединительную ткань из средних 2 см нерва. Позаботьтесь о том, чтобы не раздавить нерв ДЦП щипцами в этом процессе, так как травма раздавливания может изменить конечные результаты.
  5. Над самой центральной частью освобожденного cp-нерва выполните эпиневральное окно, удалив 25% адреналина по длине нерва, которая соответствует желаемой длине мышечного трансплантата.
  6. Для этого удерживайте проксимальный эпиневрий с микрощипцами, разрезайте адреналин, непосредственно лежащий в основе с помощью ножниц для микродиссекции, и удалите ~ 25% адреналина, путешествующего дистально вдоль нерва. Позаботьтесь о том, чтобы удалить этот сегмент одним куском, так как множественные попытки могут вызвать нерегулярное эпиневральное удаление, увеличивая риск повреждения нерва.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нервная ткань, лежащая в основе адреналина, будет иметь слизьообразную текстуру; отмечая это качество нерва, вы гарантируете, что правильная плоскость ткани была удалена.

4. Изготовление конструкций МС-РПНИ

  1. Удалите мышечный трансплантат из увлажненной физиологическим раствором марли и поместите его под центральную часть cp-нерва, где было создано эпиневральное окно. Поверните нерв на 180°, чтобы секция верхнего отверстия контактировала с неповрежденной мышцей и не лежала в основе возможной линии шва.
  2. Использование 8-0 нейлоновый шов, шов адреналина cp-нерва как проксимально, так и дистально к мышечному трансплантату в бороздке, созданному на шаге 2.8 с использованием простых прерванных швов для закрепления адреналина к эндомизию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Наложите эти швы, гарантируя, что мышца находится на нормальной длине покоя. Слишком сильное растяжение или сжатие мышц может повлиять на регенерацию и сигнальные возможности в дальнейшем.
  3. По окружности оберните края мышечного трансплантата, окружающего теперь закрепленный нерв и шов на месте, используя простой прерванный 8-0 нейлоновые стежки (~4-6 в зависимости от длины).
  4. Как только гемостаз будет достигнут, закройте фасцию бицепса бедра над конструкцией с помощью 5-0 хромного шва в беговом режиме.
  5. Закройте вышележащую кожу беговым способом хромированным швом 4-0.
  6. Очистите хирургическую область с помощью прокладки для приготовления спирта и нанесите антибиотическую мазь.
  7. Прекратите ингаляционный анестетик и поместите крысу в чистую клетку, изолированную от товарищей по клетке, и дайте восстановиться с пищей и водой ad lib.
  8. Как только крыса соответствующим образом восстановится, поместите ее обратно с товарищами по клетке в чистую клетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти конструкции требуют созревания не менее трех месяцев для получения адекватного усиления нервного сигнала.

Результаты

Хирургическое изготовление MC-RPNI считается периоперационным провалом, если крысы не выживают после хирургической анестезии или не развивают инфекцию в течение недели после операции. Предыдущие исследования показали, что 3-месячный период созревания приведет к надежному усилению сигн?...

Обсуждение

MC-RPNI - это новая конструкция, которая позволяет усиливать интактные эфферентные потенциалы действия периферического двигательного нерва, чтобы точно управлять устройством экзоскелета. В частности, MC-RPNI дает особую пользу тем людям со слабостью конечностей, вызванной значительным заб?...

Раскрытие информации

Авторы не раскрывают информацию.

Благодарности

Авторы благодарят Яну Мун за ее экспертное управление лабораторией и техническую помощь и Чарльза Хванга за его опыт в области визуализации. Эксперименты в этой статье были частично профинансированы за счет грантов Фонда пластической хирургии SS (3135146.4), а также Национального института детского здоровья и развития человека под номером 1F32HD100286-01 для SS и Национального института артрита, опорно-двигательного аппарата и кожных заболеваний Национальных институтов здравоохранения под номером награды P30 AR069620.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Measures force generated by the attached muscle
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRats are Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalational Anesthetic
Force Measurement JigRed Rockn/aCustom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPortable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle
OxygenCryogenic GasesUN1072Standard medical grade oxygen canisters
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injectable form, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Corneal protective ointment for use during procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injectable form, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60User can adjust magnification to their preference
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousUser can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2Ointment comes in sterile, disposable packets
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep

Ссылки

  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835 (2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197 (2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165 (2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637 (2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122 (2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008 (2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461 (2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042 (2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121 (2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012 (2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443 (2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841 (2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33 (2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730 (2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

179MC RPNI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены