JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В настоящем протоколе изложены методы проведения крупномасштабного гравитаксисового анализа с личинками Caenorhabditis dauer. Этот протокол позволяет лучше обнаруживать поведение гравитаксиса по сравнению с анализом на основе пластин.

Аннотация

Ощущение гравитации является важным и относительно недостаточно изученным процессом. Ощущение гравитации позволяет животным ориентироваться в окружающей среде и облегчает движение. Кроме того, гравитационное ощущение, которое возникает во внутреннем ухе млекопитающих, тесно связано со слухом - таким образом, понимание этого процесса имеет значение для слуховых и вестибулярных исследований. Гравитаксисовые анализы существуют для некоторых модельных организмов, включая дрозофилу. Одиночные черви ранее были проанализированы на предмет их предпочтения ориентации, когда они оседают в растворе. Тем не менее, надежный и надежный анализ для Caenorhabditis gravitaxis не был описан. Настоящий протокол описывает процедуру выполнения гравитаксис-анализов, которые могут быть использованы для тестирования сотен caenorhabditis dauers одновременно. Этот крупномасштабный, дальний анализ позволяет собирать подробные данные, выявляя фенотипы, которые могут быть пропущены в стандартном анализе на основе пластин. Движение Dauer вдоль вертикальной оси сравнивается с горизонтальными элементами управления, чтобы гарантировать, что направленное смещение обусловлено гравитацией. Затем гравитактическое предпочтение можно сравнить между штаммами или экспериментальными условиями. Этот метод может определить молекулярные, клеточные и экологические требования к гравитакси у червей.

Введение

Ощущение гравитационного притяжения Земли имеет решающее значение для ориентации, движения, координации и равновесия многих организмов. Однако молекулярные механизмы и нейросхема гравитационного ощущения плохо изучены по сравнению с другими органами чувств. У животных гравитационное ощущение взаимодействует и может быть вытеснено другими стимулами для влияния на поведение. Визуальные сигналы, проприоцептивная обратная связь и вестибулярная информация могут быть интегрированы для создания чувства осознания тела относительно окружения животного 1,2. И наоборот, гравитактическое предпочтение может быть изменено при наличии других раздражителей 3,4,5. Таким образом, гравитактическое поведение идеально подходит для изучения гравитационного ощущения и понимания сложной сенсорной интеграции нервной системы и принятия решений.

C. elegans является особенно полезным модельным организмом для изучения гравитаксиса из-за его полифенического жизненного цикла. При воздействии стрессоров во время развития, включая тепло, перенаселенность или недостаток пищи, личинки C. elegans развиваются в дауэров, которые очень устойчивы к стрессу6. Как дауэры, черви выполняют характерное поведение, такое как придирка, при которой черви «стоят» на хвостах и машут головой, что может способствовать расселению в лучшие места обитания7. Анализы Гравитаксиса C. elegans и C. japonica позволяют предположить, что личинки дауэра отрицательно гравитакс, и что такое поведение легче наблюдается у дауэров, чем у взрослых 8,9. Тестирование гравитаксиса в других штаммах Caenorhabditis может выявить естественные изменения в гравитактическом поведении.

Механизмы гравитационного ощущения были охарактеризованы у Euglena, Drosophila, Ciona и различных других видов с использованием анализов гравитаксиса 3,10,11. Между тем, исследования гравитаксиса при caenorhabditis первоначально дали смешанные результаты. Исследование ориентационного предпочтения C. elegans показало, что черви ориентируются с опущенной головой в растворе, предполагая положительное гравитактическое предпочтение12. Между тем, хотя C. japonica dauers были идентифицированы на ранней стадии как отрицательно гравитактические8, это поведение только недавно было описано в C. elegans9. Несколько проблем возникает при разработке репрезентативного анализа гравитаксиса у червей. Штаммы Caenorhabditis сохраняются на агаровых пластинах; по этой причине поведенческие анализы обычно используют агаровые пластины как часть их экспериментального дизайна 13,14,15. Самый ранний зарегистрированный анализ гравитаксиса в Caenorhabditis был выполнен путем стояния пластины на боку под углом 90° к горизонтальной управляющей пластине8. Однако поведение гравитаксиса не всегда устойчиво в этих условиях. В то время как взрослые черви могут быть проанализированы на предмет ориентационного предпочтения в решении12, это направленное предпочтение также может зависеть от контекста, что приводит к различному поведению, если черви ползают, а не плавают. Кроме того, C. elegans чувствителен к другим раздражителям, включая свет и электромагнитные поля16,17, которые мешают их реакциям на гравитацию9. Поэтому обновленный анализ гравитаксиса, который защищает от других переменных окружающей среды, важен для анализа механизмов этого сенсорного процесса.

В настоящем протоколе описан анализ для наблюдения Caenorhabditis gravitaxis. Установка для этого исследования частично основана на методе, разработанном для изучения нервно-мышечной целостности18,19. Личинки Dauer культивируют и изолируют с помощью стандартных процедур20. Затем они вводятся в камеры, изготовленные из двух серологических пипеток по 5 мл, наполненных агаром. Эти камеры могут быть ориентированы вертикально или горизонтально и помещены в темную клетку Фарадея на 12-24 часа для защиты от света и электромагнитных полей. Местоположение каждого червя в камерах регистрируется и сравнивается с вертикальными такси эталонного штамма, такого как C. elegans N2.

протокол

Штаммами, используемыми в настоящем исследовании, являются C. elegans (N2) и C. briggsae (AF16) (см. Таблицу материалов). Для каждого анализа использовалась разнополая популяция дауэров.

1. Подготовка камеры

  1. Работайте в вытяжном шкафу. Настройте рабочее пространство с горелкой Бунзена, 1-2 бритвенными лезвиями, плоскогубцами, пинцетом и пластиковой режущей поверхностью (см. Таблицу материалов).
  2. Для каждой камеры соберите две серологические пипетки по 5 мл. Снимите ватную пробку с одной пипетки пинцетом. Держите лезвие бритвы над горелкой Бунзена до нагревания плоскогубцами. Используйте нагретое лезвие, чтобы отрезать конический конец второй пипетки так, чтобы вся пипетка имела равномерный диаметр (рисунок 1A).
  3. Работая быстро, поднесите два модифицированных конца пипетки близко к пламени, слегка расплавив их. Соедините эти концы, плотно прижав их друг к другу, гарантируя, что стенки обеих пипеток непрерывны. Если после соединения видны какие-либо зазоры, разбейте их на части и повторите этот шаг (рисунок 1A,B).

2. Заполнение камер агаром

  1. Готовят NGM с 4% агаром в соответствии со стандартными глистными процедурами21. Пока агар еще расплавлен, заполните каждую камеру, прикрепив ее к серологическому пипетру и медленно вытягивая раствор. Запечатайте наконечник парафиновой пленкой перед извлечением камеры из пипетки. Уложите камеру плоско (параллельно столешнице) для охлаждения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Покрытие колбы пищевой пленкой (см. Таблицу материалов) после автоклавирования помогает предотвратить образование пузырьков в растворе18.
    1. Чтобы свести к минимуму любые изменения консистенции агара из-за неравномерного охлаждения, держите пипетку (см. Таблицу материалов) параллельно столешнице при составлении агара. Положите камеры плашмя на столешницу и дайте агару затвердеть перед перемещением.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Процент агара и медиаконтент могут быть адаптированы к эксперименту. 4% агар жестче, чем примерно 2% концентрация, используемая для заливки тарелок, и предотвращает проникновение червей через среду в наших руках. Тем не менее, другие экспериментаторы наблюдали роющее поведение взрослых червей в до 9% агара18,19.
  2. После охлаждения нагрейте 3-миллиметровый шестигранный ключ (или другой металлический инструмент того же размера, см. Таблица материалов) над горелкой Бунзена. Плотно вдавите его в стенку каждой камеры примерно на 5 мм в одну сторону от средней линии, создав небольшое отверстие в пластике (рисунок 1С). Используйте нагретое лезвие, чтобы удалить хлопчатобумажные и конические концы камеры и запечатать эти концы парафиновой пленкой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После приготовления каждая камера должна использоваться в течение 1 дня или храниться при температуре 4 °C в течение нескольких дней. Закройте все открытые отверстия парафиновой пленкой, чтобы предотвратить высыхание агара.

3. Выделение личинок дауэра

  1. За 10-15 дней до эксперимента разложите каждый штамм на 2-3 больших пластины NGM с бактериями OP50 и оберните парафиновой пленкой. Через 10-15 дней каждая пластина должна быть полностью голодна с тысячами личинок дауэра, присутствующих на агаре, стенках и крышках.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сделайте тарелки заранее, используя толстый рецепт OP50 для максимальной скученности (см. Таблицу материалов). Образование Дауэра также может быть индуцировано с помощью других методов, включая добавление феромонов или путем выращивания при более высоких температурах22.
  2. Собирайте червей, промыв крышки и пластины буфером M9 и пипеткой раствора в трубки центрифуги объемом 15 мл. Вращайте при 1 600 х г в течение 30-60 с при комнатной температуре и аспирируйте большую часть буфера M9 пипеткой или вакуумным аспиратором.
  3. Изолируйте дауэры, обрабатывая 1% SDS с последующим 30% градиентом флотации сахарозы в соответствии с ранее опубликованным отчетом20.
    1. Добавьте 7 мл 1% раствора SDS к каждой грануле червя. Оставьте червей в SDS на 30 мин; Непрерывно вращайте трубки в течение этого времени, чтобы обеспечить аэрацию. Смойте 3-5x с M9, чтобы удалить моющее средство.
    2. Далее добавляют 5 мл М9 с последующим 5 мл холодного, фильтрованного 60% раствора сахарозы. Тщательно перемешайте, а затем центрифугируйте при 1 600 х г в течение 5 мин при комнатной температуре, чтобы создать градиент разделения.
  4. Заполните новые 15 мл центрифужных трубок буфером M9 по 2 мл. Раздавите концы стеклянных пипеток Пастера, чтобы расширить отверстие, и используйте эти пипетки для переноса верхнего слоя раствора (содержащего изолированные дауэры) из градиента сахарозы в новые трубки. Промойте дауэры 3-5x с помощью M9.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этот момент в растворе будут находиться тысячи изолированных дауэров. Они могут быть использованы немедленно или поддерживаться аэрированными путем вращения в 5-7 мл M9 в течение ночи.

4. Добавление дауэров в камеру

  1. Центрифуги дают при 1 600 х г в течение 5 мин при комнатной температуре и аспирируют большую часть раствора М9 пипеткой или вакуумным аспиратором. Чтобы оценить плотность червей, вручную подсчитайте количество червей в трех отдельных каплях по 1 мкл под рассекающим микроскопом. Используйте среднее значение этих подсчетов, чтобы приблизить количество червей на мкл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые пипетки небольшого объема могут быть не в состоянии достичь дна 15-литровой центрифужной трубки; в этом случае концентрированную каплю червей можно перенести сначала на кусок парафиновой пленки.
  2. Вырежьте конец наконечника пипетки объемом 10, 20 или 200 мкл, чтобы расширить отверстие. Установите микропипетку на немного больший объем, чем предполагаемый объем аспирации. Аспирировать приблизительно 1-2 мкл концентрированного раствора червя (в идеале между 100-300 червями) и дать небольшому количеству воздуха войти в кончик.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Большое количество червей (1000+) в одной камере может увеличить диапазон пройденных расстояний из-за переполненности9.
  3. Осторожно вдавите наконечник пипетки в агар, одновременно нажимая на микропипетку. Это позволит создать место инъекции в агаре, не забивая наконечник. Отпустите червей в агар. Используйте парафиновую пленку, чтобы запечатать отверстие.

5. Бег и подсчет очков

ПРИМЕЧАНИЕ: Гравитаксис может быть протестирован в различных условиях, которые могут повлиять на поведение9.

  1. Чтобы устранить как можно больше переменных, поместите камеры в темную клетку Фарадея (см. Таблицу материалов) при комнатной температуре.
  2. Пометьте каждую камеру и повесьте ее вертикально в клетку Фарадея (выполните это с помощью этикетировочной ленты). Одновременное тестирование горизонтальных органов управления путем укладки некоторых камер в одинаковых условиях окружающей среды. Протестируйте экспериментальные штаммы против вертикально ориентированных червей N2 в качестве положительного контроля. Используйте горизонтально ориентированные камеры, содержащие N2 dauers, в качестве дополнительного отрицательного контроля.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Горизонтальные и вертикальные анализы должны выполняться в одной и той же обстановке в лаборатории, чтобы свести к минимуму изменчивость окружающей среды между двумя условиями. Большой инкубатор может быть использован для размещения обеих клеток Фарадея.
  3. Дауэры начинают рассеиваться от стартовой площадки через несколько часов и им требуется несколько часов, чтобы достичь обоих концов камеры. Оставьте камеры нетронутыми в течение этого времени и наберите в течение 12-24 ч после инъекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте паралитический (например, азид натрия) для обездвиживания червей, которые достигли концов камер. Поскольку общее распределение червей измеряется вместо индекса предпочтений (как в анализе с двумя вариантами выбора), азид натрия не нужен и может изменить результаты.
  4. Снимайте и забивайте камеры гравитаксиса по одной. Ищите живых дауэров под рассекающим микроскопом и отмечайте их местоположение чернилами (рисунок 1C,D). Не забивайте червей в пределах 2,5 см по обе стороны от места инъекции, так как эти черви вряд ли продемонстрируют направленное предпочтение.
    1. Кроме того, избегайте забивания червей, которые кажутся мертвыми или попадают в ловушку в жидкости. Выбросьте любые камеры, содержащие >50% мертвых или плавающих червей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После того, как камера была удалена из испытательной зоны, она должна быть быстро оценена на точность. Дауэры должны быть видны только между поверхностью агара и стенкой пипетки. Если наблюдается закапывающее поведение, рассмотрите возможность увеличения концентрации агара в будущих анализах.
  5. Чтобы количественно оценить результаты, используйте маркер, чтобы разделить каждую половину камеры на семь секций по 3,5 см, начиная с расстояния 2,5 см от места инъекции (на некоторых пипетках объем 3,5 см = 1 мл). Используйте ручной счетчик (см. Таблицу материалов), чтобы подсчитать количество червей, наблюдаемых в каждом разделе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На каждой стороне начала координат должно быть семь секций, которые могут быть пронумерованы от -7 (снизу) до +7 (сверху). Эти числа должны соответствовать одному и тому же относительному расположению в зависимости от того, как были построены камеры; агар рисуется от конца -7 до конца +7 на шаге 2.

Результаты

Сравнение гравитаксиса между видами
Следуя процедуре, описанной выше, C. briggsae dauer gravitaxis можно сравнить с C. elegans gravitaxis и горизонтальными регуляторами. Вертикальное распределение (бордовый) C. briggsae dauers наклонено к вершинам камер, при этом большой процент червей дос?...

Обсуждение

Сравнение с предыдущими методами
В отличие от хемотаксиса, гравитаксис при кенорхабдите не может быть надежно обнаружен с использованием традиционной экспериментальной конструкции агаровой пластины. Стандартная чашка Петри имеет диаметр 150 мм, в результате чего тольк...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

Это исследование было поддержано исследовательскими грантами от Национальных институтов здравоохранения для JHR (#R01 5R01HD081266 и #R01GM141493). Некоторые штаммы были предоставлены CGC, который финансируется Управлением исследовательских инфраструктурных программ NIH (P40 OD010440). Мы хотели бы поблагодарить Прадипа Джоши (UCSB) за его редакционный вклад. Статистические консультации, предоставляемые UCSB DATALAB.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1% Sodium Dodecyl Sulfate solutionFrom stock 10% (w/v) SDS in DI water
15 mL Centrifuge tubesFalcon14-959-53A
3 mm Hex keyOther similar sized metal tools may be used
4% Agar in Normal Growth Medium (NGM) - 1 LPrior to autoclaving: 3 g NaCl, 40 g Agar, 2.5 g Peptone, 2 g Dextrose, 10 mL Uracil (2 mg/mL), 500 μL Cholesterol (10 mg/mL), 1 mL CaCl2, 962 mL DI water; After autoclaving: 24.5 mL Phosphate Buffer, 1 mL 1 MgSO4 (1 M), 1 mL Streptomycin (200 mg/mL)
5 mL Serological pipettesFisherbrandS68228CPolystyrene, not borosilicate glass
60% Cold sucrose solution60% sucrose (w/v) in DI water; sterilize by filtration (0.45 μm filter). Keep at 4 °C
AF16 C. briggsae or other experimental strainAvailable from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)
Bunsen burner
Cling-wrapFisherbrand22-305654
Clinical centrifuge
Disposable razor bladesFisherbrand12-640
Faraday cageCan be constructed using cardboard and aluminum foil; 30" L x 6" W x 26" H or larger
Ink markersSharpie or other brand for marking on plastic
Labeling tapeCarolina215620
M9 buffer22 mM KH2PO4, 42 mM Na2HPO4, 86 mM NaCl
N2 C. elegans strainAvailable from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)
NGM plates with OP501.7% (w/v) agar in NGM (see description: 4% agar in NGM). Seed with OP50
Paraffin filmBemis13-374-10
Plastic cutting board
Pliers
Rotating vertical mixerBTLab SYSTEMSBT913With 22 x 15 mL tube bar
Serological pipettorCorning357469
Stereo MicroscopeLaxcoS2103LS100
Tally counterULINEH-7350
Thick NGM/agar plate media - 1 LSee 4% Agar in NGM recipe; replace 40 g Agar with 20 g Agar
Tweezers

Ссылки

  1. Peterka, R. J. Sensory integration for human balance control. Handbook of Clinical Neurology. 159, 27-42 (2018).
  2. Lacquaniti, F., et al. Multisensory Integration and Internal Models for Sensing Gravity Effects in Primates. BioMed Research International. 2014, 61584 (2014).
  3. Bostwick, M., et al. Antagonistic inhibitory circuits integrate visual and gravitactic behaviors. Current Biology. 30 (4), 600-609 (2020).
  4. Ntefidou, M., Richter, P., Streb, C., Lebert, M., Hader, D. -. P. High light exposure leads to a sign change in gravitaxis of the flagellate Euglena gracilis. Journal of Gravitational Physiology. 9 (1), 277-278 (2002).
  5. Fedele, G., Green, E. W., Rosato, E., Kyriacou, C. P. An electromagnetic field disrupts negative geotaxis in Drosophila via a CRY-dependent pathway. Nature Communications. 5, 4391 (2014).
  6. Frézal, L., Félix, M. -. A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849 (2015).
  7. Lee, H., et al. a dispersal behavior of the nematode Caenorhabditis elegans, is regulated by IL2 neurons. Nature Neuroscience. 15 (1), 107-112 (2012).
  8. Okumura, E., Tanaka, R., Yoshiga, T. Negative gravitactic behavior of Caenorhabditis japonica dauer larvae. The Journal of Experimental Biology. 216, 1470-1474 (2013).
  9. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  10. Häder, D. -. P., Hemmersbach, R., Schwartzbach, S. D., Shigeoka, S. Gravitaxis in Euglena. Euglena: Biochemistry, Cell and Molecular Biology. , 237-266 (2017).
  11. Sun, Y., et al. TRPA channels distinguish gravity sensing from hearing in Johnston's organ. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (32), 13606-13611 (2009).
  12. Chen, W. -. L., Ko, H., Chuang, H. -. S., Raizen, D. M., Bau, H. H. Caenorhabditis elegans exhibits positive gravitaxis. BMC Biology. 19 (1), 186 (2021).
  13. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: Identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  14. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  15. Margie, O., Palmer, C., Chin-Sang, I. C. elegans chemotaxis assay. Journal of Visualized Experiments. (74), e50069 (2013).
  16. Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. S. Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans. Nature Neuroscience. 11 (8), 916-922 (2008).
  17. Vidal-Gadea, A., et al. Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans. eLife. 4, 07493 (2015).
  18. Bainbridge, C., Schuler, A., Vidal-Gadea, A. G. Method for the assessment of neuromuscular integrity and burrowing choice in vermiform animals. Journal of Neuroscience Methods. 264, 40-46 (2016).
  19. Beron, C., et al. The burrowing behavior of the nematode Caenorhabditis elegans: a new assay for the study of neuromuscular disorders. Genes, Brain and Behavior. 14 (4), 357-368 (2015).
  20. Ow, M. C., Hall, S. E. A Method for obtaining large populations of synchronized Caenorhabditis elegans dauer larvae. Methods in Molecular Biology. , 209-219 (2015).
  21. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An introduction to worm lab: from culturing worms to mutagenesis. Journal of Visualized Experiments. (47), e2293 (2011).
  22. Karp, X. Working with dauer larvae. WormBook. , 1-19 (2018).
  23. Dinno, A. Nonparametric pairwise multiple comparisons in independent groups using Dunn's test. The Stata Journal. 15 (1), 292-300 (2015).
  24. Gray, J. M., et al. Oxygen sensation and social feeding mediated by a C. elegans guanylate cyclase homologue. Nature. 430 (6997), 317-322 (2004).
  25. Goodman, M. B., Sengupta, P. How Caenorhabditis elegans senses mechanical stress, temperature, and other physical stimuli. Genetics. 212 (1), 25-51 (2019).
  26. Iliff, A. J., Xu, X. Z. S. C. elegans: a sensible model for sensory biology. Journal of Neurogenetics. 34 (3-4), 347-350 (2020).
  27. Russell, J., Vidal-Gadea, A. G., Makay, A., Lanam, C., Pierce-Shimomura, J. T. Humidity sensation requires both mechanosensory and thermosensory pathways in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (22), 8269-8274 (2014).
  28. Iliff, A. J., et al. The nematode C. elegans senses airborne sound. Neuron. 109 (22), 3633-3646 (2021).
  29. Metaxakis, A., Petratou, D., Tavernarakis, N. Multimodal sensory processing in Caenorhabditis elegans. Open Biology. 8 (6), 180049 (2018).
  30. Wicks, S., Rankin, C. Integration of mechanosensory stimuli in Caenorhabditis elegans. The Journal of Neuroscience. 15, 2434-2444 (1995).
  31. Chen, X., Chalfie, M. Modulation of C. elegans touch sensitivity is integrated at multiple levels. The Journal of Neuroscience. 34 (19), 6522-6536 (2014).
  32. Stockand, J. D., Eaton, B. A. Stimulus discrimination by the polymodal sensory neuron. Commun. Integrative Biology. 6 (2), 23469 (2013).
  33. Mackowetzky, K., Yoon, K. H., Mackowetzky, E. J., Waskiewicz, A. J. Development and evolution of the vestibular apparatuses of the inner ear. Journal of Anatomy. 239 (4), 801-828 (2021).
  34. Eppsteiner, R. W., Smith, R. J. H. Genetic disorders of the vestibular system. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (5), 397-402 (2011).
  35. Roman-Naranjo, P., Gallego-Martinez, A., Lopez Escamez, J. A. Genetics of vestibular syndromes. Current Opinion in Neurology. 31 (1), 105-110 (2018).
  36. Mei, C., et al. Genetics and the individualized therapy of vestibular disorders. Frontiers in Neurology. 12, 633207 (2021).
  37. Weghorst, F. P., Cramer, K. S. The evolution of hearing and balance. eLife. 8, 44567 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

183

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены