JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом протоколе описывается метод создания мышиной модели силикоза путем многократного воздействия кремнеземных суспензий через назальную капельницу. Данная модель позволяет эффективно, удобно и гибко имитировать патологический процесс силикоза человека с высокой повторяемостью и экономичностью.

Аннотация

Силикоз может быть вызван воздействием респираторной кристаллической кварцевой пыли (CSD) в промышленной среде. Патофизиология, скрининг и лечение силикоза у людей были тщательно изучены с использованием модели силикоза у мышей. Многократно заставляя мышей вдыхать CSD в легкие, мыши могут имитировать клинические симптомы силикоза человека. Эта методика практична и эффективна с точки зрения времени и производительности и не вызывает механических травм верхних дыхательных путей из-за хирургического вмешательства. Кроме того, эта модель может успешно имитировать острый/хронический трансформационный процесс силикоза. Основные процедуры заключались в следующем. Стерилизованный порошок CSD размером 1-5 мкм полностью измельчали, суспендировали в физиологическом растворе и диспергировали на ультразвуковой водяной бане в течение 30 мин. Мыши под анестезией, индуцированной изофлураном, переключались с поверхностного быстрого дыхания на глубокую, медленную аспирацию примерно на 2 с. Мышь помещалась в ладонь, и кончик большого пальца осторожно касался края губы челюсти мыши, чтобы выпрямить дыхательные пути. После каждого выдоха мыши вдыхали кремнеземную суспензию капля за каплей через одну ноздрю, завершая процесс в течение 4-8 с. После того, как дыхание мышей стабилизировалось, их грудную клетку поглаживали и ласкали, чтобы предотвратить откашливание вдыхаемого CSD. Затем мышей вернули в клетку. В заключение, эта модель может количественно оценить БКД вдоль типичного физиологического прохождения крошечных частиц в легкие, от верхних дыхательных путей до терминальных бронхиол и альвеол. Он также может воспроизводить повторяющееся воздействие на сотрудников из-за работы. Модель может быть выполнена одним человеком и не нуждается в дорогостоящем оборудовании. Он удобно и эффективно моделирует особенности заболевания силикоза человека с высокой повторяемостью.

Введение

Рабочие неизбежно подвергаются воздействию нерегулярной кристаллической кварцевой пыли (CSD), которая может вдыхаться и является более токсичной во многих профессиональных контекстах, включая горнодобывающую промышленность, гончарное производство, обработку стекла, кварца и бетона 1,2. Хроническое вдыхание пыли, известное как силикоз, вызывает прогрессирующий фиброз легких3. Согласно эпидемиологическим данным, заболеваемость силикозом снижается во всем мире на протяжении последних нескольких десятилетий, но в последние годы он растет и поражает молодых людей 4,5,6. Основной механизм силикоза представляет собой серьезную проблему для научных исследований из-за его коварного начала и длительного инкубационного периода. До сих пор неизвестно, как развивается силикоз. Кроме того, никакие современные лекарства не могут остановить прогрессирование силикоза и обратить вспять фиброз легких.

Современные мышиные модели силикоза предполагают проглатывание трахеей смешанной суспензии БСД. Например, введение CSD в легкие путем принятия травмы шейного отдела трахеи после анестезии не соответствует повторному воздействию на человека красящей пыли7. Влияние воздействия окружающей пыли на людей может быть изучено путем воздействия на них КСД в виде аэрозолей, что более точно отражает концентрации этого токсичного вещества в окружающей среде8. Тем не менее, КСД из окружающей среды не может быть просто вдыхаем непосредственно в легкие из-за уникальной физиологической структуры носа мыши9. Кроме того, оборудование, связанное с этой технологией, является дорогостоящим, что заставило исследователей пересмотреть модель силикозамышей 10. Вдыхая суспензию ЦСД через назальную капельницу пять раз в течение 2 недель, удалось построить динамическую модель силикоза. Эта модель стабильна и безопасна, а также проста в использовании. Важно отметить, что это исследование допускает повторное вдыхание КСД у мышей. Ожидается, что модель силикоза мыши, созданная с помощью этой процедуры, будет более полезна для исследовательских нужд.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все процедуры соответствовали рекомендациям Руководства Национальных институтов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных (публикация NIH No 8023, пересмотренная в 1978 году) и были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию при Медицинской школе Аньхойского университета науки и технологий.

1. Содержание и кормление мышей

  1. Распределите 20 здоровых самцов мышей C57BL/6 в экспериментальную или транспортную группы в соотношении 1:1. Акклиматизируйте мышей к новой среде в течение 1 недели.
  2. Обеспечьте постоянное световое время 12 ч в сутки. Используйте переключатель управления временем для точного расчета времени.

2. Подготовка суспензии CSD

  1. Не менее чем за 1 сутки до капель из носа растирают диоксид кремния в агатовой ступке в течение 0,5 ч.
  2. Обратите внимание на размер и форму кристаллических частиц. Сделайте репрезентативные фотографии с помощью сканирующей электронной микроскопии (СЭМ).
    1. Используйте токопроводящую ленту для связывания частиц для подготовки образца для SEM. Используйте фен, чтобы аккуратно сдуть частицы кремния, которые не прочно связаны.
    2. Откачайте воду из камеры для образцов, включите высокое давление и сделайте снимок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Рабочее расстояние (WD) между линзой и образцом составляет 5,9 мм, ускоряющее напряжение — 2,0 кВ, а увеличение (Mag) — 100 000x при использовании детектора SignalA. Частицы диспергированы с неравномерной кристаллизацией, и примерно 80% имеют диаметр 1-5 мкм (рис. 1А).
  3. Приготовьте стерильную суспензию CSD в концентрации 20 мг/мл. Разбавьте CSD стерильным физиологическим раствором и смешайте с помощью ультразвукового шейкера (40 кГц, 80 Вт) при комнатной температуре (RT) в течение 30 минут.
  4. Тщательно перемешайте и перемешайте суспензию CSD на вихревом смесителе в течение 10 с, прежде чем вводить назальные капельницы.

3. Капельница из носа мыши

  1. Быстро обезболивайте мышь 2% изофлураном в дозе 3,6 мл/ч в наркозном аппарате (рис. 1B, левая панель).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анестезию следует проводить в вытяжном шкафу, чтобы избежать вдыхания анестетика техником. Обеспечьте достаточную глубину анестезии, наблюдая за переходом от учащенного и нерегулярного дыхания к медленному и устойчивому состоянию у мышей.
  2. Закапать 50 мкл CSD назально в течение 4-8 с (рис. 1B, справа).
    1. Для капельницы из носа поместите голову мыши на пястно-фаланговый сустав исследователя кончиком указательного пальца.
    2. Держите мышь в положении лежа, слегка согнув четыре пальца и слегка касаясь кончиком большого пальца нижней губы мыши, чтобы выпрямить дыхательные пути. Избегайте прикосновений к глотке, чтобы вызвать рвотный рефлекс.
    3. Аспирируйте 50 мкл жидкости с помощью пипетки на 200 мкл. Капните жидкость в носовую полость мыши в три-четыре приема, в зависимости от частоты дыхания мыши. Каждая инстилляция должна состоять из 15-20 мкл жидкости. Ставьте капельницы один раз в 3 дня, 5 раз в течение 12 дней. Обработайте контрольную мышь равным количеством физиологического раствора.
  3. Нежно помассируйте область сердца мыши 5-10 раз в течение 5 с.
    1. Придерживайте тело мыши ладонью, большим и указательным пальцами зажимайте кожу на задней части шеи, а остальными пальцами фиксируйте задние конечности мыши. Затем осторожно надавите указательным пальцем другой руки на область сердцебиения мыши 5-10 раз в течение 5 с.
  4. Когда дыхание мыши стабилизируется, поместите ее в клетку для восстановления с грелкой и наблюдайте, пока она не оправится от анестезии, затем верните мышь в домашнюю клетку. Принесите в жертву мышь на 31 день.

4. Забор легочной ткани и подготовка парафинового среза

  1. Введите 0,18 мл 10% хлоралгидрата внутрибрюшинно, следя за тем, чтобы мыши не реагировали на стимуляцию пальцев ног или хвоста (выполняемую с помощью зубчатых щипцов). Затем переходите к следующему шагу.
  2. Зафиксируйте конечности мыши на поролоновой тестовой доске и сбрызните 75% спиртом, чтобы смочить шерсть. Удалите большую часть грудных ребер по средней линии ключицы и откройте грудную полость мышей, чтобы обнажить сердце и легкие.
  3. Немедленно разрежьте правое предсердие офтальмологическими хирургическими ножницами и медленно введите 20 мл фосфатного буфера (PBS) от кончика сердца в районе левого предсердия с наибольшей амплитудой, чтобы обеспечить поток цельной крови. Затем удалите нижнюю долю правого легкого и храните ее при температуре -80 °C для анализа методом вестерн-блоттинга.
  4. Продолжайте перфузию 10 мл 4% параформальдегида (PFA) в том же месте после инъекции PBS. Соберите оставшееся легкое и сохраните образец в 30 мл 4% PFA для патологоанатомического анализа.
  5. Через 72 ч после фиксации образцы закапывают в парафин.
    1. Обезвоживают ткани с помощью дифференцированных серий разбавлений этанола (EtOH) в деионизированной воде (60%, 70%, 80%, 90%, 100%) в течение 1 ч каждое при RT. Очищают пробу в двух промывках ксилолом в течение 1 ч каждая.
    2. Пропитайте образцы расплавленным парафином, нагревая до 50 °С в течение 2 ч. Повторите этот процесс в другом цилиндре. Охладите восковые формы с салфетками в течение 1 ч для застывания.
    3. После того, как воск затвердеет и ткань будет вклеена, используйте парафиновую машину, чтобы нарезать ткань на 5 мкм. Точные этапы секционирования и монтажа направляющих были описаны ранее11.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Достаточная перфузия тканей показана при развитии мышечных подергиваний и скручивания хвоста в форме буквы «S» или сгибании после приема 10 мл 4% PFA.

5. Проведение окрашивания гематоксилином и эозином (ГЭ)

  1. Нагрейте залитые парафином ткани на горячей плите (60 °C) в течение более 4 часов, чтобы обеспечить адгезию к предметным стеклам и улучшить депарафинизацию.
  2. Депарафинизация и гидратация парафиновых срезов. Замочите предметные стекла с образцами в ксилоле 2 раза на 30 минут каждый раз. Затем опустите их в безводный этанол, затем 95%, 85%, 75% спирт и деионизированную воду на 5 минут соответственно.
  3. Выполняют окрашивание гематоксилином и эозином. Окрашивайте ткани в ведро для окрашивания гематоксилином в течение 10 минут. Промойте их слегка проточной водой в течение 5 минут. Затем опустите предметные стекла в ведро для окрашивания эозином на 10 с.
  4. Обезвоживают образцы в 75%, 85%, 95% и безводном этаноле в течение 5 мин каждый. Очистите участки ткани, погрузив их в ксилол на 5 минут. Запечатайте секцию примерно 60 мкл капель нейтральной смолы. Наденьте крышку на секцию и осторожно опустите ее, чтобы избежать пузырьков воздуха.

6. Выполнение окрашивания по Массону

  1. Депарафинизируйте и гидратируйте образцы парафина, как указано в шаге 5.2. Затем окрасьте ядра клеток 50% гематоксилином Вейгерта в течение 10 мин. Замочите ткань в кислом этиловом разжижении на 10 с и аккуратно промойте тканевые слайды проточной водой для воронения ядер.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Готовьте раствор для окрашивания гематоксилином Weigert непосредственно перед использованием.
  2. Образцы окрашивают каплями красного раствора Личунь красный (40 мкл на каждый предметный стеклянный предметной капли) в течение 7 мин и промывают слабым кислотным рабочим раствором (30% соляная кислота) в течение 1 мин для удаления несвязанного красного красителя Личунь.
  3. Опустите их в 95% спирт на 20 с и обезвоживайте 2 раза безводным этанолом в течение 1-3 секунд каждый. После этого очистите ткани ксилолом и запечатайте их 60 мкл капель нейтральной смолы, как указано в шаге 5.4.

7. Выполнение окрашивания Сириуса в красный цвет

  1. Удалите парафин и гидратируйте парафиновые срезы, как указано в шаге 5.2.
  2. Пропитайте срезы в течение 1 ч красящим раствором Sirius red.
  3. Окрашивают ядра клеток образцов в течение 8-10 мин раствором для окрашивания гематоксилином по Майеру. Аккуратно промойте их проточной водой в течение 10 минут. Затем обезвоживайте и очищайте тканевые предметные стекла. Запечатайте их, как указано в шаге 5.4.

8. Проведение иммуногистохимии

  1. Депарафинизируйте и гидратируйте образцы парафина, как описано в шаге 5.2.
  2. Инфильтрируйте образцы раствором для извлечения антигена ЭДТА в концентрации 3 мг/мл около 30 мл. Кипятить 20-30 мин. Промывают ткани деионизированной водой, а затем инкубируют их в фосфатно-буферном растворе, содержащем 0,5% Tween-20 (PBST), в течение 5 мин.
  3. Замочить образцы на 15 мин 0,3% раствором перекиси водорода для инактивации эндогенной пероксидазы в образцах. Мойте их 3 раза PBST в течение 5 минут каждый раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: 0,3% раствор перекиси водорода должен быть свежим в светонепроницаемой среде.
  4. Пермеабилизацию мембраны образцов в течение 15 мин 0,3% раствором Тритона-100. Затем блокируют 30-40 мкл 5% бычьего сывороточного альбумина (БСА) в течение 1 ч.
  5. Удалите блокирующий раствор. Добавьте разбавленные первичные антитела NF-κB (разведение 1:200) и CD68 (разведение 1:1000) и инкубируйте образцы в течение ночи при температуре 2-8 °C во влажной коробке для микроскопа с предметным стеклом ИГХ, чтобы предотвратить испарение и свет.
  6. На следующий день перенесите их в RT на 1 час. Затем вымойте их PBST 3 раза по 5 минут каждый.
  7. Инкубируют образцы в течение 1 ч во вторичных антителах, меченных пероксидазой хрена кроликов (соотношение разведения 1:500) при РТ и промывают их PBST 3x по 5 мин каждый.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как первичные, так и вторичные антитела были разбавлены 5% БСА.
  8. Инкубируют образцы с субстратом 3,3'-диаминобензидина (DAB), соответствующим меченному ферментом антителу, в течение 5-20 мин. Остановите реакцию деионизированной водой, когда будет достигнута оптимальная интенсивность окрашивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Раствор DAB должен быть приготовлен свежим и защищен от света. Реакцию развития цвета следует наблюдать в режиме реального времени под микроскопом, чтобы определить, когда следует прекратить окрашивание. Положительные образцы демонстрируют интенсивное окрашивание, в то время как отрицательные образцы не развивают цвет.
  9. Контрокрашивают образцы в течение 30 с гематоксилином Вейгерта. Далее промойте ткани под проточной водой в течение 1 мин. Затем обезвоживайте, очищайте и герметизируйте предметные стекла, как указано в шаге 5.4.

9. Проведение вестерн-блоттинг-анализа

  1. Лизируйте ткани легких для извлечения белков. К 20 мг легочной ткани добавляют 200 мкл рабочего раствора РИПА.
  2. Гомогенизируйте ткань на льду в течение 5 минут с помощью ручной электрической кофемолки и инкубируйте в течение 1 часа на льду при легком встряхивании. После этого гомогенат центрифугируют при 4 °C в течение 15 мин при 14 800 x g.
  3. Соберите надосадочную жидкость и определите концентрацию белка с помощью набора для анализа белка BCA. Приготовьте раствор для хранения белка с RIPA в концентрации белка 6 мкг/мкл. Добавьте 20 мкл 5-кратного загрузочного буфера к 80 мкл лизата белка. Нарушить структуру вторичного белка путем нагревания белоксодержащих пробирок микроцентрифуг в металлической ванне (100 °C) в течение 20 мин.
  4. После охлаждения в каждую пробирку наливают 100 мкл раствора для хранения белка и хранят образцы в холодильнике при температуре -80 °C. Перед электрофорезом разбавляют концентрацию белка до 2–3 мкг/мкл 1-кратным загрузочным буфером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Процесс экстракции белка должен выполняться на льду. Для рабочего раствора RIPA добавьте 1 мкл 100 мМ фенилметилсульфонилфторида (PMSF) к 99 мкл RIPA, чтобы ингибировать деградацию фосфорилированного белка.  Приготовьте 1-кратный загрузочный буфер, разбавив 5-кратный загрузочный буфер RIPA в соотношении 1:4.
  5. Добавьте по 20 мкг образцов в каждую лунку и запустите гель. Для 5% концентрированных гелей используйте 80 В в течение 20 минут, чтобы белки электрофорезировались с той же начальной точки. Для 10%-ных изолированных гелей запускают при 100 В в течение 1 ч, чтобы обеспечить максимальное разделение белков с разной молекулярной массой.
  6. Предварительно активируйте мембрану ПВДФ метанолом в течение 20 с. Перенос белков на мембрану ПВДФ методом мокрого переноса током 400 мА в течение 1-2 ч.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что резервуар для электрофореза и резервуар для электропереноса находятся горизонтально. Охладите весь резервуар льдом, так как в процессе мембранного переноса выделяется много тепла.
  7. Промывайте мембрану раствором TBST в течение 5 мин каждый раз, 5 раз. Затем перемешайте с 5% БСА или 5% обезжиренным молоком в течение 1 часа. Первичные антитела NF-κB (1:1000) и β-актин (1:1000) разбавляют 5% БСА. Погрузите полоски в раствор антител и осторожно встряхните их в течение ночи при температуре 2-8 °C.
  8. Вымойте полоски с помощью ПБСТ. Затем разбавляют конъюгированные пероксидазой хрена (HRP) козьи вторичные антитела к кроликам (1:10 000) и инкубируют их в разбавленном вторичном антителе в течение 1 ч при РТ при легком встряхивании.
  9. Приготовьте проявитель усиленной хемилюминесценции (ECL), капните его на полоску и инкубируйте в течение 3 минут.
  10. Экспонируйте полоску на гелевом тепловизоре в течение 20 секунд. Измерьте значение серого полоски, чтобы оценить уровень белка с помощью системного программного обеспечения. Используйте β-актин в качестве средства внутреннего контроля.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

С помощью предложенного метода исследован потенциальный патогенез силикоза у мышей. Мы обнаружили, что масса тела мышей в опытной группе значительно снизилась по сравнению с контрольной группой, и что масса тела медленно восстанавливалась после прекращения воздействия. Благодаря опт...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Модели силикоза на мышах имеют решающее значение для изучения патогенеза и лечения силикоза. В этом протоколе описан метод подготовки модели силикоза у мышей путем многократного назального воздействия. Этот метод позволяет изучать патологические особенности силикоза, индуцированны?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Это исследование было поддержано Инновационной программой университетской синергии провинции Аньхой (GXXT-2021-077) и Инновационным фондом выпускников Аньхойского университета науки и технологий (2021CX2120).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5 mL tubeBiosharpBS-05-M
10% formalin neutral fixativeNanchang Yulu Experimental Equipment Co.NA
Adobe IllustratorAdobe NA
Alcohol disinfectantXintai Kanyuan Disinfection Products Co.NA
CD68Abcamab125212
Citrate antigen retrieval solutionbiosharp life scienceBL619A
DAB chromogenic kitNJJCBioW026-1-1
Dimethyl benzeneWest Asia Chemical Technology (Shandong) CoNA
Enhanced BCA protein assay kitBeyotime BiotechnologyP0009
Hematoxylin and Eosin (H&E)Beyotime BiotechnologyC0105S
HRP substrateMillipore CorporationP90720
HRP-conjugated Affinipure Goat Anti-Rabbit IgG(H+L)ProteintechSa00001-2
Iceacetic acidWest Asia Chemical Technology (Shandong) CoNA
ImageJNIHNA
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22
Masson's Trichrome stain kitSolarbioG1340
MethanolMacklinNA
MicrotubesMilliporeAXYMCT150CS
NF-κB p65Cell Signaling Technology8242S
Oscillatory thermostatic metal bathAbsonNA
Paraffin embedding machinePrecision (Changzhou) Medical Equipment Co.PBM-A
Paraffin SlicerJinhua Kratai Instruments Co.NA
Phosphate buffer (PBS) BiosharpBL601A
Physiological saline The First People's Hospital of Huainan CityNA
PipettesEppendorfNA
PMSFBeyotime BiotechnologicalST505
Polarized light microscopeOlympusBX51
Precision balanceAcculabALC-110.4
Prism7.0GraphPad Version 7.0
PVDF membranesMillipore3010040001
RIPA lysis bufferBeyotime BiotechnologyP0013B
RODI IOT intelligent multifunctional water purification systemRSJRODI-220BN
Scilogex SK-D1807-E 3D ShakerScilogexNA
SDS-PAGE gel preparation kitBeyotime BiotechnologyP0012A
Silicon dioxidSigma#BCBV6865
Sirius red stainingNanjing SenBeiJia Biological Technology Co., Ltd.181012
Small animal anesthesia machineAnhui Yaokun Biotech Co., Ltd.ZL-04A
Universal Pipette Tips (0.1–10 µL)KIRGENKG1011
Universal Pipette Tips (100–1000 µL)KIRGENKG1313
Universal Pipette Tips (1–200 µL)KIRGENKG1212
Vortex mixer VWRNA
ZEISS GeminiSEM 500Zeiss GermanySEM 500
β-actinBiossbs-0061R

Ссылки

  1. Olsson, A., Kromhout, H. Occupational cancer burden: the contribution of exposure to process-generated substances at the workplace. Molecular Oncology. 15 (3), 753-763 (2021).
  2. The Lancet Respiratory. The world is failing on silicosis. The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283(2019).
  3. Weissman, D. N. Progressive massive fibrosis: An overview of the recent literature. Pharmacology & Therapeutics. 240, 108232(2022).
  4. Lancet, C. C., Yu, I. T., Chen, W. Silicosis. Lancet. 379 (9830), 2008-2018 (2012).
  5. Mazurek, J. M., Wood, J., Blackley, D. J., Weissman, D. N. Coal workers' pneumoconiosis-attributable years of potential life lost to life expectancy and potential life lost before age 65 years - United States, 1999-2016. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (30), 819-824 (2018).
  6. Voelker, R. Black Lung resurgence raises new challenges for coal country physicians. JAMA. 321 (1), 17-19 (2019).
  7. Nakashima, K., et al. Regulatory role of heme oxygenase-1 in silica-induced lung injury. Respiratory Research. 19 (1), 144(2018).
  8. Li, Y., et al. Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation. Veterinary Sciences. 9 (6), 251(2022).
  9. Salehi, F., et al. Immunological responses in C3H/HeJ mice following nose-only inhalation exposure to different sizes of beryllium metal particles. Journal of Applied Toxicology. 29 (1), 61-68 (2009).
  10. Yang, T., et al. Emodin suppresses silica-induced lung fibrosis by promoting Sirt1 signaling via direct contact. Molecular Medicine Reports. 14 (5), 4643-4649 (2016).
  11. Cornell, W. C., et al. Paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis. Journal of Visualized Experiments. (133), e57196(2018).
  12. Li, B., et al. A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose. Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).
  13. Mu, M., et al. Coal dust exposure triggers heterogeneity of transcriptional profiles in mouse pneumoconiosis and Vitamin D remedies. Particle and Fibre Toxicology. 19 (1), 7(2022).
  14. Kato, K., et al. Muc1 deficiency exacerbates pulmonary fibrosis in a mouse model of silicosis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (3), 1230-1235 (2017).
  15. Liu, F., et al. CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cells depletion may attenuate the development of silica-induced lung fibrosis in mice. PLoS One. 5 (11), 15404(2010).
  16. Mansouri, N., et al. Mesenchymal stromal cell exosomes prevent and revert experimental pulmonary fibrosis through modulation of monocyte phenotypes. JCI Insight. 4 (21), 128060(2019).
  17. Ohtsuka, Y., Wang, X. T., Saito, J., Ishida, T., Munakata, M. Genetic linkage analysis of pulmonary fibrotic response to silica in mice. The European Respiratory Journal. 28 (5), 1013-1019 (2006).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

191CSD

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены