JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Оценка анатомических различий между поперечными сечениями листьев C3 и C4 помогает понять эффективность фотосинтеза. В данной статье описывается подготовка и исследование срезов листьев от руки и полутонких листьев, а также предостережения при подготовке к выращиванию видов Triticum aestivum и Zea mays.

Аннотация

Повышенная эффективность фотосинтезаС4 по сравнению с механизмомС3 обусловлена его способностью концентрироватьСО2 в клетках оболочки пучка. Эффективность фотосинтезаC4 и эффективность использования воды напрямую связаны с долей клеток мезофилла и листьев пучка, размером и плотностью оболочек пучка, а также размером, плотностью и толщиной клеточной стенки клеток оболочки пучка. Быстрый микроскопический анализ этих признаков может быть выполнен на свободных и полутонких срезах с использованием обычной световой микроскопии, что позволяет получить ценную информацию об эффективности фотосинтеза в культурахC4 путем идентификации и изучения конкретных типов клеток. Кроме того, показаны ошибки при препарировании произвольных и полутонких срезов, которые влияют на анатомические измерения и диагноз типов клеток, а также о том, как их избежать. Этот микроскопический подход предлагает эффективные средства сбора информации о фотосинтетической акклиматизации к изменениям окружающей среды и помогает в быстром скрининге сельскохозяйственных культур для будущего климата.

Введение

Фотосинтез – это фундаментальный процесс, при котором световая энергия преобразуется в химическую, служащую краеугольным камнем наземных трофических сетей. Большинство растений следуют пути фотосинтезаC3, где основным продуктом фотосинтеза является трехуглеродное соединение глицерат-3-фосфат. Фотосинтез C3 развился более 2 миллиардов лет назад в атмосфере с большим количеством CO2 и низким содержанием O21. Ключевой фотосинтетический фермент рибулоза 1,5 бисфосфаткарбоксилаза/оксигеназа (Rubisco), который развился в этих условиях, является неоптимальным для современных условий с низким содержаниемCO2 и высокимO2, поскольку он конкурентно реагирует сO2, инициируяфотодыхание2. Фотодыхание — это расточительный путь, который потребляет энергию вместо того, чтобы производить ее и выделятьCO2 в качестве побочного продукта. Следовательно, крайне важно поддерживать высокую концентрациюCO2 вокруг Рубиско в хлоропластах для предотвращения оксигенации 3,4. Из-за неспособностирастений С3 концентрироватьСО2 происходит значительное снижение концентрацииСО2 из окружающего воздуха в хлоропласты, что ограничивает фотосинтез и влияет на рост растений и производство биомассы 2,5,6.

В растениях типаС3 фотосинтез ограничен поступлениемСО2 через устьица, его диффузией через мезофилл и биохимической активностью фотосинтетических ферментов. ПоступлениеCO2 в первую очередь ограничивается устьичной проводимостью, которая контролируется условиями окружающей среды, такими как температура воздуха и влажность. Затем CO2 диффундирует через внутреннюю газообразную и жидкую фазу листа в Rubisco7. У растений сС3 все стадии фотосинтеза происходят в хлоропластах клеток мезофилла, и растениям необходимо поддерживать постоянный притокСО2 из атмосферы в хлоропласты. Зависимость доступностиCO2 в хлоропластах от открытости устьиц, архитектуры мезофилла, а также индивидуальных характеристик клеток и хлоропластов делает растения восприимчивыми к ограничениям окружающей среды, которые в конечном итоге влияют на фотосинтез, таким как низкая доступность воды и высокие температуры 7,8,9,10, особенно подчеркивая их уязвимость к условиям изменения климата 11.

Учитывая проблемы, связанные с неэффективностью путиС3, а также ограничениями в поддержании оптимального уровняСО2 и восприимчивости к факторам окружающей среды, у некоторых растений развился другой путь – путь фотосинтезаС4. Характерно, что растенияС4 имеют два пространственно разделенных биохимических пути; Первоначальная фиксацияCO2 происходит в клетках мезофилла фосфоенолпируваткарбоксилазой, которая имеет более высокое сродство кCO2, чем Rubisco, а также обладает недостаточной активностью оксигенации. Образовавшийся продуктС4 далее транспортируется в клетки оболочки пучка, где он декарбоксилируется, аСО2 снова высвобождается и фиксируется Рубиско (фотосинтезС3)12,13,14. Большее сродство ПЭП-карбоксилазы кCO2 и толстые клеточные стенки клеток оболочки пучка позволяют концентрироватьCO2 в клетках оболочки пучка, и, таким образом, растенияC4 минимизируют фотодыхание за счет пространственной сегрегации фиксацииCO2 и цикла Кальвина. Принятие траектории C4 демонстрирует адаптивную реакцию природы на экологические ограничения, позволяя получить представление о потенциальных стратегиях повышения продуктивности и устойчивости сельскохозяйственных культур к изменяющимся климатическим условиям15.

Специализированная анатомия структуры листьев у растенийС4 характеризуется жилками, окруженными увеличенными клетками сосудистой оболочки пучка, содержащими хлоропласты, и с радиальным расположением клеток мезофилла во внешнем кольце, расположенном вокруг клеток оболочки пучка. Клетки мезофилла находятся в непосредственной близости от клеток оболочки пучка, что обеспечивает быстрый и непрерывный транспорт метаболитов между двумя типами клеток. Расположение этой ячейки типично для растений типаС4 и обозначается как анатомия Кранца16. У видов C3 специализация и расположение клеток мезофилла могут варьироваться, но клетки оболочки пучка заметно меньше и имеют несколько хлоропластов или вообще не имеют хлоропластов. Специфическая анатомия Кранца позволяет концентрироватьСО2 в хлоропластах в клетках оболочки пучка, где расположен С3-карбоксилирующий фермент Рубиско, эффективно препятствуя фотодыханию 4,17,18. Несмотря на кажущуюся сложность, эти изменения происходили независимо друг от друга несколько раз в эволюции покрытосеменных растений, что указывает на то, что это относительно возможный эволюционный путь 19,20,21, и было показано, что различные таксоны находятся на промежуточной стадии между метаболизмом углерода C3 и C 4, называемым C3-C 4 или C2. обладание способностью концентрироваться и повторно ассимилировать CO2 22,23,24,25.

Многие растенияC4 являются культурами с высоким экономическим значением, и генная инженерия культурC3, таких как рис, для повышения их устойчивости к изменению климата и обеспечения урожайности была темой интереса в последние десятилетия26,27. Тем не менее, инженерные усилия требуют детального понимания специализированной анатомии C4 и того, как она контролирует фотосинтез 2,28.

Установление анатомии Кранца C4 является предпосылкой для достижения амбициозной цели по созданию фотосинтеза C4 в культурах C3 25. Тем не менее, современное понимание регуляции анатомии Кранца и методов быстрого скрининга его ключевых анатомических признаков ограничено, что затрудняет идентификацию гибридных видов. Предыдущие исследования показали, что ключевые признаки, регулирующие эффективность фотосинтеза у растений типаС3 иС4, включают расстояние между жилками, диаметр комплекса оболочки пучка и размер клеток оболочки пучка14,29. Эти признаки могут быть легко отсеяны с помощью срезов от руки и количественно проанализированы с помощью полутонких срезов. В данной статье мы описываем метод оценки признаков, которые позволяют проводить диагностику анатомической дифференцировкиС3 иС4 с помощью перекрестной и световой микроскопии свободной руки, а именно площадь оболочки пучка, межжилковое расстояние и частоту появления вен.

протокол

1. Условия роста растений

  1. Выберите пшеницу (Triticum aestivum L. Var. Озимая пшеница, "Fredis") и кукурузу (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") в качестве представителейС3 иС 4 соответственно. Выращивайте оба вида растений в камере роста с контролируемой средой из семян.
  2. Поддерживайте относительную влажность воздуха на уровне 55% при температуре воздуха 25 °C/18 °C (день/ночь) с 12-часовым световым периодом. Поддерживайте плотность потока фотосинтетических фотонов (Q) на поверхности растений на уровне 1200 мкмоль/м2/с, чтобы представить их естественные условия произрастания. Выращивайте все растения при концентрацииCO2 в окружающей среде 400 моль/моль.
  3. Поливайте растения каждые2-й день дистиллированной водой и удобряйте раствором Хогланда через 10 дней после появления всходов. Выращивайте растения в заданных условиях в течение 60 дней и используйте полностью раскрывшиеся листья для микроскопических анализов.

2. Подготовка и просмотр разделов от руки

  1. Выберите по 3 зрелых нестареющих листа с каждого растения и держите их в дистиллированной воде. Используя новое одностороннее лезвие бритвы, сделайте один выравнивающий разрез, чтобы сформировать прямой угол с поверхностью листа, чтобы убедиться, что сечения имеют поперечное сечение, сделанное перпендикулярно поверхности листа.
  2. Поместите образец листа на стеклянную пластину на кусок стоматологического воска, чтобы стабилизировать образец и избежать скольжения. Режьте, перемещая лезвие прямо вниз по экземпляру листа, чтобы чисто прорезать ячейки. Срезы хранить в дистиллированной воде.
  3. Закрепите образцы на предметном стекле, поместив их на каплю воды и накрыв их стеклянным покровным стеклом для микроскопического просмотра и визуализации. Избегайте попадания пузырьков воздуха.
  4. Посмотрите на предметное стекло под микроскопом сложной подсветки с 10-кратным и 20-кратным увеличением. Сохраните изображения в соответствии с руководством по программному обеспечению вместе с соответствующим масштабом.

3. Подготовка полутонких срезов

  1. Вырежьте на стеклянной пластине участки размером приблизительно 3 мм х 5 мм из межреберных областей вдоль средней жилки из листьев как Z. mays, так и T. aestivum , как показано на этапе 2.2. Следите за тем, чтобы длина среза проходила вдоль волокон листа.
  2. Растительный материал поместить в шприц с 1 мл фиксирующего буфера (4% глутарового альдегида в 0,1 М фосфатном буфере, рН = 6,9, табл. 1).
  3. Держите шприц вертикально, удалите воздух, и, держа палец на кончике, накачайте шприц для создания вакуума. Повторяйте до тех пор, пока образцы не лягут на дно шприца, что указывает на успешную инфильтрацию.
  4. Переложите содержимое шприца в стеклянный флакон с этикеткой и храните при температуре 4 °C в течение 48 часов перед следующим этапом (Таблица 2).
  5. Для каждого флакона аккуратно снимите фиксатор с помощью пипетки и добавьте фосфатный буфер до тех пор, пока образец не будет покрыт. Оставить на 30 минут. Повторите этот шаг 3 раза.
  6. Удалите фосфатный буфер с помощью пипетки и добавьте тетраоксид осмия (ВНИМАНИЕ) до тех пор, пока образец не будет покрыт. Образцы и другие органические вещества станут черными. Используйте двойные перчатки. Оставить на 1 ч.
  7. Удалите предыдущий раствор с помощью пипетки и залейте образцы дистиллированной водой. Оставьте на 30 минут, повторите этот шаг 3 раза и надевайте двойные перчатки.
  8. Удалите предыдущий раствор с помощью пипетки и накройте образцы дистиллированным водно-этаноловым раствором 50/50. Оставить на 30 минут. Повторите этот шаг с дистиллированными водно-этаноловыми растворами в следующих сериях: 30/70, 20/80, 10/90 и 2x со 100% этанолом. Образцы в любом из этих растворов можно оставить на ночь при температуре 4 °C.
  9. Удалите предыдущий раствор с помощью пипетки и залейте образцы на 1/3 раствором смолы-этанола. Выложите образцы на тарелку миксера и оставьте на 2 часа. Повторите этот шаг с растворами смолы и этанола в следующих сериях: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 и 2x со 100% смолой. Образцы в любом из этих растворов можно оставить на ночь при температуре 4 °C.
  10. Закройте полости плоской закладной формы (16 полостей, размеры полости: 14 Д x 4,8 Ш x 3 Г (мм)) 100% смолой и поместите образцы на один конец полости. Подготовьте бумажные этикетки, написанные карандашом, для каждого образца и поместите их на другой конец полости.
  11. Полностью заполните все полости 100% смолой и расправьте образцы и этикетки, если они переместились. Накройте форму закладной пленкой и полимеризуйте в духовке в соответствии с рекомендациями по продукту из акриловой смолы.
  12. Установите полимеризованный блок с образцом в держатель образца ультрамикротома. Обрежьте блок с помощью грубого ножа для стекла до тех пор, пока ткань не станет видимой и не будут устранены излишки смолы.
  13. Полутонкие срезы разрежьте поперечно (1 мкм) с помощью стеклянного или алмазного ножа. Соберите срезы с помощью металлической петли для прививки от поверхности воды и поместите их на предметное стекло. Высушите предметное стекло на горячей плите (60 °C), чтобы зафиксировать секции на стекле.
  14. Неподвижные участки окрашивать толуидиновым синим (1% водным раствором) в течение 5 с перед промыванием дистиллированной водой и повторной сушкой на горячей плите.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что процесс химической фиксации выполняется под вытяжным шкафом. Стеклянные ножи следует периодически заменять, чтобы обеспечить острые надрезы, которые позволяют получать срезы без разрывов и искажений.

4. Визуализация образцов

  1. Визуализация срезов свежей листвы
    1. Настройте составной световой микроскоп с помощью прилагаемого программного обеспечения в соответствии с инструкцией.
    2. Поставьте предметное стекло на сцену. Отрегулируйте окуляр и просмотрите разрез с 10-кратным увеличением для получения обзора, затем с 20-кратным и 40-кратным увеличением объективов.
    3. На каждой цели перемещайтесь по каналу «Трансляция», сосредоточьтесь на интересующей области и найдите клетки оболочки пучка вокруг вены.
    4. Сфокусировавшись, нажмите кнопку «Заморозить » и добавьте масштаб, нажав кнопку «Масштабная линейка » на вкладке «Инструменты». Сохраните изображение в формате . Формат TIF для анализа изображений.
  2. Визуализация инфильтрированных смолой срезов
    1. Настройте автоматический световой микроскоп в сочетании с прилагаемым программным обеспечением на компьютере.
    2. Загрузите прозрачный канал и поместите предметное стекло на предметный столик микроскопа. Сфокусируйтесь на участке с помощью 40-кратного увеличения объектива и отрегулируйте яркость, чтобы убедиться, что все клеточные структуры видны.
    3. Установите область расположения сечения с помощью функции навигатора, чтобы убедиться, что изображен весь раздел, и нажмите кнопку « Сшить ».
    4. Нажмите «Готово», а затем «Пуск», чтобы микроскоп мог получить изображение всего разреза. Откройте программное обеспечение для анализа изображений и откройте плитки, снятые микроскопом.
    5. С помощью функции «Выровнять» убедитесь, что плитки не перекрываются. После создания изображения отрегулируйте расположение, яркость и поворот с помощью вкладки «Настройка».
    6. Распечатайте масштаб на изображении перед сохранением в формате . Формат TIF.
  3. Анатомические измерения с помощью программного обеспечения ImageJ
    1. Откройте программу ImageJ и загрузите изображение, перетащив его в окно.
    2. С помощью инструмента «Линия» откалибруйте масштаб следующим образом: нарисуйте линию над масштабной линейкой, выберите «Анализ» > «Установить масштаб», измените известное расстояние до длины масштабной линейки и измените единицу измерения длины на правильную единицу измерения.
    3. Измерьте предполагаемый признак, выбрав инструмент Линия (Line Tool), проведя линию через область интереса и нажав клавишу M .
    4. Для измерения площади выберите инструмент «Выделение полигона » и нарисуйте вокруг интересующей ткани. Завершите нажатием клавиши M . Измерения отображаются в виде всплывающего окна, которое можно скопировать в электронную таблицу для дальнейшего анализа данных.

Результаты

На рисунке 1А показана правильная ориентация для среза листа как для свежего среза, так и для световой микроскопии. Метод вырезания свежих срезов с помощью односторонней бритвы и листа стоматологического воска можно увидеть на рисунке 1В. Полученные сеч?...

Обсуждение

В этой статье мы обсудим как количественные, так и качественные методы измерения анатомии листьев и способы их оптимизации. Кроме того, методология применяется к репрезентативным видам сельскохозяйственных культур, чтобы определить, какие анатомические признаки являются наиболее по?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Авторы выражают признательность Программе Европейского Союза H2020 (проект GAIN4CROPS, ГА No 862087). Центр передового опыта «Агроэкология AgroCropFuture и новые культуры в климате будущего» финансируется Министерством образования и науки Эстонии. Мы хотели бы поблагодарить профессора Эвелин Лойт-Харро за предоставление семян T. aestivum и Z. mays, Паулу Палмет и Вайко Вайнолу за помощь в подготовке срезов листьев, а также Жуана Паулу де Силва Соузу за помощь в анализе. Все изображения были получены в микроскопическом подразделении Эстонского университета естественных наук в рамках различных проектов.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Danger: Highly inflammable liquid and vapour.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Danger: Fatal if inhaled. Toxic if swallowed. Causes severe skin burns and eye damage. May cause respiratory irritation. Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Danger: Causes skin irritation. Causes severe eye irritation May cause respiratory irritation. May cause drowsiness or dizziness Wear protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Danger: Fatal if swallowed, in contact with skin or if inhaled. Causes severe skin burns and eye damage Wear double protective gloves, protective clothing, eyes and face protection.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4 . 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

Ссылки

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92 (2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478 (2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818 (2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618 (2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592 (2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485 (2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505 (2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14 (2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, &. #. 2. 2. 0. ;., Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE209C4Triticum aestivumZea Mays

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены