JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Neuroscience

Analyse van de ontwikkelingslanden Tooth Germ Innervatie behulp van microfluïdische co-cultuur apparaten

Published: August 14th, 2015

DOI:

10.3791/53114

1Institute of Oral Biology, Unit of Orofacial Development and Regeneration, University of Zurich

Co-cultures represent a valuable method to study the interactions between nerves and target tissues and organs. Microfluidic systems allow co-culturing ganglia and whole developing organs or tissues in different culture media, thus representing a valuable tool for the in vitro study of the crosstalk between neurons and their targets.

Innervatie speelt een belangrijke rol in de ontwikkeling, homeostase en regeneratie van organen en weefsels. Echter, de mechanismen die ten grondslag liggen aan deze fenomenen zijn nog niet goed begrepen. In het bijzonder is de rol van innervatie bij tandontwikkeling en regeneratie verwaarloosd.

Verscheidene in vivo studies hebben belangrijke informatie over de patronen van innervatie van tandheelkundige weefsels die tijdens de ontwikkeling en herstelprocessen van verschillende diermodellen. De meeste van deze benaderingen niet optimaal om de moleculaire basis van de interactie tussen zenuwvezels en target organen en weefsels te benadrukken.

Co-culturen vormen een waardevolle methode te onderzoeken en te manipuleren de interacties tussen zenuwvezels en tanden in een gecontroleerde en geïsoleerde omgeving. In de laatste decennia zijn conventionele co-kweken met hetzelfde kweekmedium uitgevoerd voor zeer korte perioden (bijvoorbeeld twee dagen)naar de aantrekkelijke of afstotende effecten van de ontwikkeling van orale en tandheelkundige weefsels op sensorische zenuwvezels te onderzoeken. Echter, is verlenging van de kweekperiode vereist om de effecten van innervatie voor tanden morfogenese en cytodifferentiation onderzoeken.

Microfluidics systemen maken co-culturen van neuronen en verschillende celtypes in de juiste cultuur media. We hebben onlangs aangetoond dat trigeminale ganglia (TG) en tanden kunnen overleven gedurende langere tijd bij co-gekweekt in microfluïdische inrichtingen, en voeren zij deze omstandigheden dezelfde innervatie patroon dat ze tonen in vivo.

Op basis hiervan beschrijven we hoe te isoleren en co-cultuur ontwikkelt trigeminale ganglia en tandkiemen in een microfluïdische co-cultuur system.This protocol beschrijft een eenvoudige en flexibele manier om co-cultuur ganglia / zenuwen en doelweefsels en de rollen bestuderen specifieke moleculen op dergelijke interacties in een controlled en geïsoleerde omgeving.

Innervatie speelt een belangrijke rol in de ontwikkeling, homeostase en regeneratie van organen en weefsels 1,2. Bovendien is innervatie betrokken bij de regulatie van stamcel proliferatie, activering en differentiatie 3-5. Inderdaad, recent studies uitgevoerd in weefsels van het orofaciale complex gebleken dat parasympathische zenuwen noodzakelijk epitheliale stamcellen functie dat bij de ontwikkeling en regeneratie van de speekselklieren 6,7. Evenzo is aangetoond dat innervatie noodzakelijk is voor de ontwikkeling en instandhouding van smaakpapillen 8-11. Het is dus belangrijk om de nog verwaarloosde rol van innervatie in....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle muizen werden onderhouden en behandeld volgens de Zwitserse Animal Welfare wet en in overeenstemming met de voorschriften van de kantonrechter Veterinair Bureau, Zürich.

1. Voorbereiding van de Dissection Material, Cultuur Media, microfluïdische apparaten

  1. Autoclaaf micro-dissectie pincet en een schaar (121 ° C, sterilisatie: 20 min) en bewaar ze in een steriele container.
  2. Steriliseer dekglaasjes (24 mm x 24 mm) door te incuberen in 1 M HCl gedurende 24 uur op een.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Deze resultaten tonen aan dat geïsoleerde trigeminale ganglia kan groeien in een compartiment van de microfluïdische inrichting en bovendien, dat de ontwikkeling van de geïsoleerde tandkiemen blijft gedurende langere tijd in het andere compartiment van de microfluïdische apparaat. Verschillende kweekmedia worden in de twee compartimenten en de microgroeven tussen de twee compartimenten mogelijk verlenging van axon van het trigeminale ganglion tegenover de ontwikkelingslanden tandkiemen. Figuur 3 is .......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vorige in vitro studies van de tand innervatie waren gebaseerd op conventionele co-culturen van de ganglia semilunares en tandheelkundige weefsels of cellen 26,28,29. Deze studies werden uitgevoerd om vooral de aantrekkelijke effecten van deze cellen of weefsels voor sensorische axons 38 onderzoeken. Hoewel het brengen van significante vooruitgang in het veld, werden verschillende technische kwesties. Tooth kiemen beginnen te ontaarden na enkele dagen van de cultuur 37. Op basis.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

The work was funded by the University of Zurich. The authors would like to thank Estrela Neto and Dr. Meriem Lamghari for helping in establishing the co-culture conditions.

....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
AXIS Axon Isolation DevicesMilliporeAX15010-TCMicrochannels of different lenght are available
LamininSigma AldrichL2020
NeurobasalGibco21103-049
B27Gibco17504
Recombinant Mouse beta-NGFR&D Systems1156-NG-100Human and Rat beta-NGF (R&D Systems) are equivalent
DMEM-F12Gibco11320-033

  1. Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).
  2. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends in neurosciences. 35 (11), 691-699 (2012).
  3. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).
  4. Katayama, Y., Battista, M., et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 124 (2), 407-421 (2006).
  5. Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis. Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).
  6. Knox, S. M., Lombaert, I. M. a., Reed, X., Vitale-Cross, L., Gutkind, J. S., Hoffman, M. P. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science(New York, N.Y.). 329 (5999), 1645-1647 (2010).
  7. Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494 (2013).
  8. Oakley, B., Witt, M. Building sensory receptors on the tongue. Journal of neurocytology. 33 (6), 631-646 (2004).
  9. Oakley, B., Brandemihl, A., Cooper, D., Lau, D., Lawton, A., Zhang, C. The morphogenesis of mouse vallate gustatory epithelium and taste buds requires BDNF-dependent taste neurons. Brain research. Developmental brain research. 105 (1), 85-96 (1998).
  10. Sun, H., Oakley, B. Development of anterior gustatory epithelia in the palate and tongue requires epidermal growth factor receptor. Developmental biology. 242 (1), 31-43 (2002).
  11. Mistretta, C. M., Goosens, K. a., Farinas, I., Reichardt, L. F. Alterations in size, number, and morphology of gustatory papillae and taste buds in BDNF null mutant mice demonstrate neural dependence of developing taste organs. The Journal of comparative neurology. 409 (1), 13-24 (1999).
  12. Mitsiadis, T. a., Graf, D. Cell fate determination during tooth development and regeneration. Birth defects research. Part C, Embryo today reviews. 87 (3), 199-211 (2009).
  13. Mohamed, S. S., Atkinson, M. E. A histological study of the innervation of developing mouse teeth. Journal of anatomy. 136 (Pt 4), 735-749 (1983).
  14. Luukko, K. Immunohistochemical localization of nerve fibres during development of embryonic rat molar using peripherin and protein gene product 9.5 antibodies. Archives of oral biology. 42 (3), 189-195 (1997).
  15. Johnsen, D. Innervation of teeth: qualitative, quantitative, and developmental assessment. Journal of dental research. 64, 555-563 (1985).
  16. Mitsiadis, T. a., Dicou, E., Joffre, A., Magloire, H. Immunohistochemical localization of nerve growth factor (NGF) and NGF receptor (NGF-R) in the developing first molar tooth of the rat. Differentiation; research in biological diversity. 49 (1), 47-61 (1992).
  17. Mitsiadis, T. a., Luukko, K. Neurotrophins in odontogenesis. The International journal of developmental biology. 39 (1), 0214-6282 (1995).
  18. Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation. Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).
  19. Kettunen, P., Løes, S., et al. Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme. Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).
  20. Tuisku, F., Hildebrand, C. Evidence for a neural influence on tooth germ generation in a polyphyodont species. Developmental biology. 165, 1-9 (1994).
  21. Zhao, H., Feng, J., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell stem cell. 14 (2), 160-173 (2014).
  22. Kettunen, P., Kvinnsland, H., Luukko, K. Mouse rudimentary diastema tooth primordia are devoid of peripheral nerve fibers. Anatomy and embryology. 205 (3), 187-191 (2002).
  23. Lumsend, A., Buchanan, J. An experimental study of timing and topography of early tooth development in the mouse embryo. Archives of oral biology. , 301-311 (1986).
  24. Kollar, E., Lumsend, A. Tooth morphogenesis: the role of the innervation during induction and pattern formation. Journal de Biologia Buccale. 7 (1), 49-60 (1979).
  25. Luukko, K., Kettunen, P. Coordination of tooth morphogenesis and neuronal development through tissue interactions: lessons from mouse models. Experimental cell research. 325 (2), 72-77 (2014).
  26. Lillesaar, C., Eriksson, C., Johansson, C. S., Fried, K., Hildebrand, C. Tooth pulp tissue promotes neurite outgrowth from rat trigeminal ganglia in vitro. Journal of neurocytology. 28 (8), 663-670 (1999).
  27. Lumsend, A., Davies, A. M. Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature. 323 (9), 538-539 (1986).
  28. Lillesaar, C., Fried, K. Neurites from trigeminal ganglion explants grown in vitro are repelled or attracted by tooth-related tissues depending on developmental stage. Neuroscience. 125 (1), 149-161 (2004).
  29. Lillesaar, C., Eriksson, C., Fried, K. Rat tooth pulp cells elicit neurite growth from trigeminal neurones and express mRNAs for neurotrophic factors in vitro. Neuroscience letters. 308 (3), 161-164 (2001).
  30. Petrinovic, M. M., Duncan, C. S., et al. Neuronal Nogo-A regulates neurite fasciculation, branching and extension in the developing nervous system. Development(Cambridge, England). 137 (15), 2539-2550 (2010).
  31. Otsu, K., Fujiwara, N., Harada, H. Odontogenesis. Methods in Molecular Biology. 887, (2012).
  32. Mitsiadis, T. a., Drouin, J. Deletion of the Pitx1 genomic locus affects mandibular tooth morphogenesis and expression of the Barx1 and Tbx1 genes. Developmental biology. 313 (2), 887-896 (2008).
  33. Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
  34. Hosmane, S., Tegenge, M. A., et al. Toll/interleukin-1 receptor domain-containing adapter inducing interferon-β mediates microglial phagocytosis of degenerating axons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7745-7757 (2012).
  35. Delamarche, E., Tonna, N., Lovchik, R. D., Bianco, F., Matteoli, M. Pharmacology on microfluidics: multimodal analysis for studying celll-cell interaction. Current opinion in pharmacology. 13 (5), 821-828 (2013).
  36. Neto, E., Alves, C. J., et al. Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment. Integrative Biology. , (2014).
  37. Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation. Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).
  38. Connor, R., Tessier-Lavigne, M. Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons. Neuron. 24, 165-178 (1999).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved