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Neuroscience

Analisi di sviluppo di denti Germ innervazione Uso di dispositivi Microfluidic Co-cultura

Published: August 14th, 2015

DOI:

10.3791/53114

1Institute of Oral Biology, Unit of Orofacial Development and Regeneration, University of Zurich

Co-cultures represent a valuable method to study the interactions between nerves and target tissues and organs. Microfluidic systems allow co-culturing ganglia and whole developing organs or tissues in different culture media, thus representing a valuable tool for the in vitro study of the crosstalk between neurons and their targets.

Innervazione svolge un ruolo chiave nello sviluppo, omeostasi e la rigenerazione di organi e tessuti. Tuttavia, i meccanismi alla base di questi fenomeni non sono ancora ben compresi. In particolare, il ruolo di innervazione in sviluppo dentale e rigenerazione è trascurato.

Diversi studi in vivo hanno fornito importanti informazioni sui modelli di innervazione di tessuti dentali durante lo sviluppo e riparazione processi di vari modelli animali. Tuttavia, la maggior parte di questi approcci non sono ottimali per evidenziare le basi molecolari delle interazioni tra le fibre nervose e organi bersaglio e dei tessuti.

Co-culture costituiscono un valido metodo per indagare e manipolare le interazioni tra le fibre nervose e denti in un ambiente controllato e isolato. Negli ultimi decenni, co-colture convenzionali utilizzando lo stesso terreno di coltura sono stati effettuati per periodi molto brevi (ad esempio, due giorni)per studiare gli effetti di attrazione o repulsione di sviluppare tessuti orali e dentali su fibre nervose sensoriali. Tuttavia, l'estensione del periodo di coltura è necessario per studiare gli effetti del innervazione sul dente morfogenesi e citodifferenziazione.

Sistemi di microfluidica permettono co-colture di neuroni e diversi tipi di cellule nella loro terreni di coltura appropriati. Abbiamo recentemente dimostrato che gangli del trigemino (TG) ed i denti sono in grado di sopravvivere per un lungo periodo di tempo in cui co-coltivate in dispositivi microfluidici, e che mantengono in queste condizioni lo stesso modello innervazione che mostrano in vivo.

Su questa base, si descrive come isolare e co-coltura di sviluppo del trigemino gangli e dei denti germi in un protocollo di co-coltura microfluidica system.This descrive un modo semplice e flessibile di co-coltura gangli / nervi e tessuti bersaglio e per studiare i ruoli di molecole specifiche su tali interazioni in un controlled e ambiente isolato.

Innervazione svolge un ruolo chiave nello sviluppo, omeostasi e la rigenerazione di organi e tessuti 1,2. Inoltre, innervazione è coinvolto nella regolazione della proliferazione delle cellule staminali, la mobilitazione e la differenziazione 3-5. Infatti, recenti studi realizzati in tessuti del complesso orofacciale hanno dimostrato che i nervi parasimpatici sono necessari per la funzione epiteliali cellule progenitrici durante lo sviluppo e la rigenerazione delle ghiandole salivari 6,7. Analogamente, è stato dimostrato che innervazione è necessario per lo sviluppo e il mantenimento delle papille gustative 8 - 11. Pertanto....

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Tutti i topi sono stati mantenuti e gestiti secondo la Legge benessere degli animali svizzera e nel rispetto delle norme del ufficio cantonale di veterinaria, Zurigo.

1. Preparazione di dissezione Materiale, Cultura Media, dispositivi microfluidici

  1. Autoclave pinze micro-dissezione e forbici (121 ° C, tempo di sterilizzazione: 20 min) e conservarle in un contenitore sterile.
  2. Sterilizzare coprioggetto di vetro (24 mm x 24 mm) da loro incubazione in 1 M HCl per 24 ore in u.......

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Questi risultati mostrano che isolati gangli trigemini possono crescere in un compartimento del dispositivo microfluidico e, inoltre, che lo sviluppo dei germi isolati dente è mantenuta per un lungo periodo di tempo in altro compartimento del dispositivo microfluidico. Diversi terreni di coltura sono utilizzati nei due scomparti, e le microscolpiture tra i due compartimenti consentono estensione dell'assone dal ganglio trigeminale verso i germi di sviluppo dei denti. Figura 3 rappresenta una visual.......

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Precedente in studi in vitro di dente innervazione erano basati su co-colture convenzionali di gangli trigeminali e tessuti dentali o cellule 26,28,29. Sono stati condotti Questi studi per investigare principalmente gli effetti interessanti di queste cellule o tessuti di assoni sensoriali 38. Anche se portare significativi progressi nel campo, alcuni problemi tecnici sono state sollevate. Germi denti cominciano a degenerare dopo pochi giorni di coltura 37. Sulla base di.......

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The work was funded by the University of Zurich. The authors would like to thank Estrela Neto and Dr. Meriem Lamghari for helping in establishing the co-culture conditions.

....

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NameCompanyCatalog NumberComments
AXIS Axon Isolation DevicesMilliporeAX15010-TCMicrochannels of different lenght are available
LamininSigma AldrichL2020
NeurobasalGibco21103-049
B27Gibco17504
Recombinant Mouse beta-NGFR&D Systems1156-NG-100Human and Rat beta-NGF (R&D Systems) are equivalent
DMEM-F12Gibco11320-033

  1. Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).
  2. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends in neurosciences. 35 (11), 691-699 (2012).
  3. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).
  4. Katayama, Y., Battista, M., et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 124 (2), 407-421 (2006).
  5. Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis. Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).
  6. Knox, S. M., Lombaert, I. M. a., Reed, X., Vitale-Cross, L., Gutkind, J. S., Hoffman, M. P. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science(New York, N.Y.). 329 (5999), 1645-1647 (2010).
  7. Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494 (2013).
  8. Oakley, B., Witt, M. Building sensory receptors on the tongue. Journal of neurocytology. 33 (6), 631-646 (2004).
  9. Oakley, B., Brandemihl, A., Cooper, D., Lau, D., Lawton, A., Zhang, C. The morphogenesis of mouse vallate gustatory epithelium and taste buds requires BDNF-dependent taste neurons. Brain research. Developmental brain research. 105 (1), 85-96 (1998).
  10. Sun, H., Oakley, B. Development of anterior gustatory epithelia in the palate and tongue requires epidermal growth factor receptor. Developmental biology. 242 (1), 31-43 (2002).
  11. Mistretta, C. M., Goosens, K. a., Farinas, I., Reichardt, L. F. Alterations in size, number, and morphology of gustatory papillae and taste buds in BDNF null mutant mice demonstrate neural dependence of developing taste organs. The Journal of comparative neurology. 409 (1), 13-24 (1999).
  12. Mitsiadis, T. a., Graf, D. Cell fate determination during tooth development and regeneration. Birth defects research. Part C, Embryo today reviews. 87 (3), 199-211 (2009).
  13. Mohamed, S. S., Atkinson, M. E. A histological study of the innervation of developing mouse teeth. Journal of anatomy. 136 (Pt 4), 735-749 (1983).
  14. Luukko, K. Immunohistochemical localization of nerve fibres during development of embryonic rat molar using peripherin and protein gene product 9.5 antibodies. Archives of oral biology. 42 (3), 189-195 (1997).
  15. Johnsen, D. Innervation of teeth: qualitative, quantitative, and developmental assessment. Journal of dental research. 64, 555-563 (1985).
  16. Mitsiadis, T. a., Dicou, E., Joffre, A., Magloire, H. Immunohistochemical localization of nerve growth factor (NGF) and NGF receptor (NGF-R) in the developing first molar tooth of the rat. Differentiation; research in biological diversity. 49 (1), 47-61 (1992).
  17. Mitsiadis, T. a., Luukko, K. Neurotrophins in odontogenesis. The International journal of developmental biology. 39 (1), 0214-6282 (1995).
  18. Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation. Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).
  19. Kettunen, P., Løes, S., et al. Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme. Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).
  20. Tuisku, F., Hildebrand, C. Evidence for a neural influence on tooth germ generation in a polyphyodont species. Developmental biology. 165, 1-9 (1994).
  21. Zhao, H., Feng, J., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell stem cell. 14 (2), 160-173 (2014).
  22. Kettunen, P., Kvinnsland, H., Luukko, K. Mouse rudimentary diastema tooth primordia are devoid of peripheral nerve fibers. Anatomy and embryology. 205 (3), 187-191 (2002).
  23. Lumsend, A., Buchanan, J. An experimental study of timing and topography of early tooth development in the mouse embryo. Archives of oral biology. , 301-311 (1986).
  24. Kollar, E., Lumsend, A. Tooth morphogenesis: the role of the innervation during induction and pattern formation. Journal de Biologia Buccale. 7 (1), 49-60 (1979).
  25. Luukko, K., Kettunen, P. Coordination of tooth morphogenesis and neuronal development through tissue interactions: lessons from mouse models. Experimental cell research. 325 (2), 72-77 (2014).
  26. Lillesaar, C., Eriksson, C., Johansson, C. S., Fried, K., Hildebrand, C. Tooth pulp tissue promotes neurite outgrowth from rat trigeminal ganglia in vitro. Journal of neurocytology. 28 (8), 663-670 (1999).
  27. Lumsend, A., Davies, A. M. Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature. 323 (9), 538-539 (1986).
  28. Lillesaar, C., Fried, K. Neurites from trigeminal ganglion explants grown in vitro are repelled or attracted by tooth-related tissues depending on developmental stage. Neuroscience. 125 (1), 149-161 (2004).
  29. Lillesaar, C., Eriksson, C., Fried, K. Rat tooth pulp cells elicit neurite growth from trigeminal neurones and express mRNAs for neurotrophic factors in vitro. Neuroscience letters. 308 (3), 161-164 (2001).
  30. Petrinovic, M. M., Duncan, C. S., et al. Neuronal Nogo-A regulates neurite fasciculation, branching and extension in the developing nervous system. Development(Cambridge, England). 137 (15), 2539-2550 (2010).
  31. Otsu, K., Fujiwara, N., Harada, H. Odontogenesis. Methods in Molecular Biology. 887, (2012).
  32. Mitsiadis, T. a., Drouin, J. Deletion of the Pitx1 genomic locus affects mandibular tooth morphogenesis and expression of the Barx1 and Tbx1 genes. Developmental biology. 313 (2), 887-896 (2008).
  33. Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
  34. Hosmane, S., Tegenge, M. A., et al. Toll/interleukin-1 receptor domain-containing adapter inducing interferon-β mediates microglial phagocytosis of degenerating axons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7745-7757 (2012).
  35. Delamarche, E., Tonna, N., Lovchik, R. D., Bianco, F., Matteoli, M. Pharmacology on microfluidics: multimodal analysis for studying celll-cell interaction. Current opinion in pharmacology. 13 (5), 821-828 (2013).
  36. Neto, E., Alves, C. J., et al. Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment. Integrative Biology. , (2014).
  37. Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation. Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).
  38. Connor, R., Tessier-Lavigne, M. Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons. Neuron. 24, 165-178 (1999).

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