JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Neuroscience

Analyse av Utvikling Tooth Germ Innervasjon Bruke mikrofluid Co-kultur Devices

Published: August 14th, 2015

DOI:

10.3791/53114

1Institute of Oral Biology, Unit of Orofacial Development and Regeneration, University of Zurich

Co-cultures represent a valuable method to study the interactions between nerves and target tissues and organs. Microfluidic systems allow co-culturing ganglia and whole developing organs or tissues in different culture media, thus representing a valuable tool for the in vitro study of the crosstalk between neurons and their targets.

Innervering spiller en nøkkelrolle i utviklingen, homeostase og regenerering av organer og vev. Imidlertid er mekanismene bak disse fenomenene ikke godt forstått enda. Spesielt er rollen til innervasjon i tannutvikling og regenerering neglisjert.

Flere in vivo studier har gitt viktig informasjon om mønstre av innervasjon av tannvevet under utvikling og reparasjonsprosesser i ulike dyremodeller. Men de fleste av disse metodene er ikke optimalt å markere det molekylære grunnlaget for samspillet mellom nervefibrene og målet organer og vev.

Ko-kulturer utgjør en verdifull metode for å undersøke og manipulere samspillet mellom nervefibre og tenner i et kontrollert miljø, og isolert. I løpet av de siste tiårene har konvensjonelle ko-kulturer ved å bruke det samme dyrkningsmedium blitt utført for meget korte perioder (for eksempel to dager)å undersøke de attraktive eller frastøtende effekten av å utvikle muntlig og dental vev på sensoriske nervefibre. Imidlertid forlengelse av dyrkningsperioden er nødvendig for å undersøke effektene av innervasjon på tann morfogenese og cytodifferentiation.

Microfluidics systemer tillater co-kulturer av nevroner og ulike celletyper i sitt riktige dyrkingsmedier. Vi har nylig vist at trigeminal ganglia (TG), og tennene er i stand til å overleve i en lang tidsperiode når ko-dyrket i microfluidic anordninger, og at de opprettholder i slike forhold er det samme innervasjonen mønster som de viser in vivo.

På bakgrunn av dette vil vi beskrive hvordan å isolere og co-kulturen utvikler trigeminusgangliene og tann bakterier i en mikrofluid co-kultur system.This protokollen beskriver en enkel og fleksibel måte å co-kultur ganglia / nerver og målet vev og å studere roller av spesifikke molekyler på slike interaksjoner i en kontrolled og isolert miljø.

Innervering spiller en nøkkelrolle i utviklingen, homeostase og regenerering av organer og vev 1,2. Videre er innervasjon involvert i reguleringen av stamcelleproliferasjon, mobilisering og differensiering 3-5. Faktisk har nyere studier realisert i vev av orofacial kompleks vist at parasympatiske nervene er nødvendig for epitel stamceller funksjon under utvikling og regenerering av spyttkjertlene 6,7. Tilsvarende har det blitt demonstrert at innervasjon er nødvendig for utvikling og opprettholdelse av smaksløkene 8-11. Derfor er det viktig å analysere, men neglisjert roller innervasjon i utviklingen av andre viktige Orofaci....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alle mus ble opprettholdt og håndtert i henhold til den sveitsiske Animal Welfare Law og i samsvar med bestemmelsene i Cantonal Veterinærkontor, Zürich.

1. Utarbeidelse av Dissection Material, Culture Media, mikrofluid Devices

  1. Autoclave mikro-disseksjon pinsett og saks (121 ° C, sterilisering tid: 20 min), og lagre dem i en steril beholder.
  2. Steriliser dekkglass (24 mm x 24 mm) ved å inkubere dem i 1 M HCl i 24 timer på en orbital-rystemaskin ved 37 ° C. Vask dem t.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Disse resultatene viser at isolerte trigeminal ganglia kan vokse i et kammer av den mikrofluidanordningen, og i tillegg, at utviklingen av de isolerte tann bakterier opprettholdes i en lengre periode i den annen avdeling av mikrofluidanordningen. Forskjellige kulturmedier blir brukt i de to kamrene, og mikrorillene mellom de to kamrene tillater forlengelse av axon fra trigeminal ganglion mot utviklingstann bakteriene. Figur 3 viser en visualisering av neurofilament via immunfluorescens 37, i .......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Forrige in vitro studier av tann innervation var basert på konvensjonelle co-kulturer av trigeminal ganglia og dental vev eller celler 26,28,29. Disse undersøkelsene ble gjennomført for å undersøke hovedsakelig de attraktive effektene av disse celler eller vev på sensoriske aksoner 38. Selv bringe betydelige fremskritt i feltet, ble flere tekniske problemer hevet. Tann bakterier begynner å utarte etter noen dager med kultur 37. Basert på disse observasjonene, vokser neur.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

The work was funded by the University of Zurich. The authors would like to thank Estrela Neto and Dr. Meriem Lamghari for helping in establishing the co-culture conditions.

....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
AXIS Axon Isolation DevicesMilliporeAX15010-TCMicrochannels of different lenght are available
LamininSigma AldrichL2020
NeurobasalGibco21103-049
B27Gibco17504
Recombinant Mouse beta-NGFR&D Systems1156-NG-100Human and Rat beta-NGF (R&D Systems) are equivalent
DMEM-F12Gibco11320-033

  1. Pagella, P., Jiménez-Rojo, L., Mitsiadis, T. A. Roles of innervation in developing and regenerating orofacial tissues. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 71, 2241-2251 (2014).
  2. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends in neurosciences. 35 (11), 691-699 (2012).
  3. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell stem cell. 8 (5), 552-565 (2011).
  4. Katayama, Y., Battista, M., et al. Signals from the sympathetic nervous system regulate hematopoietic stem cell egress from bone marrow. Cell. 124 (2), 407-421 (2006).
  5. Fitch, S. R., Kimber, G. M., et al. Signaling from the sympathetic nervous system regulates hematopoietic stem cell emergence during embryogenesis. Cell stem cell. 11 (4), 554-566 (2012).
  6. Knox, S. M., Lombaert, I. M. a., Reed, X., Vitale-Cross, L., Gutkind, J. S., Hoffman, M. P. Parasympathetic innervation maintains epithelial progenitor cells during salivary organogenesis. Science(New York, N.Y.). 329 (5999), 1645-1647 (2010).
  7. Knox, S. M., Lombaert, I. M. A., et al. Parasympathetic stimulation improves epithelial organ regeneration. Nature communications. 4, 1494 (2013).
  8. Oakley, B., Witt, M. Building sensory receptors on the tongue. Journal of neurocytology. 33 (6), 631-646 (2004).
  9. Oakley, B., Brandemihl, A., Cooper, D., Lau, D., Lawton, A., Zhang, C. The morphogenesis of mouse vallate gustatory epithelium and taste buds requires BDNF-dependent taste neurons. Brain research. Developmental brain research. 105 (1), 85-96 (1998).
  10. Sun, H., Oakley, B. Development of anterior gustatory epithelia in the palate and tongue requires epidermal growth factor receptor. Developmental biology. 242 (1), 31-43 (2002).
  11. Mistretta, C. M., Goosens, K. a., Farinas, I., Reichardt, L. F. Alterations in size, number, and morphology of gustatory papillae and taste buds in BDNF null mutant mice demonstrate neural dependence of developing taste organs. The Journal of comparative neurology. 409 (1), 13-24 (1999).
  12. Mitsiadis, T. a., Graf, D. Cell fate determination during tooth development and regeneration. Birth defects research. Part C, Embryo today reviews. 87 (3), 199-211 (2009).
  13. Mohamed, S. S., Atkinson, M. E. A histological study of the innervation of developing mouse teeth. Journal of anatomy. 136 (Pt 4), 735-749 (1983).
  14. Luukko, K. Immunohistochemical localization of nerve fibres during development of embryonic rat molar using peripherin and protein gene product 9.5 antibodies. Archives of oral biology. 42 (3), 189-195 (1997).
  15. Johnsen, D. Innervation of teeth: qualitative, quantitative, and developmental assessment. Journal of dental research. 64, 555-563 (1985).
  16. Mitsiadis, T. a., Dicou, E., Joffre, A., Magloire, H. Immunohistochemical localization of nerve growth factor (NGF) and NGF receptor (NGF-R) in the developing first molar tooth of the rat. Differentiation; research in biological diversity. 49 (1), 47-61 (1992).
  17. Mitsiadis, T. a., Luukko, K. Neurotrophins in odontogenesis. The International journal of developmental biology. 39 (1), 0214-6282 (1995).
  18. Moe, K., Sijaona, A., Shrestha, A., Kettunen, P., Taniguchi, M., Luukko, K. Semaphorin 3A controls timing and patterning of the dental pulp innervation. Differentiation; research in biological diversity. 84 (5), 371-379 (2012).
  19. Kettunen, P., Løes, S., et al. Coordination of trigeminal axon navigation and patterning with tooth organ formation: epithelial-mesenchymal interactions and epithelial Wnt4 and Tgfbeta1 regulate semaphorin 3a expression in the dental mesenchyme. Development (Cambridge, England). 132 (2), 323-334 (2005).
  20. Tuisku, F., Hildebrand, C. Evidence for a neural influence on tooth germ generation in a polyphyodont species. Developmental biology. 165, 1-9 (1994).
  21. Zhao, H., Feng, J., et al. Secretion of shh by a neurovascular bundle niche supports mesenchymal stem cell homeostasis in the adult mouse incisor. Cell stem cell. 14 (2), 160-173 (2014).
  22. Kettunen, P., Kvinnsland, H., Luukko, K. Mouse rudimentary diastema tooth primordia are devoid of peripheral nerve fibers. Anatomy and embryology. 205 (3), 187-191 (2002).
  23. Lumsend, A., Buchanan, J. An experimental study of timing and topography of early tooth development in the mouse embryo. Archives of oral biology. , 301-311 (1986).
  24. Kollar, E., Lumsend, A. Tooth morphogenesis: the role of the innervation during induction and pattern formation. Journal de Biologia Buccale. 7 (1), 49-60 (1979).
  25. Luukko, K., Kettunen, P. Coordination of tooth morphogenesis and neuronal development through tissue interactions: lessons from mouse models. Experimental cell research. 325 (2), 72-77 (2014).
  26. Lillesaar, C., Eriksson, C., Johansson, C. S., Fried, K., Hildebrand, C. Tooth pulp tissue promotes neurite outgrowth from rat trigeminal ganglia in vitro. Journal of neurocytology. 28 (8), 663-670 (1999).
  27. Lumsend, A., Davies, A. M. Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature. 323 (9), 538-539 (1986).
  28. Lillesaar, C., Fried, K. Neurites from trigeminal ganglion explants grown in vitro are repelled or attracted by tooth-related tissues depending on developmental stage. Neuroscience. 125 (1), 149-161 (2004).
  29. Lillesaar, C., Eriksson, C., Fried, K. Rat tooth pulp cells elicit neurite growth from trigeminal neurones and express mRNAs for neurotrophic factors in vitro. Neuroscience letters. 308 (3), 161-164 (2001).
  30. Petrinovic, M. M., Duncan, C. S., et al. Neuronal Nogo-A regulates neurite fasciculation, branching and extension in the developing nervous system. Development(Cambridge, England). 137 (15), 2539-2550 (2010).
  31. Otsu, K., Fujiwara, N., Harada, H. Odontogenesis. Methods in Molecular Biology. 887, (2012).
  32. Mitsiadis, T. a., Drouin, J. Deletion of the Pitx1 genomic locus affects mandibular tooth morphogenesis and expression of the Barx1 and Tbx1 genes. Developmental biology. 313 (2), 887-896 (2008).
  33. Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic culture platform for neuroscience research. Nature protocols. 1 (4), 2128-2136 (2006).
  34. Hosmane, S., Tegenge, M. A., et al. Toll/interleukin-1 receptor domain-containing adapter inducing interferon-β mediates microglial phagocytosis of degenerating axons. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7745-7757 (2012).
  35. Delamarche, E., Tonna, N., Lovchik, R. D., Bianco, F., Matteoli, M. Pharmacology on microfluidics: multimodal analysis for studying celll-cell interaction. Current opinion in pharmacology. 13 (5), 821-828 (2013).
  36. Neto, E., Alves, C. J., et al. Sensory neurons and osteoblasts: close partners in a microfluidic environment. Integrative Biology. , (2014).
  37. Pagella, P., Neto, E., Jiménez-Rojo, L., Lamghari, M., Mitsiadis, T. A. Microfluidics co-culture systems for studying tooth innervation. Frontiers in physiology. 5 (August), (2014).
  38. Connor, R., Tessier-Lavigne, M. Identification of maxillary factor, a maxillary process-derived chemoattractant for developing trigeminal sensory axons. Neuron. 24, 165-178 (1999).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved